Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69201

⸱

14 listopada 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 2Institute of Medical Technology, Peking University Health Science Center, 3Department of MR Diagnosis, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 4Department of Neurology, The Second Affiliated Hospital of Harbin Medical University, 5Department of Clinical Nutrition, Harbin 242 Hospital

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół jasno definiujący kroki anastomozy głębokiego węzła chłonnego szyjnego lub jego naczynia aferentnego z tylną żyłą twarzową u szczura, aby zminimalizować wpływ innych zmiennych i ujednolicić prowadzenie badań chirurgicznych.

Streszczenie

Głęboka zespolenie w trybie limfatycznym szyjki macicy (dcLVA) stało się obiecującą strategią leczenia choroby Alzheimera (AD), oferując znaczące poprawy w porównaniu do obecnie ograniczonych opcji leczenia. Jednak mechanizm leżący u podstaw dcLVA pozostaje niejasny. Chociaż badania kliniczne trwają, modele zwierzęce symulujące dcLVA stanowią cenne narzędzie do badania jego mechanizmu. Celem tego badania jest opracowanie ustandaryzowanego protokołu tworzenia modeli dcLVA u zwierząt, aby ułatwić badania podstawowe i sprostać wyzwaniom klinicznym. Opisujemy procedury chirurgiczne oraz kluczowe kroki anastomozy głębokiego węzła chłonnego szyjnego (dcLN) oraz jego naczynia aferentnego limfatycznego (ALV) z tylną żyłą twarzową (PFV), szczegółowo opisując dwie odrębne metody chirurgiczne: głęboką anastomozę węzłów chłonno-żyłowych szyjnych (dcLnVA) oraz głęboką anastomozę naczyń limfatycznych szyjnych (dcLaVA). Poza promowaniem drenażu limfatycznego, porównanie tych dwóch metod chirurgicznych pomaga nam również zrozumieć i zbadać rolę głębokiego węzła chłonnego szyjnego i głębokiego układu limfatycznego szyjnego w patogenezie AD. Ogólnie rzecz biorąc, pełne i jasne przedstawienie zabiegu chirurgicznego oraz kluczowych punktów anatomicznych u szczura pomaga ujednolicić protokół chirurgiczny, co może minimalizować czynniki zakłócające i ograniczyć zmienność międzyeksperymentalną, tworząc solidne podstawy metodologiczne do głębszego zrozumienia zaangażowanych mechanizmów.

Wprowadzenie

Choroba Alzheimera (AD) to stopniowo postępujące zaburzenie neurodegeneracyjne, które często prowadzi do pogorszenia funkcji poznawczych. Charakterystyczne cechy patologiczne AD to płytki amyloid-beta (Aβ) oraz splątaniny neurofibrylarne, które powstają przez nieprawidłowo fosforylowane białka tau. Najnowsze badania nad układem limfatycznym mózgu otworzyły nowe możliwości terapeutyczne w leczeniu AD. System ten ułatwia odpływ Aβ z płynu śródmiąższowego (ISF) do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), a następnie do głębokich węzłów chłonnych szyjki przez naczynia limfatyczne oponowe (mLV)1. W 2024 roku zespół profesora Xie zgłosił pierwszy przypadek poprawy funkcji poznawczych u pacjenta z AD po głębokiej zespoleniu szyjki macicy (dcLVA) i następnie rozpoczął badanie kliniczne (NCT06530732)2.

Chociaż dcLVA jako nowatorskie podejście terapeutyczne w leczeniu AD oferuje obiecujące perspektywy dla pacjentów, precyzyjne mechanizmy leżące u podstaw jego efektów terapeutycznych wymagają dalszego wyjaśnienia3. Modele zwierzęce stanowią nieodłączną platformę do badania tych mechanizmów. Kompleksowe zrozumienie mechanizmów terapeutycznych dcLVA nie tylko pogłębi naszą wiedzę o patogenezie AD, ale także zoptymalizuje techniki chirurgiczne, wyjaśnia wskazania leczenia i ostatecznie przyniesie pacjentom większe korzyści kliniczne.

Zespół profesora Xie niedawno przedstawił model dcLVA, który wykazał wykonalność połączenia dopływów zewnętrznej żyły szyjnej z głębokim węzłem chłonnym szyjnym4. Jednak opis modelu wciąż nie jest wystarczający. Po pierwsze, opis głębokiego węzła chłonnego szyjnego (dcLN) i otaczającej go anatomii jest niewystarczający. Po drugie, nie ma obiektywnej, ilościowej oceny przechodności po operacji. Co ważniejsze, brakuje szczegółowych opisów etapów anastomozy dcLN i żył, a także jasnych i intuicyjnych zdjęć i filmów wygodnych do nauczania.

Biorąc pod uwagę, że technika ta obejmuje złożoną manipulację chirurgiczną oraz biorąc pod uwagę różnice anatomiczne między szczurami a ludźmi, różnice w procedurach chirurgicznych i szczegółach technicznych modeli szczurów mogą prowadzić do istotnych rozbieżności w wynikach eksperymentalnych. Dlatego zarówno kluczowe, jak i pilne jest jasne zilustrowanie istotnych punktów anatomicznych u szczurów oraz dostarczenie szczegółowych opisów technicznych procedury anastomozy. Takie działania są niezbędne do zwiększenia powtarzalności i standaryzacji protokołu chirurgicznego, wspierając tym samym szersze zastosowanie przez badaczy i postęp w powiązanych badaniach naukowych. Ponadto, biorąc pod uwagę różnorodność klinicznych technik chirurgicznych, takich jak anastomozę węzłów chłonnych do żyły i beznastomozę limfatyczno-naczyniową, oraz potencjał różnych wyników w zależności od podejścia chirurgicznego, warto przeprowadzić badania porównawcze w celu oceny ich względnej skuteczności. W odpowiedzi na te wyzwania przedstawiamy dwie wysoce powtarzalne metody dcLVA: głęboką anastomozę węzłów chłonnych szyjnych (dcLnVA) oraz głęboką anastomozę naczyń limfatycznych szyjnych (dcLaVA). Metody te mają na celu standaryzację procesu tworzenia modeli oraz ułatwienie dalszych badań podstawowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie to zostało przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Medycznego w Harbinie (Nr Zatwierdzenia SYDW2025-037). Badanymi byli samce szczurów Sprague-Dawley (SD), ważące 400-500 g i w wieku 12-14 tygodni, udostępnione przez uniwersyteckie centrum zwierząt. Centrum utrzymuje placówkę wolną od patogenów specyficznych (SPF) i spełnia wymagania krajowych standardów hodowlanych.

UWAGA: Niniejsze badanie bada głównie dwie metody anastomozy pomiędzy głęboką limfą szyjną a żyłami. Ustalenie chirurgicznego połączenia między dcLN a tylną żyłą twarzową (PFV); ta technika nazywana jest dcLnVA. Tworzenie anatomicznego połączenia między głębokim naczyniem limfatycznym szyjnego szyjnego (dcLaV) a PFV; ta technika nazywana jest dcLaVA. Szczegółowo opisujemy oba zabiegi mikrochirurgiczne, w tym ich metodologie operacyjne oraz ocenę po zespoleniu.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Znieczulaj szczura izofluranem (3–5% przy przepływie 1–2 L/min) w celu indukcji. Gdy zwierzę straci odruch prostowania, należy zmniejszyć do 1,5–2,5% dla utrzymania planu znieczulenia chirurgicznego. Uważnie obserwuj reakcje szczura. Kontynuuj tylko wtedy, gdy odruch pedału całkowicie zniknie.
  2. Używając igły z tępym końcówką, powoli podawaj roztwór Evans Blue (EB) (około 60-100 μL/kg, 5%)5 do błony śluzowej nosa jednostronnej jamy nosowej około 5 minut przed rozpoczęciem kolejnego etapu. Ustaw szczura w pozycji bocznej z bokiem wstrzykniętym EB, aby ułatwić grawitacyjne odpływ barwnika w kierunku głębokich węzłów chłonnych szyjnych, jednocześnie zapobiegając przedostaniu się EB do przeciwległego nozdrza lub dróg oddechowych.
  3. Ogol włosy na szyi szczura, aby zapewnić czyste pole operacyjne. Stosuj wazelinę na oba oczy, aby zapobiec suchości lub uszkodzeniom rogówki podczas operacji.

2. Nacięcie chirurgiczne

  1. Dezynfekuj środek szyi szczura trzy razy, na przemian podawając nalewkę jodową i 70% alkoholu izopropylowego, aby zapewnić sterylne pole chirurgiczne.
  2. Wykonaj nacięcie środkowe o długości około 3 cm za pomocą skalpela.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić gruczołu podszczękowego (SMG) oraz naczyń krwionośnych podczas sekcji.
  3. Wycofać skórę, aby odsłonić mięsień mostkowo-tarczycowy (STM), mięsień mostkowo-trawnościowo-żółto-naczyniowy (SCM) oraz mięsień omo-knykowy (OHM).

3. Przygotowanie PFV

  1. Zidentyfikuj PFV, dopływ żyły szyjnej zewnętrznej (EJV), wzdłuż bocznej krawędzi SCM.
  2. Na rozgałęzieniu PFV i EJV należy zatkać PFV za pomocą klipsa mikronaczyniowego.
  3. Kontynuuj tępe rozcinanie PFV, aby uzyskać odpowiednią długość, i zaciskaj je na dalszym końcu. Upewnij się, że segment PFV pozostaje jak najbardziej luźny, aby umożliwić dalszą trakcję podczas zespolenia z dcLN.
  4. Wykonaj podłużne nacięcie równoległe do osi naczynia za pomocą nożyczek mikronaczyniowych.
    UWAGA: Upewnij się, że nacięcie PFV jest podłużne, ponieważ nacięcie poprzeczne może być powiększone i pęknięte przez trakcję.
  5. Dokładnie przepłukaj izolowany segment naczyniowy heparynizowaną solą fizjologiczną (0,1% heparyny sodu w 0,9% NaCl), aż krew zostanie całkowicie usunięta.

4. Anastomoza węzłów chłonnych i żył

  1. Zbadaj i w pełni eksponuj dcLN oraz jego naczynie limfatyczne aferentne (ALV) w środku STM i SCM4.
  2. Stopniowo rozcinaj dcLN metodą tępą. Ostrożnie nacinaj powięź między dcLN a otaczającymi tkankami, unikając uszkodzenia zarówno dcLN, jak i jego ALV.
    UWAGA: Upewnij się, że PFV i dcLN są blisko siebie, aby zminimalizować napięcie po anastomozie.
  3. Utworzenie otworu na dalszym końcu dcLN poprzez częściowe wycięcie tkanki węzłów chłonnych. Upewnij się, że szerokość otworu jest mniejsza lub zbliżona do średnicy PFV, aby przepływ krwi PFV nie był znacząco zakłócony.
  4. Za pomocą szwu nylonowego 12-0 anastomozuj bliższy koniec nacięcia PFV do bliższego końca nacięcia dcLN.
  5. Kontynuuj rozszerzanie długości nacięcia PFV do końca dystalnego, tak aby była nieco większa niż długość nacięcia dcLN.
  6. Przeprowadzić igłę kolejno przez zewnętrzną krawędź przecięcia dcLN oraz wewnętrzną krawędź nacięcia PFV, wciągając tym samym przecięcie dcLN do lumenu PFV.
  7. Wykonaj ciągłe szew od krawędzi dolnej do górnej przecięcia dcLN. Przed zakończeniem końcowego szwu ponownie napłukaj lumen roztworem soli heparyny, aby zapobiec powstawaniu zakrzepów w lumenie PFV. Utrzymuj odpowiednie napięcie na szwie podczas ciągłego zamykania, aby zapewnić bezpieczne zamknięcie i zapobiec późniejszemu przeciekowaniu.
  8. Umieść przerwane szwy tam, gdzie ciągła anastomoza jest luźna.

5. Astalomoza naczyń limfatycznych i żył limfatycznych

  1. Przecinajcie ALV i zachowajcie otaczającą tkankę, aby służyła jako punkt kotwiczenia szwów.
  2. Używając igły 12-0, włóż ją około 2 mm blisko, od nacięcia PFV i przesuń tak, by wyszła przez otwór nacięcia PFV.
  3. Wchodzisz w tkankę w pobliżu kikuta ALV za pomocą igły szwowej, aby złapać ALV.
  4. Przeprowadź igłę do nacięcia PFV i wyciągnij przez jego bliższą krawędź, a następnie przywiązuj szew, aby unieruchomić kikut ALV w świetle PFV.
    UWAGA: Całkowicie włóż kikut ALV do lumenu PFV, kierując go w kierunku bliższym, aby utrzymać drenaż fizjologiczny.
  5. Zszyj otaczającą tkankę w pobliżu kikuta ALV do wewnętrznej krawędzi nacięcia PFV, aby zapewnić zewnętrzne umocnienie. Przed zakończeniem końcowego szwu ponownie napłukaj światło roztworem sodu heparyny.

6. Szwy i opieka pooperacyjna

  1. Wykonuj ciągłe szycie powięzi podskórnej oraz przerywane szycie skóry.
  2. Dezynfekuj obszar operacyjny nalewką jodową. Następnie równomiernie nałóż maść erytromycynową wokół nacięcia, aby zapobiec infekcji.
  3. Po operacji należy stosować podskórne zastrzyki meloksykamu (1–2 mg/kg) raz dziennie przez okres do 72 godzin, zgodnie z wytycznymi instytucjonalnej opieki nad zwierzętami. Wstrzyknij w luźną tkankę podskórną nad szyją lub bokiem.

7. Walidacja anastomozy

  1. Identyfikacja i rozcięcie przedniej żyły twarzy (AFV), dopływu EJV, bocznej od PFV.
  2. Zweryfikować skuteczność anastomozy, obserwując znacznie intensywniejsze barwienia w PFV w porównaniu do sąsiedniego AFV.
  3. Ilościowo ilościowo określać zmiany kolorów, korzystając ze standaryzowanej przestrzeni kolorów CIE LAB. Zdefiniuj i wyodrębn obszary zainteresowania (ROI) na Fidżi, aby uzyskać średnie wartości CIE L*a*b*, a następnie oblicz kąt barwy (h°) w stopniach, stosując wzór:
    h° = atan2(b, a) × (180/π)6,7.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Procedury chirurgiczne i wyniki pooperacyjne dcLnVA i dcLaVA są przedstawione z jednym przypadkiem reprezentatywnym każdy. W przypadku dcLnVA zidentyfikowano PFV (średnica 2 mm) i oddzielono od bocznej krawędzi SCM (Rysunek 1A, Rysunek S1A). W szczelinie między SCM a STM, około 4 mm przyśrodkowo od PFV, znaleziono długi owalny dcLN (5 mm × 4 mm × 2 mm) i drobno oddzielony (Rysunek 1B,C, Rysunek S1B-E). Następnie zac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W 2012 roku ILif i in. jako pierwsi opisali układ glimfatyczny8. W 2015 roku Louveau i in. zidentyfikowali agregaty limfocytów T w lumencie naczyń limfatycznych i nazwali te struktury limfatycznymi oponami. Wykazali również, że limfatyczne mózgi mózgowe są powiązane zarówno z układem glimfatycznym, jak i dcLN. Podsumowując, pod regulacją układu limfatycznego mózgu, obejmującym zarówno układ glymfaczny, jak i limfatyczne oponowione, Aβ w płynie śródmiąższowym jest odprowadzane do płynu mózgowo-rdze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82173384 i 81773161), Kluczowy Program Badań i Rozwoju Prowincji Heilongjiang (2023ZX06C11) oraz projekt Funduszu Badań Naukowych Genertec (TYYLKYJJ-2024-043).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% roztworu soli fizjologicznej sterylnej    Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.   R9824041307   
Maść erytromycynowaSanqi Pharmaceutical Co., Ltd.H34020307
Evans Blue Dye 5% (50mL)LEAGENEDK0053
Roztwór sodu heparyny 0,1%BIOSCOBAC006
MikrokleszczeANLIXINAT-15
Zacisk mikronaczyniowyTigergeneTG-AC-18-Z
Penicylina sodowaHebei Yuanzheng Hemu Pharmaceutical Co., LtdJFT230602
Biała wazelinaTiancheng    20250202

Bibliografia

  1. Formolo, D. A., et al. Leveraging the glymphatic and meningeal lymphatic systems as therapeutic strategies in Alzheimer's disease: an updated overview of nonpharmacological therapies. Mol Neurodegener. 18 (1), 26(2023).
  2. Li, X., et al. Promising outcomes 5 weeks after a surgical cervical shunting procedure to unclog cerebral lymphatic systems in a patient with Alzheimer's disease. Gen Psychiatr. 37 (3), e101641(2024).
  3. Chen, J. Y., et al. Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study. Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).
  4. Fang, R., et al. A novel microsurgical model of cervical lymph node-to-vein anastomosis (LNVA) for studying brain lymphatic outflow. J Craniofac Surg. 36 (6), 2160-2163 (2025).
  5. Maloveska, M., et al. Dynamics of Evans blue clearance from cerebrospinal fluid into meningeal lymphatic vessels and deep cervical lymph nodes. Neurol Res. 40 (5), 372-380 (2018).
  6. Mazur, F., Han, Z., Tjandra, A. D., Chandrawati, R. Digitalization of colorimetric sensor technologies for food safety. Adv Mater. 36 (42), e2404274(2024).
  7. Karamucki, T., Rybarczyk, A., Jakubowska, M., Sulerzycka, A. A comparison of two methods of determining colour change in the assessment of the quality of pork. Acta Sci Pol Technol Aliment. 16 (3), 321-329 (2017).
  8. Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β. Sci Transl Med. 4 (147), 147ra111(2012).
  9. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  10. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  11. Wang, M., et al. Non-invasive modulation of meningeal lymphatics ameliorates ageing and Alzheimer's disease-associated pathology and cognition in mice. Nat Commun. 15 (1), 1453(2024).
  12. Proulx, S. T. Cerebrospinal fluid outflow: a review of the historical and contemporary evidence for arachnoid villi, perineural routes, and dural lymphatics. Cell Mol Life Sci. 78 (6), 2429-2457 (2021).
  13. Yoon, J. H., et al. Nasopharyngeal lymphatic plexus is a hub for cerebrospinal fluid drainage. Nature. 625 (7996), 768-777 (2024).
  14. Zhou, Y., et al. Impaired peri-olfactory cerebrospinal fluid clearance is associated with ageing, cognitive decline and dyssomnia. EBioMedicine. 86, 104381(2022).
  15. Papadopoulos, Z., et al. Differential impact of lymphatic outflow pathways on cerebrospinal fluid homeostasis. J Exp Med. 222 (2), e20241752(2025).
  16. Mehta, N. H., et al. The brain-nose interface: a potential cerebrospinal fluid clearance site in humans. Front Physiol. 12, 769948(2021).
  17. Norwood, J. N., et al. Anatomical basis and physiological role of cerebrospinal fluid transport through the murine cribriform plate. Elife. 8, e44278(2019).
  18. Fan, F., Zhao, N., Guo, M. Lymphatic-venous anastomosis: cracking the code of Alzheimer's disease treatment. Neural Regen Res. , (2025).
  19. Hong, J. P., Chen, W. F., Nguyen, D. H., Xie, Q. A proposed role for lymphatic supermicrosurgery in the management of Alzheimer's disease: a primer for reconstructive microsurgeons. Arch Plast Surg. 52 (2), 96-103 (2025).
  20. Nguyen, L., et al. Role of sigma-1 receptors in neurodegenerative diseases. J Pharmacol Sci. 127 (1), 17-29 (2015).
  21. Pierre, K., et al. Chronic traumatic encephalopathy: diagnostic updates and advances. AIMS Neurosci. 9 (4), 519-535 (2022).
  22. Chen, J. Y., et al. Deep cervical lymphovenous anastomosis (LVA) for Alzheimer's disease: microsurgical procedure in a prospective cohort study. Int J Surg. 111 (7), 4211-4221 (2025).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Anastomoza w z w ch onnychanastomoza naczy limfatycznychoperacja na modelu szczuramodel choroby Alzheimeradrena limfatycznypunkty orientacyjne w chirurgiiszew mikronaczyniowydoprowadzaj ce naczynie limfatycznetylna y a twarzowa
Protokoły chirurgiczne głębokiej anastomozy szyjnej szyjnej w modelu szczura: anastomozy węzłów chłonnych i naczyń chłonnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.