Protokół ten szczegółowo wprowadza doświadczenie z metodą cewnikowania prawego serca do wykrywania ciśnienia w tętnicy płucnej u szczurów, co pomoże uzyskać dokładniejsze dane i zwiększyć skuteczność eksperymentu. Metoda ta poprawia również powtarzalność eksperymentów w różnych laboratoriach.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pomiar ciśnienia w tętnicy płucnej u szczurów za pomocą cewnikowania prawego serca
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP) mierzone cewnikowaniem prawego serca jest uznawane za złoty standard w diagnozowaniu nadciśnienia płucnego. Szczury zostały wykorzystane do opracowania modeli nadciśnienia płucnego. Jednak gdy początkujący wykonują cewnikowanie prawego serca w celu pomiaru PAP w modelach nadciśnienia płucnego u szczurów, cewnik często przypadkowo wchodzi do dolnej żyły głównej lub utknie w prawej komorze, nie docierając do tętnicy płucnej, co prowadzi do przedłużonej cewnikowania, która zmniejsza tętno u szczurów i powoduje zniekształcone odczyty ciśnienia. Ponadto istnieje ryzyko przebicia prawego przedsionka, co może spowodować niepowodzenie eksperymentu. Celem tego badania jest podzielenie się doświadczeniami naszego laboratorium w pomiarze PAP za pomocą cewnikowania prawego serca poprzez prezentację wideo. Wymieniamy etapy chirurgiczne związane z cewnikowaniem prawego serca oraz narzędzia niezbędne do zabiegu. Ulepszyliśmy wybór cewników na podstawie właściwości materiałów cewnikowych oraz opisaliśmy metodę przygotowania cewnika. Wyjaśniliśmy także proces wprowadzania cewnika do tętnicy płucnej oraz określenie jego położenia. Wierzymy, że ten protokół będzie pomocny dla początkujących w pomiarze ciśnienia w tętnicy płucnej.
Wprowadzenie
Obecnie ciśnienie w tętnicy płucnej mierzone cewnikowaniem prawego serca jest złotym standardem w diagnozowaniu nadciśnienia płucnego1. U ludzi i dużych zwierząt cewnik pływający jest najczęściej stosowany do cewnikowania prawego serca2. Jednak u małych zwierząt (takich jak szczury), ze względu na brak odpowiednich pływających cewników, zastosowanie tej techniki jest ograniczone, co utrudnia badania naukowe nad replikacją modeli nadciśnienia płucnego na szczurach3. Szczury typowo używane do modelowania nadciśnienia płucnego mają zazwyczaj zakres masy od 300 do 400 g. Mniejszy rozmiar ciała oznacza, że mają drobniejsze naczynia krwionośne i cieńsze ściany serca, co utrudnia cewnikowanie. Chociaż istnieją doniesienia literackie dotyczące metody wykonania cewnika prawego serca za pomocą rurki polietylenowej (PE) o średnicy zewnętrznej 0,9 mm i średnicy wewnętrznej 0,5 mm oraz techniki intubacji 3,4,5, przebieg ciśnienia ciśnienia w tętnicy płucnej został pomyślnie monitorowany. Jednak podczas faktycznej operacji wciąż występuje wiele problemów: cewnik prawdopodobnie przez pomyłkę wejdzie do żyły głównej dolnej lub pozostanie w prawej komorze przez długi czas i nie dostanie się do tętnicy płucnej. Dłuższy czas wszczepienia cewnika może również prowadzić do spadku tętna szczura i zniekształconego pomiaru ciśnienia. Cewnik może nawet przebić prawe przedsionko z powodu nieprawidłowej pracy, co skutkuje niepowodzeniem eksperymentu 4,5,6. Analizując przyczyny, może się zdarzyć, że twardość i twardość cewnika wpływają na krzywiznę jego końcówki, co utrudnia wejście do tętnicy płucnej.
Aby rozwiązać ten problem, w tym badaniu wybrano rurkę z polichlorkiem winylu dodaną plastyfikatorem (średnica zewnętrzna 1,6 mm, średnica wewnętrzna 1,0 mm, długość 25 cm, odpowiednia dla żył szyjną szczurów powyżej 150 g) o większej elastyczności i wytrzymałości jako materiał do wykonania cewnika. Zaproponowaliśmy zestaw systematycznych schematów operacji, w tym wykonanie warkocza na końcu cewnika, rozwarstwienie żyły szyjnej zewnętrznej, włożenie cewnika oraz określenie jego położenia. Dzięki ulepszeniom wcześniejszych metod udaje się osiągnąć łatwiejszy dostęp do tętnicy płucnej oraz wyższy wskaźnik skuteczności 7,8. Dzięki temu możemy zapewnić bardziej wiarygodne wsparcie techniczne dla badań nad modelami nadciśnienia płucnego u małych zwierząt.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury były przeprowadzane zgodnie z wytycznymi Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami Instytucjonalnego Uniwersytetu Medycznego Armii. Procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Ze względu na inwazyjność cewnikowania prawego serca, zwierzęta powinny zostać uśpione natychmiast po zebraniu danych. Eutanazja powinna być przeprowadzana zgodnie z wytycznymi instytucji dotyczącymi badań nad zwierzętami. Wykorzystano tu zdrowe samce szczurów Sprague-Dawley (SD), o specyficznym stopniu wolnym od patogenów (SPF), masie ciała 300 ± 20 g.
1. Przygotowanie cewnika
- Wybierz igłę do infuzji żylnej (rurkę PVC) o średnicy zewnętrznej 1,6 mm, średnicy wewnętrznej 1,0 mm i długości 25 cm. Odetnij końcówkę igły. Włóż do rury miedziany przewód o średnicy mniejszej niż 1,0 mm.
- Zrób koniec ogona w okrąg o średnicy 7 mm (Rysunek 1A). Eksperymentator może użyć cylindrycznego przedmiotu o odpowiednim rozmiarze (takiego jak ołówek), aby wspomóc zgięcie cewnika. Zanurz okrągły koniec w wodzie w temperaturze 100 °C na 10 minut, a następnie wyjmij go. Usuń miedziany przewód. Koniec ogon jest podobny do warkoczyka, a drugi koniec można podłączyć do trójdrożnego zaworu odcinkowego (Rysunek 1B).
Rysunek 1: Wykonanie cewnika. (A) Przeciągnij miedziany przewód przez rurkę PVC i wygiń koniec rurki w okrąg o średnicy 7 mm. (B) Po zanurzeniu końca koła w wodzie o temperaturze 100 °C na 10 minut usuń drut miedziany. Rurka ma kształt przypominający kucyk. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
2. Przygotowanie zwierząt
- Kontrola temperatury: Włącz termofor i ustaw temperaturę na 37 °C. Utrzymuj temperaturę na poziomie 37°C przez cały zabieg.
- Znieczulaj szczura, podając 0,3 mL 2% pentobarbitalu sodu na 100 g masy ciała dootrzewnej. Aby sprawdzić, czy zwierzę jest znieczulone, sprawdź, czy nie reaguje na uszczypnięcie łapy lub ogonu. Unikaj sytuacji, w których zwierzęta budzą się podczas operacji z powodu niewystarczającej znieczulenia, a także zgonów lub innych skutków niepożądanych spowodowanych nadmierną narkozą. Podczas operacji nieustannie monitoruj, czy tętno i oddech szczura są prawidłowe.
- Ułóż szczura w pozycji leżącej na termoforze stołu operacyjnego i przymocuj jego siekacze oraz tylne kończyny do stołu operacyjnego za pomocą gumek recepturki.
3. Procedura operacyjna
- Ogol właściwą część szyjki i zdezynfekuj ją patyczką namoczoną w spitrusie. Użyj nożyczek do tkanek, aby zrobić 2 cm nacięcie na skórze po prawej stronie szyi. Użyj zakrzywionych kleszczy okulistycznych, aby tępo rozciąć żyłę szyjną zewnętrzną po prawej stronie.
- Uwolnij około 1 cm żyły. Podwiązuj dalszy koniec żyły nitką szwową 5-0. Zawiąż węzeł na najbliższym końcu. Zacisnij nitkę stehu na dalszym końcu hemostatem i delikatnie pociągnij ją w stronę główki, aby umiarkowanie zaciąć naczynie krwionośne.
- Do venotomii należy nakręcić przygotowaną igłę nr 7 pod kątem 45° w przeciwnym kierunku niż końcówka igły (rysunek 2A) i nakłuć żyłę szyjną zewnętrzną w kierunku końca bliższego (Rysunek 2B).
UWAGA: Igły są uważane za ostre narzędzia. Unikaj bezpośredniego kontaktu z ostrym końcem podczas ich używania.
Rysunek 2: Narzędzie wenotomii. (A) Zgiąć igłę nr 7 pod kątem 45° w przeciwnym kierunku niż końcówka igły. (B) Przebij żyłę szyjną zewnętrzną w kierunku końca bliższego. Ze względu na wcześniejsze zgięcie igły, praca eksperymentatora będzie wygodniejsza. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
- Napełnij cewnik sercowy podłączony do trójdrożnego zaworu roztworem heparyny sodowej i zamknij zaworek trójdrożny.
UWAGA: Heparyna jako lek przeciwzakrzepowy może zapobiegać powstawaniu zakrzepów krwi podczas cewnikowania. Przygotuj 500 ml roztworu sodu heparyny w dawce 1000 IU/mL, mieszając heparynę sodową i sól fizjologiczną. - Włóż wygięty czubek własnoręcznie wykonanej igły nr 7 do żyły, podnieś go i po drodze włóż zakrzywione kleszcze okulistyczne do żyły, aby ją otworzyć (rysunek 3A). Wyciągnij igłę. Włóż cewnik do żyły przez szczelinę otwartą przez kleszcze (Rysunek 3B).
- Wyciągnij zakrzywione kleszcze okulistyczne. Rozwiąż węzeł, przepchnij cewnik do przodu, a następnie zawiąż nowy węzeł, aby zabezpieczyć cewnik i zapobiec jego spadnięciu (rysunek 3C). Nie wiąż węzła ślizgowego zbyt mocno, aby nie dochodziło do wycieku krwi i żelnik mógł być jednocześnie swobodnie przesuwany.
Rysunek 3: Cewnikowanie. (A) Włóż zakrzywione kleszcze okulistyczne do żyły, aby ją otworzyć. (B) Wprowadź cewnik do żyły przez szczelinę otwartą przez kleszcze. (C) Zawiąć nowy węzeł ślizgowy, aby naprawić cewnik i zapobiec jego spadkowaniu. Upewnij się, że nie dochodzi do wycieku krwi i żelnik może być jednocześnie swobodnie przesuwany. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
- Włącz wykrywacz kłamstw, podłącz przetwornik ciśnieniowy i opróżnij go zwykłą solą fizjologiczną, aby upewnić się, że nie ma pęcherzyków powietrza.
- Otwórz oprogramowanie do nagrywania, wyzeruj je przez ekspozycję na atmosferę, a następnie wykonaj dwupunktową kalibrację za pomocą sfigmomanometru rtęciowego. W oprogramowaniu ustaw typ filtra na dolnoprzepustowy, częstotliwość odcięcia na 40 Hz, a częstotliwość próbkowania na 1000 SPS.
- Pomiar przebiegu i ocena położenia: Podłącz trójdrożny zaworek odcinkowy podłączony do cewnika z przetwornikiem ciśnieniowym, zapewniając, że w zaworze nie ma pęcherzyków powietrza. Następnie otwórz i obróć przełącznik trójdrożnego zaworu, aby cewnik komunikował się z przetwornikiem ciśnienia, a przebieg żylny jest widoczny (Rysunek 4A).
- Obróć cewnik, jednocześnie przesuwając go do przodu. Jeśli pojawi się opór, nie zmuszaj go do posunięcia się naprzód. Podnieś podkładkę (wykonaną z ostrza chirurgicznego), lekko wyciągnąć cewnik, a następnie obrócić i ponownie wcisnąć ją do środka, aż nagle poczujesz utratę oporu, co oznacza wejście do większej przestrzeni, wtedy pojawia się fala komorowa (rysunek 4B).
- Naciśnij ją jeszcze raz, aby dotrzeć do tętnicy płucnej. Podczas przesuwania się czubka cewnika po ścianie serca jest wyczuwalne. Pojawi się przebieg tętnicy płucnej (rysunek 4C).
- Jeśli pojawi się przebieg komór przedstawiony na Rysunku 4D , może to oznaczać, że cewnik ma trudności z wejściem do tętnicy płucnej w tym miejscu. Wyciągnij cewnik nieznacznie, obróć go i przepchnij do przodu, aż pojawi się fala komorowa pokazana na Rysunku 4B , wtedy bardzo łatwo jest wejść do tętnicy płucnej. Jednocześnie początkujący mogą również sięgnąć do Sarkara i in., aby lepiej zrozumieć przebiegi na różnych etapach9.
Rysunek 4: Przebieg fali ciśnienia. (A) Przebieg żyły. (B) Przebieg fali komorowej. (C) Przebieg tętnicy płucnej. (D) Nieprawidłowy przebieg fali komorowej. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.
4. Zbieranie danych
- Gdy charakterystyczny przebieg ciśnienia w tętnicy płucnej zostanie potwierdzony i przebieg pozostaje stabilny przez 1 minutę, delikatnie załóż cewnik i utrzymuj go stabilnym. Teraz zmierz PAP.
- Rejestruj stabilny przebieg fali przez co najmniej 10 kolejnych cykli serca. Jeśli eksperyment wymaga długotrwałego, ciągłego pomiaru PAP, nałóż gazy na odsłoniętą skórę, aby zapobiec przesuszeniu lub niepożądanym reakcjom spowodowanym długotrwałą ekspozycją na środowisko.
- Ustaw ciśnienie w prawym przedsionku, prawej komorze i tętnicy płucnej odpowiednio na 2-6 mmHg, 0-25 mmHg i 10-25 mmHg, każde z charakterystycznymi szczytami 7,8,9,10,11,12,13. Gdy szczyt skurczowy fali fali ciśnienia w prawej komorze ma wycięcie, cewnik jest bardziej skłonny do przenikania do tętnicy płucnej.
- Po zakończeniu zbierania danych należy uśpić zwierzęta zgodnie z wytycznymi instytucji dotyczącymi badań nad zwierzętami. Uzupełnij znieczulenie poprzez zastrzyk dootrzewnowny, a ostatecznie uśpij szczury dawką 10-20 mg pentobarbitalu sodu na 100 g. Po zakończeniu zbierania danych czyść cewniki.
UWAGA: Wszystkie odpady powstałe w wyniku tych procedur powinny być właściwie zarządzane. Użyte igły i inne ostre przedmioty należy natychmiast umieścić w dedykowanych pojemnikach na utylizację ostrych przedmiotów. Tkanki biologiczne (w tym zwłoki zwierząt) powinny być nieszkodliwe. Użyte odczynniki chemiczne powinny być wlane do zbiorników na ciecze odpadowe i odprowadzane po centralnym oczyszczaniu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Opublikowaliśmy dane dotyczące średniego ciśnienia tętnicowego w płucach u szczurów z przewlekłym nadciśnieniem płucnym wywołanym przez niedotoksję oraz prawidłowych szczurów kontrolnych z równin mierzonych tą metodą 7,8. Wyniki są zasadniczo zgodne z danymi zawartymi w literaturze 9,10,11,12. Stosując n...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W 1970 roku Swan i Ganz poinformowali o zastosowaniu pływającego cewnika do pomiaru ciśnienia w tętnicy płucnej13, ustanawiając inwazyjną cewnikowanie prawego serca jako złoty standard w diagnozowaniu nadciśnienia płucnego 14,15. Jednak w badaniach z udziałem małych zwierząt, takich jak szczury, rozmiar cewnika ogranicza wykonalność cewnikowania zamkniętego klatki piersiowej. W 1984 roku Bo i in.3opisali metodę wyko...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów związanych z publikacją tego artykułu.
Podziękowania
Prace te były wspierane przez Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81971784, 81830062).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Nić szwowa 5-0 | Zhongke Huida | 23030306 | |
| Środek dezynfekujący alkoholem 75% | Shandong Zhuojian Medical Technology Co., LTD. | Q/371402SDZJ005 | |
| Zlewka | Fabryka Szklanych Instrumentów w Chengdu | GG-17 | 250mL |
| Przewód miedziany | ThermoFisher | 000098.G2 | |
| Poduszka grzewcza | Tigergene Technology Inc | TG-TP-BS | 20& razy; 35cm |
| Kleszcze hemostatyczne | Beyotime | FS245 | |
| Igła do infuzji dożylnej | Fabryka Sprzętu Medycznego przy Wielkim Murze w powiecie Hanjiang | GB 18671-2002 | |
| LabChart Pro Upgrade v7 dla Windows | AD Instruments | GR85-XNCB-MEDA | |
| Medyczna wacina | Huatai Medical Equipment Co., LTD. | YY/T 10330-2015 | |
| Wielokanałowy system rejestrowania fizjologicznego (PowerLab 4/35, AD Instruments) | AD Instruments | PowerLab 4/35 | |
| Igła | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 0,7 razy; 32 TW LB | |
| Sól fizjologiczna normalna | Servicebio | G4702-500ML | Rozpuszczalnik? Płyn czyszczący |
| Okulistyczne wygięte kleszcze | Beyotime | FS229 | |
| Przetworniki ciśnieniowe | AD Instruments | SP 844 | |
| Stół operacyjny szczurów | INSTRUMENTY YUYAN | 30351 | |
| Heparyna sodu | biosharp | BS145 | Działanie antykoagulantne |
| Pentobarbital sodu | Sigma-Aldrich | P3761 | Stosuje się go do znieczulenia szczurów |
| Sterylna strzykawka | Shanghai Kindly Enterprise Development Group Co., LTD. | 5ml | |
| Ostrze chirurgiczne | Beyotime | FS205 | Używany do wykonania pada |
| Zaworek odcinkowy trójstronny | B. Braun | 409511CN | |
| Nożyczki do tkanek | Beyotime | FS209 |
Bibliografia
- Krishnan, A., Markham, R., Savage, M., Wong, Y. W., Walters, D. Right Heart Catheterisation: How To Do It. Heart Lung Circ. 28 (4), e71-e78 (2019).
- Kosova, E., Ricciardi, M. Cardiac Catheterization. JAMA. 317 (22), 2344(2017).
- Sun, P., Liu, W. L. Method for measuring the pulmonary artery pressure with a right cardiac catheter in rats. Acta Acad Med Sinicae. 6 (6), 465-467 (1984).
- Zou, L., Chen, M., Huang, X., Wang, L. A meliorative technique to measure pulmonary artery pressure by right heart catheterization in rats. Chinese J Pathophysiol. 30 (4), 757-762 (2014).
- Yan, H., et al. Optimization of the Method for Measuring Rat Pulmonary Artery Pressure via Right Heart Catheterization. Chinese J Integrative Med Cardio-Cerebrovasc Dis. 20 (11), 1986-1988 (2022).
- Tontodonati, M., Ridley, D., Remie, R., Clements, P. Improved method for the catheterization of the right ventricle in a rat model of pulmonary artery hypertension. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 30 (4), 535-537 (2020).
- Yuan, Z., et al. Megakaryocytic leukemia 1 (MKL1) regulates hypoxia induced pulmonary hypertension in rats. PLoS One. 9 (3), e83895(2014).
- Yang, Y. D., et al. Nogo-B Receptor Directs Mitochondria-Associated Membranes to Regulate Vascular Smooth Muscle Cell Proliferation. Int J Mol Sci. 20 (9), 2319(2019).
- Sarkar, T., et al. Catheterization of Pulmonary and Carotid Arteries for Concurrent Measurement of Mean Pulmonary and Systemic Arterial Pressure in Rat Models of Pulmonary Arterial Hypertension. Bio Protoc. 13 (16), e4737(2023).
- Neelakantan, S., et al. Dissecting contributions of pulmonary arterial remodeling to right ventricular afterload in pulmonary hypertension. Bioeng Transl Med. 10 (4), e70035(2025).
- Neelakantan, S., et al. Right Ventricular Stiffening and Anisotropy Alterations in Pulmonary Hypertension: Mechanisms and Relations to Right Heart Failure. J Am Heart Assoc. 14 (5), e037126(2025).
- Mendiola, E. A., et al. Right Ventricular Architectural Remodeling and Functional Adaptation in Pulmonary Hypertension. Circ Heart Fail. 16 (2), e009768(2023).
- Swan, H. J., et al. Catheterization of the heart in man with use of a flow-directed balloon-tipped catheter. New Engl J Med. 283 (9), 447-451 (1970).
- Ruopp, N. F., Cockrill, B. A. Diagnosis and Treatment of Pulmonary Arterial Hypertension: A Review. JAMA. 327 (14), 1379-1391 (2022).
- Ferrero, P., Krishnathasan, K., Constantine, A., Chessa, M., Dimopoulos, K. Pulmonary arterial hypertension in congenital heart disease. Heart (British Cardiac Society). 110 (18), 1145-1152 (2024).
- Deten, A., Millar, H., Zimmer, H. G. Catheterization of pulmonary artery in rats with an ultraminiature catheter pressure transducer. Heart Circ Physiol. 285 (5), H2212-H2217 (2003).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
