Protokół ten opisuje technikę chirurgiczną pobierania ludzkiego modelu płata perforatora opartego na głębokim dolnym szypułku tętnicy nadbrzuszkowej, przeznaczonego do badań eksperymentalnych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Eksperymentalny ludzki model płatów DIEP do badania strategii zachowania dla naczyniowych allograftów kompozytowych i płatów wolnych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ostatnio pojawiły się metody konserwacji, takie jak wstrzykiwanie środków cytoprotekcyjnych, perfuzja maszyn ex vivo oraz superchłodzenie, które pomagają długoterminowo zachować zarówno narządy standardowe, jak i marginalne poprzez łagodzenie uszkodzeń niedokrwiennych i hipoksycznych. Choć zachęcające, jego zastosowanie w dziedzinie naczynowo-kompozytowej allotransplantacji (VCA) pozostaje w dużej mierze ograniczone do badań przedklinicznych. Dotychczas większość badań nad strategiami perfuzji VCA opierała się na modelach zwierzęcych, szczególnie na kompozytach świń lub gryzoni. Chociaż modele te dostarczają cennych informacji mechanistycznych, ich różnice anatomiczne, immunologiczne i fizjologiczne ograniczają powtarzalność i znaczenie translacyjne dla zastosowań u ludzi.
W tym protokole szczegółowo opisano każdy krok chirurgiczny wymagany do pozyskania ludzkiego płata głęboko dolnego perforatora nadbrzuszka (DIEP) do badań konserwatorskich. Perforator jest przecięty powyżej powięzi bez żadnej sekcji podpowięziowej, co daje krótki, ale wystarczający pedikul do cewnikowania. Model ten wykorzystuje odrzuconą tkankę ze standardowych procedur abdominoplastyki, nie stwarzając dodatkowego ryzyka dla pacjenta. Przedstawiono kluczowe kroki, aby zapewnić pobranie funkcjonalnego płata bez przedłużania czasu operacji lub narażania bezpieczeństwa pacjenta. Następnie wykonywane jest obrazowanie funkcjonalne, aby potwierdzić żywotność płatów przed zastosowaniem eksperymentalnym, a następnie mogą być przeprowadzane sekwencyjne biopsje w celu śledzenia integralności tkanek. Model ten jest szczególnie odpowiedni do badań dotyczących procedur VCA oszczędzających mięśnie — takich jak częściowy przeszczep twarzy — i może mieć również znaczenie dla badań nad autologicznym zachowaniem wolnych płatów.
Wprowadzenie
Naczyniowa kompozytowa allotransplantacja (VCA) stanowi obiecujące rozwiązanie rekonstrukcyjne dla pacjentów ze złożonymi wadami tkanek, szczególnie twarzy i kończyn górnych1. Jednak VCA jest bardzo podatna na uszkodzenia spowodowane niedokrwieniem i reperfuzją, które może zagrozić żywotności przeszczepu i długoterminowym rezultatom2. W tym kontekście pojawiły się metody konserwacji, takie jak wstrzyknięcie środków cytoprotekcyjnych, perfuzja maszyn ex vivo oraz superchłodzenie, które wydłużają czas konserwacji, optymalizują jakość przeszczepów oraz umożliwiają ocenę żywotności przed przeszczepem 3,4,5,6,7. Chociaż normotermiczna perfuzja narządów stałych ex vivo została w ciągu ostatniej dekady z powodzeniem przeniesiona z eksperymentalnej techniki laboratoryjnej do praktyki klinicznej, z obiecującymi wynikami, pozostaje w dużej mierze ograniczona do badań w dziedzinie VCA9.
Do tej pory większość badań nad protokołami perfuzji VCA opierała się na modelach zwierzęcych, szczególnie na kompozytach świń lub gryzoni10. Chociaż modele te dostarczają cennych informacji, z natury ograniczają powtarzalność i znaczenie translacyjne ze względu na różnice anatomiczne, immunologiczne i fizjologiczne11,12. Modele tkanek ludzkich dostarczają bardziej istotnych informacji, ale świeże tkanki od dawców z martwymi mózgiem są niezwykle trudne do uzyskania w celach badawczych, wymagając złożonej logistyki, ścisłej zgody regulacyjnej i budzących wątpliwości etyczne13,14. Idealną alternatywą byłby model płata bez kadaveric, etycznie akceptowalny, oparty na człowieku, który nie niesie ze sobą złożoności ani ryzyka pełnego zabiegu VCA i jest całkowicie bezpieczny dla pacjenta. Co ważne, powinien być również łatwo dostępny, aby ułatwić powtarzalne, skalowalne badania.
Tutaj opisano model płata głębokiego dolnego nadbrzusznego (DIEP) dla badań nad zachowaniem VCA, wykorzystujący odrzuconą tkankę z zabiegów abdominoplastyki bez dodatkowego ryzyka dla pacjenta.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszyscy pacjenci otrzymali standardową opiekę humanitarną zgodnie z Deklaracją Helsińską, a protokół został zatwierdzony przez komisję etyki instytucjonalnej (projekt nr IRB00014528_2025_32). Pacjent wyraził świadomą zgodę na wykorzystanie odrzuconych tkanek do celów badawczych.
1. Opieka przedoperacyjna
UWAGA: Te płaty perforatorowe skórne, z wyłączeniem powięzi i mięśni, pochodzą z odpadów chirurgicznych u pacjentów, najczęściej po bariatryczności, i mogą być pobierane tylko w przypadkach wcześniejszej dermolipektomii z przewidywalną transpozycją pępkową (czyli istotną pannus brzuszną). Planowana liposukcja podczas zabiegu jest kryterium wykluczenia. Równoczesna naprawa diastazy nie jest przeciwwskazaniem, ponieważ zabieg ten odbywa się po odebraniu płata. Pannus brzuszny zazwyczaj zapewnia przynajmniej częściowe pokrycie okolicy łonowej. Pacjenci nie mogą mieć historii zdarzeń zakrzepowiowych, a wskaźnik masy ciała (BMI) musi być poniżej 30 kg/m², ponieważ wyższe wartości wiążą się z otyłością i niekorzystnym stosunkiem ryzyka do korzyści przy planowych zabiegach nieistotnych w znieczuleniu ogólnym. Poprzednie operacje jamy brzusznej, z wyjątkiem liposukcji, zazwyczaj nie stanowią przeciwwskazania, pod warunkiem, że perforator zostanie zidentyfikowany za pomocą badania Dopplera lub bezpośrednio zobrazowany wewnątrzoperacyjnie. Tej procedury badawczej należy również unikać w prawdziwych klinicznych jednostronnych rekonstrukcjach DIEP z wolnymi płatami, które już są długotrwałymi i złożonymi operacjami, gdzie dodatkowe kroki przedoperacyjne byłyby irracjonalne i zwiększałyby ryzyko proceduralne.
- Wykonaj przedoperacyjne oznaczenie dermolipektomii z pacjentem stojącym za pomocą dermograficznego długopisu. Zidentyfikować linię środkową od współstyki łonowej do wyrostka ksifoidalnego i narysować linię poprzeczną około 7 cm powyżej komisury sromowej. Przedłuż tę linię boczną o około 7 cm z każdej strony, delikatnie wyginając ją do góry, aby połączyć się tuż poniżej przednich kolców biodrowych górnych.
- Zidentyfikuj perforatory wokół pępku za pomocą ręcznej sondy akustycznej Dopplera (8-10 MHz) z pacjentem leżącym na plecach.
UWAGA: Nałóż niewielką ilość sterylnego żelu ultradźwiękowego na skórę, aby zapewnić prawidłowe sprzężenie akustyczne. Trzymaj sondę pod kątem 45° z lekkim naciskiem, aby nie tłumić sygnału. Silny, trójfazowy pulsujący dźwięk wskazuje na perforator tętniczy. Każdy perforator należy oznaczyć na skórze sterylnym markerem, aby ustalić mapę perforatora, jak robi się to rutynowo przed pobraniem płata DIEP. - Za pomocą dermograficznego długopisu narysuj wiosło skórne w eliptycznym kształcie o pożądanych wymiarach, włącznie z perforatorem wzdłuż jego przyśrodkowego brzegu i rozciągającym się po obu stronach pępku (Rysunek 1).
- Przygotuj i zakryj pole chirurgiczne od wyrostka ksifoidowego do górnej trzeciej ud, w tym w okolicy łonowej, używając sterylnych zasłon chirurgicznych, jak rutynowo wykonywane w standardowej chirurgii brzucha.
Rysunek 1: Ocena przedoperacyjna przed pobariatryczną dermolipektomią jamy brzusznej z pobraniem płatów DIEP. (A) Przedoperacyjne oznaczanie wykonane za pomocą akustycznego Dopplera i dermograficznego długopisu w celu identyfikacji i wyznaczenia perforatorów przypępowiowych po obu stronach linii środkowej. (B) Chirurg wykazuje wiotkość skóry brzucha i tkanki podskórnej do resekcji, podkreślając nacięcie mięśnia adipokutanealnego przed nacięciem wzdłuż poziomej linii znakowania. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
2. Pozyskiwanie płatek
- Odłącz pępok od ściany brzucha przez nacięcie obwodowe aż do podskórka za pomocą ostrza skalpela nr 15.
- Po obu stronach brzegu pępkowiny załóż długi, luźny, niechłonny szew.
- Przecinaj pępowinę pionowo nożyczkami Mayo, od powierzchni do głębokiej płaszczyzny, aż zostanie całkowicie uwolniona, zachowując przy zachowaniu pępkowej szypki.
UWAGA: Udział asystenta jest kluczowy na tym etapie. Retraktory Gillies powinny być używane do odsłaniania pępka, jednocześnie stosując delikatny ciąg podłużny na długim, niewchłaniającym szwie w celu ułatwienia rozwarstwienia. Tłuszcz otaczający pępowinę tworzy twardy pępowinę, który łatwo wyczuwalny jest podczas izolacji pępkowej, umożliwiając precyzyjną identyfikację i zachowanie szypki. - Wykonaj niskie poprzeczne nacięcie skóry wzdłuż znaku przedoperacyjnego, około 7 cm nad komisurą sromu, delikatnie zakrzywiając się w kierunku przednich kolców biodrowych po obu stronach, używając ostrza skalpela nr 15 lub nr 21.
- Unieś płat po górnej operacji abdominoplastyki w płaszczyźnie podskórnej, zaczynając od dolnego nacięcia i przesuwając się czaszkowo w kierunku pępka. Użyj monopunktarnej elektrokautery z cienkim końcówką, ustawionej na około 50-70 °C i 80 W w trybie krzepnięcia, aby oddzielić przednią powięzi prostej od leżącej tkanki podskórnej i skóry, jednocześnie utrzymując skrupulatną hemostazę przez cały czas sekcji.
- W miarę zbliżania się do wcześniej izolowanego pedikula pępkowego, należy obniżyć temperaturę elektrokauteru do około 20-30 °C, utrzymując moc ustawioną na 80 W w trybie krzepnięcia, i kontynuować drobną sekcję nożyczkami Metzenbauma, aby uniknąć uszkodzenia szypułki.
- Zidentyfikuj i dokładnie wyizoluj dwa dominujące perforatory przypępowinowe, pochodzące z głębokiego dolnego układu nadbrzuszka. Każdy perforator rozcina obwodowo, pod bezpośrednim wzrokiem, używając nożyczek Stevensa lub małych nożyczek Metzenbauma, zachowując ich naczyństwo. Nie przedłużaj rozwarstwienia powyżej poziomu przedniego ciędra prostego (Rysunek 2).
UWAGA: Perforatory są wybierane na podstawie ich rozmiaru; preferowane są te, które pod bezpośrednim wzrokiem wydają się większe i pulsujące. Sekcje wokół pępka muszą być staranne, aby nie uszkodzić tych perforatorów. - Podziel jastrzębiec adipokutany wzdłuż linii środkowej, od środka dolnego nacięcia łonowego aż do pępka, używając ostrza nr 15, a następnie elektrokauterium monopolarne ustawione na około 50-70 °C.
- Kontynuuj rozwarstwienie czaszkowe aż do okolicy ksifoidalnej oraz wzdłuż bocznych brzegów brzegowych, z elektrokauterem ustawionym na około 50-70 °C, zachowując nienaruszone łuki płatów i nie podzielone (Rysunek 3).
UWAGA: Ten etap 9 może być również opóźniony ze względów praktycznych, jeśli pedikula utrudnia rozwarstwienie nadpępowinowe, i może być wykonany po podziale na etapie 12, w zależności od warunków śródoperacyjnych... - Kontroluj drobne krwawienia za pomocą koagulacji o średniej intensywności, stosując standardową monopunkcyjną elektrokauterę ustawioną na 50-60 °C i 80 W w trybie krzepnięcia, aby utrzymać precyzyjną hemostazę.
- Ponownie dostosuj kontur wiosłki skórnej za pomocą dermograficznego długopisu, na podstawie początkowych oznaczeń, aby upewnić się, że perforator znajduje się wzdłuż przyśrodkowej krawędzi płata po obu stronach adipokutaneous panniculus, który został podzielony podłużnie na kroku 8 (Rysunek 4).
UWAGA: Aby uniknąć błędu spowodowanego różnicami powierzchni wystawionych na roztwór testowy, oba płaty (jeśli pobrano dwa) muszą mieć identyczny rozmiar. Grubość płata jest określana przez tkankę podskórną płata i nie można jej chirurgicznie zmniejszyć bez ryzyka naruszenia integralności płata. - Podwiązać głęboki dolny perforator tętnicy nadbrzusznej za pomocą szwów resorbowalnych 3-0 lub automatycznych klipsów i przeciąć perforator nad powięzią, bez rozwarstwiania podpowięziowego. Zarejestruj czas gorącej niedokrwienia.
UWAGA: Obserwuje się około 10-minutowego okresu niedokrwienia płatowego przed całkowitym odłączeniem i leczeniem wstrzykiem środka cytoprotekcyjnego. - Przesunąć skórę nadpębkową i tłuszcz podskórny w dół, a podkopaną płat brzuszną przymocować do dolnej krawędzi nacięcia na linii środkowej za pomocą niewchłaniającego szwu, pozostawiając jeden koniec węzła długim.
UWAGA: Podczas tego etapu ułóż pacjenta w półzgiętej pozycji. Trakcja w górnej części płata brzucha pomaga określić ilość nadmiaru skóry do usunięcia ciała. - Użyj długiego końca linii środkowej, niewchłaniającej się szwu łączącego obszary nadpębkowe i łonowe, jako przewodnika do narysowania, dermograficznym długopisem, linii resekcji na nadmiarze adipocutaneus panniculus, biegnącą bocznie w kierunku każdego przedniego górnego kolca biodrowego, jak zwykle wykonuje się podczas abdominoplastyki. Płaty DIEP znajdują się poniżej tej oznaczonej linii resekcji (Rysunek uzupełniający 1).
- Nacinaj klapkę wzdłuż oznaczeń przedoperacyjnych za pomocą ostrza skalpela nr 15. Usuń płatek perforatora zgodnie z wcześniej ustalonym wzorem, używając monopolarnej elektrokautery ustawionej na około 50-60 °C i 80 W w trybie krzepnięcia (Rysunek 5).
UWAGA: To jeden z najbardziej delikatnych kroków, ponieważ perforator musi być umieszczony wewnątrz płatka. Zaleca się asystację, aby zapewnić delikatną trakcję, podczas gdy operator utrzymuje ciągłą kontrolę wzroku perforatora przez cały czas sekcji. Nie zaleca się rozwarstwiania nożem zimnym, ponieważ może to naruszyć integralność płatów i prowadzić do przecieku naczyń. - Całkowicie odłącz płat perforatora od otaczających odrzuconych tkanek.
UWAGA: Jeśli dwa płaty zostaną pobrane i poddane różnym zabiegom, można je odróżnić, zakładając na jeden z nich szew. - Usuń zbędną tkankę dermo-tłuszczową odpowiadającą nadmiarowi skóry i tłuszczu usuniętemu podczas abdominoplastyki.
UWAGA: Jeśli płat perforatora zostanie pobrany po wycięciu nadmiaru tkanki dermo-tłuszczowej z powodów praktycznych, użyj sterylnego, jednorazowego, zasilanego baterii jednorazowego długopisu do kauteryzacji (duża końcówka, około 1200 °C) do zakończenia odwarstwienia. W takiej sytuacji nie można użyć elektrody powrotnej, ponieważ tkanka jest całkowicie oddzielona od pacjenta. Po pobraniu płatów DIEP zespół chirurgiczny przekazuje płat zespołowi badawczemu czekającemu na sali operacyjnej, a następnie przechodzi do abdominoplastyki, rozcinając wzdłuż wcześniej oznaczonych linii resekcji, aby odłączyć i usunąć redundantny adipokutan panniculus.
Rysunek 2: Widok śródoperacyjny zabiegu dermolipektomii brzusznej ze szkieletyzacją głębokich dolnych pierdzielnic nadbrzuszka. Obraz pokazuje pole operacyjne przed rozwarstwieniem pępkowym i podłużnym podziałem śródpębkowym. Dwa dominujące dwustronne podpępkowe, głębokie dolne perforatory nadbrzuszkowe są odsłonięte i podświetlane narzędziami chirurgicznymi. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Rysunek 3: Widok śródoperacyjny po rozwarstwieniu nadpębkowym, pokazujący obustronne głębokie dolne perforatory nadbrzuszkowe. Pierforatory nie są podwiązowane, a ich przebieg i długość podpowięzi można lepiej docenić pod delikatnym naciskiem (białe strzałki). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Rysunek 4: Widok śródoperacyjny pokazujący płaty DIEP obrysowane na skórze w kształcie eliptycznym przed podwiązaniem. (A) Wiosło skórne jest regulowane i obrysowane w kształcie eliptycznym za pomocą dermograficznego długopisu (białego koła), aby zapewnić włączenie perforatora wzdłuż przyśrodkowej krawędzi płata po obu stronach mięśnia okołowego adipocutane. (B) Powiększony widok pokazujący zarys płata DIEP oraz perforator oznaczony literą "x" zgodnie z przedoperacyjnym mapowaniem Dopplera (biała strzałka). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Ilustracja uzupełniająca 1: Trakcja w dół na górnej części płata brzucha pomaga określić ilość nadmiarowej skóry do resekcji. Długi koniec niewchłanialnego szwu środkowego łączącego obszary nadpębkowe i łonowe służy jako przewodnik. Za pomocą dermograficznego długopisu narysuj linię resekcji wzdłuż szwu (białe strzałki) na redundantnym adipokutanym panniculus. Przedłuż tę linię boczną w kierunku każdego przedniego górnego kolca biodrowego. Klapy DIEP znajdują się poniżej tej oznaczonej linii resekcji. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.
Rysunek 5: Widok wewnątrzoperacyjny głębokich płatów perforatora tętnicy nadbrzusznej dolnej (DIEP) podczas pobrania, po podwiązaniu opiekuna odrążkowego. (A) Płat DIEP, o wymiarach około 10 cm × 6 cm, jest wyznaczany markerem chirurgicznym po lokalizacji perforatora. (B) Nacięcie skóry i pobieranie płatów wykonuje się zgodnie z wcześniej ustalonymi oznaczeniami. Początkowe nacięcie wykonuje się ostrzem nr 15, następnie następuje sekcja za pomocą monopunktycznego elektrokauteru ustawionego na około 50-60 °C oraz 80 W w trybie krzepnięcia, gdy nadmiar tkanki skórnej tłuszczowej pozostaje przyczepiony do pacjenta. Gdy tkanka zostaje całkowicie odłączona, do zakończenia rozdzielenia używa się sterylnego, jednorazowego, zasilanego baterii jednorazowego pióra do kauteryzacji (duży czubek, około 1200 °C). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
3. Przygotowanie klapy
- Rozcinaj pedikuł naczyniowy pod powiększeniem za pomocą narzędzi mikrochirurgicznych i zidentyfikuj zarówno tętnicę, jak i żyłę (rysunek 6). Delikatnie otwórz światło tętnicy mikronaczyniowym rozszerzaczem.
UWAGA: Do przygotowania płata używaj dedykowanego stołu sterylnego wyposażonego w narzędzia mikrochirurgiczne. Przytnij 2-3 mm od końca tętniczego, aby uzyskać czysty, regularny krawędź odpowiednią do cewnikowania. - Waż każdą płatkę podczas pobierania, aby umożliwić późniejszą ilościową liczbę powstania obrzęku.
- Cewnikowanie tętnicy za pomocą kaniulki 18-24 G i zabezpieczenie w świetle za pomocą podwiązania jedwabnych szwów 5-0 (rysunek 7).
UWAGA: W tym eksperymencie płaty zostały zakateryzowane za pomocą kaniuli 24-G, ponieważ badanie obejmowało ocenę środków cytoprotekcyjnych za pomocą pojedynczego zastrzyku. W przypadku perfuzji maszynowej ex vivo lub utleniania błony pozacielesnej (ECMO), kaniulowanie powinno być wykonywane z użyciem większej kanili 18-20-G. W przypadku zatkania cewnika podczas perfuzji ex vivo delikatnie przepłucz solą fizjologiczną lub wymień kaniulę, aby przywrócić przepływ. Utrzymanie niskiego ciśnienia perfuzji (<25 mmHg) pomaga zapobiegać nawrotom. - Wstrzyknięcie środka kontrastowego wewnątrztętnicznie przez cewnik do tętnicy perforacyjnej i ocenę płata pod fluoroskopią (Rysunek 8).
UWAGA: Środek kontrastujący powinien uczynić małe naczynia włosowate jednolicie radiopacnymi w całym płatku, wskazując na odpowiedni obszar perfuzji dostarczany przez wybrany szypekl. Na tym etapie obecność obszarów bez przepustki może sprawić, że model nie nadaje się do dalszych badań lub wymagać usunięcia dalszej części płata. Pobrane płaty mogą być następnie wykorzystywane do protokołów eksperymentalnych, umieszczane na maszynie perfuzyjnej, urządzeniu ECMO lub wstrzykiwane roztworem testowym jako środki cytoprotekcyjne. Biopsje punch (o średnicy od 1 mm do 8 mm) mogą być wykonywane w różnych momentach bez naruszania integralności płata, co pozwala na kinetyczną ocenę zmian histologicznych w tkankach.
Rysunek 6: Widok po zbiorze badawczego płata DIEP. (A) Pobrany płat DIEP pokazano z rozciętym i izolowanym szypką naczyniową za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych. Koniec tętnicy jest przycięty o kilka milimetrów, aby uzyskać czyste cięcie, a lumen delikatnie otwiera się kleszcze mikrorozszerzające. (B) Zbliżenie pokazujące mikrochirurgiczne kleszcze zabezpieczające dominującą tętnicę perforatorową, z cewnikem 24 G wprowadzonym do lumenu do wstrzyknięcia środka kontrastowego. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Rysunek 7: Cewnikowanie pedikula płatowego DIEP. (A) Cewnik jest mocowany delikatnie zawiązanym jedwabnym szwem 5-0, aby nie zatkać światła oczka. (B) Widok cewnika umieszczonego bez podłączonej strzykawki, pokazujący zakres wszczepienia cewnika do światła naczyniowego. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Rysunek 8: Fluoroskopia po-harvest płata DIEP demonstrująca anatomię naczyniową. (A,B) Kontrast jest wstrzykany przez cewnik 24-G do tętnicy perforacyjnej dominującej, przedstawiając wzór rozgałęzienia i obszar naczyniowy, potwierdzając żywotność płata na dwóch różnych płatach. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Pobrano jedenaście płatów od sześciu pacjentek biorących udział w badaniu. Dwóch starszych chirurgów plastycznych, doświadczonych w operacjach płatowych i abdominoplastyce, przeprowadziło sekcje. U jednego pacjenta płat został pobrany jednostronnie z powodu problemu z rozwarstwieniem. Pobrane płaty miały średnią masę 198,6 ± 24,4 g (n = 11) oraz średni rozmiar 10 cm × 6 cm, co odpowiadało wymaganiom próbek do badania konserwatorskiego, w którym te płaty były używane. Długość oczka, mierzona przy łagodnym napięciu, wynosi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Modele ludzkie pomagają łączyć wyniki badań na zwierzętach z praktyką kliniczną, poprawiając znaczenie i predykcyjność badań przedklinicznych 16,17,18. Muszą być starannie zaprojektowane, aby zapewnić bezpieczeństwo i etyczną zgodność, często ograniczając zakres i inwazję eksperymentów17. Na czterech pobranych płatach nie było potrzeby dalszego sekcjonowania i nie było znaczącego wydłużenia czasu operacyj...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 1 mL i 5 mL strzykawki Luer-Lok | Becton Dickinson | https://www.bd.com/en-us/products-and-solutions/products/product-page.309646 | |
| 11,5" Średni i mały Premium Surgiclip II Auto Suture do klipsa do okrętu | Covidien | Nie ma | |
| 22– grot z kaniulą 24 G | Medtronic Inc | Nie ma | |
| 5-0 szw jedwabny | Nie ma | Dowolny zgodny szew | |
| Jednorazowe, zasilane bateriami jednorazowe pióro do żalnika; | Helpmedical, Europa | Nie ma | 1200 stopni i stopień; C, duży czubek |
| Kleszcze Adson | MPM | 106-2112A | |
| Kleszcze do krzepnięcia dwubiegunowego | Olsen | 20-1320I | |
| Jednorazowy skalpel #15 i #21 | Sklar | Nie ma | |
| Eosin | Microm Microtech | U/C0363 | |
| Retraktory Faraboeufa | Medicta Instruments | Nie ma | |
| Kauter cienkiej igły | Cormedica | Nie ma | |
| OEC MiniView Max | GE Healthcare | Nie ma | System fluoroskopowy |
| Rozszerzacze kleszcze | WPI | 15910 | |
| Hematoksylina | Microm Microtech | U/C0303 | |
| Iohexol 300 mg I/mL | GE Healthcare Canada Inc. | Nie ma | |
| Mikronożyczki | WPI | 504492 | |
| Valleylab Monopolar Diathermy | Medtronic Inc | ||
| Niejonowy jodowany środek kontrastowy, Omnipaque 300 mg I/mL | GE Healthcare | Nie ma | |
| Przenośny akustyczny Doppler, 8 MHz | Parks Medical Electronics | https://www.parksmed.com/ | |
| Roztwór soli fizjologicznej 0,9% | GenDepot | S0600-101 | |
| Standardowy zestaw narzędzi chirurgii plastycznej | Aesculap | Nie ma | w tym trzonki skalpelowe nr 3, nożyczki Metzenbaum i Mayo, kleszcze Adson i Gillies, nożyczki do sekcji, hemostaty oraz uchwyty na igły. |
| Nożyczki zeza | Surtex | 102-4109 | |
| Chirurgiczne pióro markujące | Zdrowie kardynalne | 212PR | |
| Szwy Ethilon 4.0 i 3.0 | Ethicon | 1667G | |
| Kleszcze tkankowe | MPM | 106-0511 |
Bibliografia
- Lupon, E., et al. vascularized composite allografts in france: An update. Ann Chir Plast Esthet. , (2024).
- Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation: Tissue damage and clinical relevance. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
- Berkane, Y., et al. advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation. Bull Acad Natl Med. 208, 1299-1308 (2024).
- Baker, C. E., et al. Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: A scoping review. Ann Plast Surg. , (2025).
- Njessi, P., et al. Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: An updated systematic review of a rapidly expanding field. bioRxiv. , (2025).
- Cougnon, M., et al. Inhibition of eif5a hypusination enhances antioxidant defense to prevent kidney ischemia/reperfusion injury. Redox Biol. 86, 103814(2025).
- Le Meur, Y., et al. First-in-human use of a marine oxygen carrier (m101) for organ preservation: A safety and proof-of-principle study. Am J Transplant. 20 (6), 1729-1738 (2020).
- Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: The first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
- Muss, T. E., et al. Ex-vivo perfusion of limb vascularized composite allotransplants: A systematic review of published protocols. Transpl Int. 38, 14132(2025).
- Muss, T. E., et al. A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 12 (11), e6271(2024).
- Mcgonigle, P., Ruggeri, B. Animal models of human disease: Challenges in enabling translation. Biochem Pharmacol. 87 (1), 162-171 (2014).
- Pound, P., Ritskes-Hoitinga, M. Is it possible to overcome issues of external validity in preclinical animal research? Why most animal models are bound to fail. J Transl Med. 16 (1), 304(2018).
- Pirnay, J. P., et al. Access to human tissues for research and product development: From eu regulation to alarming legal developments in belgium. EMBO Rep. 16 (5), 557-562 (2015).
- Charmode, S., Ratanpara, L., Sheikh, N., Ravi, K. S., Mehra, S. Legal frameworks upholding deceased individuals' rights and enabling the use of cadavers in anatomy education and research: A systematic review. Cureus. 16 (4), e58473(2024).
- Lupon, E., et al. Engineering Vascularized Composite Allografts Using Natural Scaffolds: A Systematic Review. Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).
- Van Lier, D., Geven, C., Leijte, G. P., Pickkers, P. Experimental human endotoxemia as a model of systemic inflammation. Biochimie. 159, 99-106 (2019).
- Olesen, A. E., Andresen, T., Staahl, C., Drewes, A. M. Human experimental pain models for assessing the therapeutic efficacy of analgesic drugs. Pharmacol Rev. 64 (3), 722-779 (2012).
- Littman, B. H., Williams, S. A. The ultimate model organism: Progress in experimental medicine. Nat Rev Drug Discov. 4 (8), 631-638 (2005).
- Ozturk, M. B., et al. Extracorporeal free flap perfusion using extracorporeal membrane oxygenation device: An experimental model. Ann Plast Surg. 83 (6), 702-708 (2019).
- Kreidstein, M. L., Pang, C. Y., Levine, R. H., Knowlton, R. J. The isolated perfused human skin flap: Design, perfusion technique, metabolism, and vascular reactivity. Plast Reconstr Surg. 87 (4), 741-749 (1991).
- Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation - a meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
- Drivas, E. M., et al. Reply: A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 13 (5), e6763(2025).
- Lupon, E., et al. A new method for preparation of decellularized human scaffolds for facial reconstruction. Curr Issues Mol Biol. 47 (4), (2025).
- Lupon, E., et al. Optimized decellularization of a porcine fasciocutaneaous flap. Bioengineering (Basel). 11 (4), (2024).
- Moris, D., Cendales, L. C. Sensitization and desensitization in vascularized composite allotransplantation. Front Immunol. 12, 682180(2021).
- Perraudin, T., et al. Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: A stepwise approach. J Vis Exp. (219), e67767(2025).
- Perraudin, T., et al. Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation. J Vis Exp. (220), e68170(2025).
- Barbat, P., et al. Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation. J Vis Exp. (221), e68418(2025).
- Lupon, E. Perforator identification for propeller flap harvest: Technical insights from a case serie. Int J Surg Case Rep. 135, 111921(2025).
- Villavisanis, D. F., et al. Assisting in microsurgery: Operative and technical considerations. J Hand Surg Glob Online. 5 (3), 358-362 (2023).
- Saaiq, M., Zaib, S., Ahmad, S. Electrocautery burns: Experience with three cases and review of literature. Ann Burns Fire Disasters. 25 (4), 203-206 (2012).
- Pomahac, B., Diaz-Siso, J. R., Bueno, E. M. Evolution of indications for facial transplantation. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 64 (11), 1410-1416 (2011).
- Barret, J. P. From partial to full-face transplantation: Total ablation and restoration, a change in the reconstructive paradigm. Int J Surg. 12 (2), 109-112 (2014).
- Dubernard, J. M., et al. Outcomes 18 months after the first human partial face transplantation. N Engl J Med. 357 (24), 2451-2460 (2007).
- Barklin, A. Systemic inflammation in the brain-dead organ donor. Acta Anaesthesiol Scand. 53 (4), 425-435 (2009).
- Slater, N. J., et al. Ex-vivo oxygenated perfusion of free flaps during ischemia time: A feasibility study in a porcine model and preliminary results. J Surg Res. 205 (2), 292-295 (2016).
- Lupon, E., et al. Microsurgery in low- and middle-income countries: Results of 20 years of experience in cambodia. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 98, 161-169 (2024).
- Berkane, Y., et al. Reconstruction of a complex foot defect with a chimeric triple-component osteocutaneous scip-siea free flap: A case report and literature review. Arch Plast Surg. 52 (5), 310-316 (2025).
- Albadia, R., et al. Management of a large abdominal dermatofibrosarcoma protuberans requiring a life-threatening excision: A case report. Int J Surg Case Rep. 133, 111579(2025).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
