Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ciągłe monitorowanie ciśnienia tętnicowego u świadomych gryzoni z wykorzystaniem wszczepialnej telemetrii i porównanie z metodą mankietu ogonowego

978 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

14 listopada 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten szczegółowo opisuje zastosowanie wszczepialnej telemetrii do ciągłego i niezawodnego monitorowania ciśnienia tętnicznego u świadomych gryzoni, obejmując implantację chirurgiczną, opiekę pooperacyjną, pozyskiwanie danych oraz porównanie z metodą mankietu ogonowego.

Streszczenie

Telemetria radiowa umożliwia niezawodne, ciągłe monitorowanie ciśnienia tętnicowego (BP) u świadomych gryzoni w warunkach fizjologicznych, minimalizując jednocześnie artefakty związane z operatorem. Implantowalny przekaźnik zawiera cewnik z czujnikiem ciśnienia, a procedura wszczepienia różni się w zależności od użytego gatunku i celu badania. U gryzoni najczęstsze metody to implantacja przez tętnicę szyjną lub aortę brzuszną. Podejście tętnicy szyjnej jest często preferowane ze względu na bezpośrednią drogę do łuku aorty, co umożliwia dokładny pomiar centralnego ciśnienia, natomiast podejście aorty brzusznej jest również szeroko stosowane w badaniach przewlekłych. W porównaniu z metodami nieinwazyjnymi, takimi jak mankiet ogonowy, telemetria wszczepialna zapewnia dokładniejsze i bardziej spójne pomiary, co czyni ją szczególnie przydatną w badaniach nadciśnienia wymagających precyzyjnego, długoterminowego monitorowania ciśnienia. Protokół ten opisuje znieczulenie, techniki implantacji chirurgicznej oraz opiekę pooperacyjną, a także procedury pozyskiwania i analizy parametrów hemodynamicznych – skurczowego, rozkurczowego oraz średniego ciśnienia tętnicznego i tętna (HR) – wraz z oceną porównawczą z pomiarami mankietu ogonowego.

Wprowadzenie

Dokładne i ciągłe monitorowanie ciśnienia tętnicowego (BP) u świadomych gryzoni jest niezbędne dla badań nad układem krążenia, zwłaszcza w badaniach nad nadciśnieniem, gdzie dynamiczne zmiany hemodynamiczne wymagają precyzyjnego pomiaru 1,2,3. Tradycyjne metody nieinwazyjne, takie jak metoda mankietu ogonowego, są szeroko stosowane, ale ograniczone przez przerywane pobieranie próbek, artefakty związane ze stresem oraz brak uchwycenia zmienności BP okołodobowego 4,5. Te problemy ograniczają dokładność i powtarzalność, ograniczając ich zastosowanie w długoterminowych badaniach hemodynamicznych6.

Systemy telemetrii radiowej oferują dokładniejsze i bardziej spójne pomiary ciśnienia krwi. Umożliwia ciągłe, wysokiej jakości monitorowanie ciśnienia ciśnienia u swobodnie poruszających się zwierząt, eliminując zmienność w obsłudze operatora oraz stres spowodowany unieruchomieniem 7,8,9,10. To podejście jest szczególnie przydatne w badaniach nadciśnienia, gdzie ważne jest uchwycenie początku, wielkości i stabilności podwyższenia ciśnienia oraz wzorców okołodobowych 11,12,13. Ponadto telemetria ciągła pozwala wykrywać przejściowe wahania podczas postępu choroby oraz zapewnia szczegółową ocenę interwencji farmakologicznych, co jest zalety, których tradycyjne metody "tail-cuff nie mogą zapewnić14".

System telemetrii radiowej wykorzystuje wszczepialny nadajnik z cewnikem wykrywającym ciśnienie, który jest chirurgicznie umieszczany w miejscach anatomicznych wybranych na podstawie gatunku i projektu badania. U myszy cewnik jest zazwyczaj wprowadzany przez tętnicę szyjną do łuku aorty, aby zapewnić stabilne sygnały9. W niektórych eksperymentach, takich jak długoterminowe badania na starszych lub cięższych myszach, może być preferowane umieszczenie w aorcie brzusznej. U szczurów aorta brzuszna jest standardowym miejscem wiarygodnych długoterminowych zapisów15. Te strategie implantacji pozwalają na precyzyjne mierzenie ciśnienia skurczowego, rozkurczowego i średniego tętna, a także tętna (HR), co czyni system telemetryczny cennym narzędziem do fenotypowania modeli nadciśnienia i oceny interwencji terapeutycznych16.

Protokół ten szczegółowo opisuje procedury znieczulenia, chirurgicznego wszczepienia (w tym opcji założenia cewnika), opieki pooperacyjnej oraz pozyskiwania i analizy danych, wraz z oceną porównawczą metodą tail-cuff metodą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Uniwersytetu Xi'an Jiaotong (nr XJTUAE2025-2784) i były prowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi i krajowymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. W eksperymentach wykorzystano ośmiotygodniowe samce szczurów samoistnie nadciśnieniowych (SHR) oraz myszy C57BL/6.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Warunki mieszkaniowe: Trzymać wszystkie zwierzęta w pomieszczeniach o kontrolowaniu środowiska. Utrzymuj temperaturę otoczenia na poziomie 21 °C i wilgotność względną na poziomie 60%. Ustaw cykl światła na 12 godzin i 12 godzin ciemności. Zapewniać standardowe jedzenie laboratoryjne i wodę ad libitum.
  2. Zalecana waga do implantacji telemetrycznej: Wybierz myszy o wadze 20-35 g, aby zapewnić odpowiednią długość wszczepienia cewnika i dostosować się do rozmiaru nadajnika telemetrycznego (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Wybierz myszy o masie 20 g lub więcej do cewnikowania tętnicy szyjnej i użyj myszy o masie około 30 g do implantacji aorty brzusznej. W przypadku szczurów wybierz zwierzęta ważące ≥ 170 g, aby zapewnić odpowiednie dopasowanie i zminimalizować komplikacje chirurgiczne. Stosuj metodę implantacji aorty brzusznej u szczurów.
    UWAGA: Ten zakres wagowy równoważy wykonalność operacji z uwzględnieniem dobrostanu zwierząt przy monitorowaniu przewlekłej telemetrii.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Weryfikacja modelu implantu telemetrycznego: Dla myszy używaj nadajnika HD-X11. Dla szczurów użyj nadajnika HD-S10. Potwierdź numer modelu i kodowanie na nadajnikach (Rysunek 1).
  2. Przygotowanie chirurgiczne aseptyczne: Przed operacją dokładnie zdezynfekuj obszar operacyjny i sterylizuj wszystkie instrumenty poprzez autoklawowanie w temperaturze 121 °C przez 20 minut (Rysunek uzupełniający 1A). Przygotuj sterylne zasłony, sól fizjologiczną chirurgiczną oraz niezbędne odczynniki (Tabela materiałów). Noś odpowiedni sprzęt ochrony osobistej (rękawice, maseczkę i czepek) oraz ułóż narzędzia na sterylnej tacce, potwierdzając wskaźniki bezpłodności przed użyciem. Zachowaj ścisłą technikę aseptyczną przez cały proces. Po operacji należy zapewnić właściwą utylizację zanieczyszczonych materiałów i szybką ponowną sterylizację narządów wielokrotnego użytku.
  3. Wstępne przygotowanie nadajników
    1. Odwijcie białą pokrywę opakowania z przezroczystej plastikowej tacy, aby otworzyć sterylną paczkę.
    2. Podnieś przezroczystą pokrywę tacy, zalać kanał cewnika sterylną solą fizjologiczną i natychmiast załóż pokrywkę. Unikaj kontaktu z nadajnikiem lub wewnętrzną tacką, aby zachować sterylność.
    3. Odłóż opakowanie i pozwól cewnikowi nawodnić się przez 15 minut przed przeniesieniem go do sterylnego pola. Upewnij się, że końcówka cewnika jest jednolita i wypełniona żelem. Zidentyfikuj nieprzezroczyste lub białe końcówki jako niewystarczająco nawodnione i nawilż przed dalszą rozpoczęciem.
    4. Zachowaj białą okładkę (zawiera dane kalibracyjne) oraz sterylne opakowanie (dla potencjalnego zwrotu).
      UWAGA: Zadbaj o odpowiednie nawodnienie cewnika ze względu na jego właściwości hydrofilowe. Wszczepienie w stanie nienawodnionym powoduje wchłanianie wody przez cewnik, co prowadzi do rozszerzania się. To rozszerzenie powoduje cofanie się żelu i powstawanie pustki na końcu cewnika, co zwiększa ryzyko powstawania zakrzepów.
  4. Indukcja znieczulająca
    1. Znieczulenie wdechowe: Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej i znieczulaj z 5% izofluranem w tlenie przy przepływie 0,5 L/min. Po utracie odruchu prostowania należy przenieść zwierzę na platformę chirurgiczną o kontrolowanej temperaturze (37 °C) i utrzymać znieczulenie za pomocą nosa, dostarczając 2% izofluranu przy przepływie tlenu 0,5 L/min przez cały zabieg17.
    2. Znieczulenie iniekcyjne: Znieczulenie myszy poprzez podanie mieszanki Zoletil-ksylazyna (1:2 v/v) w dawce 20 μL na 20 g masy ciała18.
    3. Stosuj maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec suchości podczas znieczulenia.
  5. Przygotowanie miejsca operacji: Napraw kończyny taśmą i usuń owłosienie na szyi kremem depilacyjnym, a następnie wytrzyj to miejsce. Dezynfekuj miejsce nacięcia bromkiem benzalkonium, używając trzech okrągłych peelingów, a następnie dwa szorowania powidon-jodem po nałożeniu sterylnej zasłony.

3. Chirurgiczne wszczepienie telemetrycznego nadajnika

UWAGA: Wykonaj chirurgiczne wszczepienie przez tętnicę szyjną lub cewnikowanie aorty brzusznej (Rysunek 2).

  1. Wszczepienie tętnicy szyjnej
    1. Wykonaj nacięcie o długości 1-1,5 cm wzdłuż linii środkowej skóry poniżej brody i stwórz obustronne przestrzenie podskórne za pomocą rozwarstwienia.
    2. Delikatnie cofnij gruczoły przyuszne i podżuchwywe za pomocą narzędzi, aby odsłonić mięśnie tchawicy. Zidentyfikuj lewą tętnicę szyjną przylegającą do tchawicy za pomocą przecięcia (Rysunek 3A).
    3. Uwolnić tętnicę szyjną od otaczających tkanek. Ostrożnie rozciąć towarzyszący nerw błędny, charakterystyczną białą nić, z dala od ściany tętnicy na odcinku o średnicy 10 mm, aby odsłonić rozgałęzienie.
      UWAGA: Ostrożnie rozciąć nerw błędny bez trakcji, aby uniknąć upośledzenia funkcjonalnego, ponieważ jest to niezbędne dla regulacji autonomicznej.
    4. Przeprowadzić trzy niewchłanialne, niewchłaniające się szwy 6-0 pod izolowanym segmentem tętnicy szyjnej i ustawić je odpowiednio w miejscach czaszki, ogonowych i środkowych (Rysunek 3B). Ostrożnie podnieś naczynie, aby uniknąć uszkodzenia naczyń.
    5. Umieść bardziej przedni szew obok rozgałęzienia tętnicy szyjnej, a następnie mocno splątaj naczynie stałym węzłem. Szew ogonowy zapewnia tymczasowe złączenie naczyń, natomiast środkowy szew tworzy luźną pętlę do stabilizacji cewnika po założeniu. Podnieś oba końce szwów za pomocą zacisków naczyniowych, aby rozciągnąć naczynie (Rysunek 3C).
      UWAGA: Rozdzielenie tętnic szyjną wewnętrzną i zewnętrzną stanowi ważny punkt orientacyjny przy określaniu odpowiedniej długości wszczepienia wszczepionego cewnika.
    6. Zgiąć końcówkę igły strzykawki o pojemności 1 ml pod kątem około 100° i ostrożnie przekłuć ścianę tętnicy w pobliżu więzu czaszki. Używaj igły jako przewodnika, aby wprowadzić cewnik do tętnicy, delikatnie przesuwając go wzdłuż naczynia za pomocą szczypiec trzymających cewnik (Ilustracja uzupełniająca 1B-C).
    7. Wyciągnij igłę za pomocą pewnej ręki i zamień ją na cienkie kleszcze, aby delikatnie przesunąć cewnik głębiej do naczynia. Monitoruj znaczniki głębokości na cewniku, zatrzymaj wprowadzanie po osiągnięciu ustalonej pozycji (Rysunek uzupełniający 2A-B). Mocno dokręć środkowy szew, aby zabezpieczyć cewnik. Mocno zawiąż szew dystalny dla dodatkowej stabilizacji. Oplataj szew bliższy wokół zewnętrznej części cewnika i podwiązuj go, aby zapobiec jego wysunięciu. Tnij końce szwów tak krótko, jak to możliwe (rysunek 3D).
    8. Potwierdź głębokość cewnika markerem i upewnij się, że dociera on do łuku aorty. Sprawdź, czy nie ma wycieku krwi lub bąbelków w miejscu nakłucia lub wokół cewnika. Natychmiast zastosuj działania naprawcze, jeśli wystąpi wyciek. Delikatnie pociągnij cewnik, aby upewnić się, że pozostaje dobrze na miejscu za pomocą szwów lub kleju.
    9. Używając kleszczy, stwórz kieszeń podskórną od nacięcia w kierunku lewej części brzucha. Wstrzyknij 200 μL wcześniej podgrzanej (37 °C) soli fizjologicznej, aby powiększyć przestrzeń, następnie włóż nadajnik telemetryczny do kieszeni i umieść go podskórnie w lewej części brzucha (Rysunek 4A-C).
    10. Opcjonalnie: Wykonaj ten krok przy użyciu implantów z elektrowodami EKG (HD-X11). Umieść bezbarwny przewód EKG podskórnie nad prawym mięśniem piersiowym i zabezpiecz czerwony przewód w lewej dolnej części brzucha, podskórnej przestrzeni. Zamknij nacięcie przerwanymi szwami, aby zapobiec rozprzestrzenianiu rany (Rysunek 4D-E).
      UWAGA: Pokazana procedura została przeprowadzona na uśpionym zwierzęciu. Wszystkie operacje przeżywalności przeprowadzano w surowych warunkach aseptycznych z sterylnym przykryciem, aby zapewnić dobrostan zwierząt i sukces eksperymentów.
    11. Utrzymuj zamknięte nacięcie czyste i zasłonięte. Sprawdź aktywne krwawienie podskórne, takie jak szybki obrzęk, powstawanie krwiaka lub przeciekanie krwi przez linię szwów.
  2. Implantacja aorty brzusznej
    1. Ustaw zwierzę w pozycji leżącej, z głową skierowaną z dala od chirurga.
    2. Wykonaj nacięcie skóry na linii środkowej o długości 3-4 cm, a następnie rozwarstwienie między skórą a ścianą brzucha.
    3. Naciń linię alba wzdłuż linii środkowej i delikatnie cofnij jelita wilgotną gazą, aby odsłonić przestrzeń za otrzewną.
    4. Zidentyfikuj pulsującą aortę brzuszną sąsiadujące z żyłą dolną, a następnie ostrożnie rozcinaj otaczającą tkankę tłuszczową/łączną patyczkami wacikami, aby odsłonić segment aorty od lewej żyły nerkowej (górnie) do rozgałęzienia biodrowego (dolnie), usuwając całą tkankę brzuszną (rysunek 5A).
      UWAGA: Lewa żyła nerkowa przecinająca brzuszną powierzchnię aorty stanowi kluczowy punkt orientacyjny dla mobilizacji aorty bliższej.
    5. Przeprowadzić dwa niewchłanialne szwy 4-0 zwilżone solą fizjologiczną pod izolowaną aortą brzuszną. Szew czaszkowy umieść na lewym styku żyły nerkowo-aorty, a szew ogonowy na rozgałęzieniu biodrowego. Tymczasowo napięć oba szwy, aby zatkać przepływ krwi (rysunek 5B).
    6. Zgiąć końcówkę igły strzykawki o pojemności 5 ml pod kątem około 100°, a następnie ostrożnie przekłuć ścianę aorty tuż poniżej tętnicy krezkowej ogonowej. Używając igły jako przewodnika, przesuwaj cewnik do aorty przez miejsce wejścia za pomocą specjalistycznych kleszczy do trzymania cewnika, delikatnie przesuwając go wzdłuż naczyń.
    7. Wyjmij igłę i ostrożnie przesuwaj cewnik czaszkowo, aż jego dalszy czubek napotka niewielki opór w przednim szwie okluzyjnym (Rysunek 5C i Ilustracja uzupełniająca 2C-D).
    8. Nałóż jedną kroplę kleju tkankowego na miejsce wejścia do cewnika i pozwól utwardzić przez 30 sekund. Stopniowo rozluźniaj szew trakcyjny ogonowo, uważnie monitorując ewentualne krwawienie w miejscu wkłucia (Ilustracja uzupełniająca 3A). Potwierdź, że czubek cewnika jest umieszczony czaszkowo względem lewej żyły nerkowej.
    9. Przygotuj plastr błoniowy o wymiarach 5 mm x 3 mm i umieść go nad miejscem wszczepienia cewnika (Ilustracja uzupełniająca 3B), a następnie zabezpiecz go biokompatybilnym klejem, aby ustabilizować cewnik (Rysunek 5D).
    10. Pod wyraźną wizualizacją sprawdź aktywny wyciek krwi z miejsca nakłucia lub wokół cewnika. Natychmiast zatrzymaj, jeśli pojawi się bąbelek lub przeciekanie i zastosuj działania naprawcze. Delikatnie pociągnij za cewnik, aby upewnić się, że pozostaje dobrze na miejscu dzięki szwom i/lub klejowi.
      UWAGA: Podczas wykonywania zabiegów u zwierząt z nadciśnieniem zaczynaj od zacisków aurazowych. Stopniowo przywracaj ciśnienie za pomocą stopniowego protokołu zacisku i zwalniania: najpierw zwolnij zacisk dystalny, aby przetestować uszczelkę pod niskim ciśnieniem, a następnie zwolnij zacisk bliższy dopiero po potwierdzeniu hemostazy.
    11. Usuń całą gazę brzuszną i delikatnie przestaw jelita. Przepłukaj jamę brzuszną podgrzaną (37 °C) solą fizjologiczną, a następnie potwierdź hemostazę w miejscu wejścia do cewnika.
    12. Umieść przekaźnik wewnątrzbrzusznie między pętlami jelitowymi i przymocuj go do otrzewnej ciemieniowej za pomocą szwów 6-0 niewchłanialnych (Rysunek 6A).
    13. Opcjonalnie: Wykonaj ten krok przy użyciu implantów z elektrowodami EKG (HD-X11). Włóż igłę 18 G przez ścianę brzucha w pobliżu prawego nacięcia bocznego (prawej strony zwierzęcia) do jamy otrzewnej, unikając narządów wewnętrznych. Przeciągnij ołów negatywny (przezroczysty cewnik) przez igłę i zewnętrznie go od brzucha. Wyciągnij igłę, utrzymując pozycję prowadzącą. Powtórz procedurę po przeciwnej stronie, aby zewnętrznie wyprowadzić dodatni odwód (czerwony cewnik) (rysunek 6B-C).
    14. Zamknięcie ściany brzucha: Zszyj ścianę brzucha prostym wzorem przerwanym z niewchłanialnymi szwami 5-0 lub 6-0.
    15. Przygotowanie i umieszczenie omotu: Przycinaj nadmiar długości elektrodu, pozostawiając mały zwój; Usuń ~1 cm silikonu końcowego, aby odsłonić przewody i zabezpieczyć rurkę szwami 5-0/6-0. Przekop przewód dodatni do lewego żebra ogonowego, a ujemny do prawego mięśnia piersiowego, zakotwiczając każdy za pomocą szwów usztywniających (rysunek 6D).
    16. Zamknij nacięcie przerwanymi szwami, aby zapobiec rozprzestrzenianiu rany (Rysunek 6E).
      UWAGA: To badanie przeprowadza ten zabieg na uśpionym zwierzęciu w celu demonstracji. Wszystkie operacje przeżywalności przeprowadzaj w surowych warunkach aseptycznych z sterylnym okryciem, aby zapewnić dobrostan zwierząt i sukces zabiegu.

4. Rekonwalescencja chirurgiczna

  1. Przerwanie znieczulenia: Odłóż znieczulenie gazowe i usuń urządzenie do podawania. Przenieś zwierzę na podgrzewacz o temperaturze 37 °C, aby utrzymać normotermię aż do pełnego wznowienia spontanicznego ruchu. Nie zostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, by utrzymać leżącą część mostka.
  2. Analgezja pooperacyjna: Podanie meloksykamu podskórnie w dawce 5 mg/kg masy ciała dla złagodzenia bólu po operacji 19,20,21,22.
    UWAGA: Aby zapobiegać bólowi proaktywnie, przed operacją można podać prewencyjną analgezję.
  3. Monitorowanie rekonwalescencji: Systematycznie monitoruj myszy pod kątem bólu i infekcji po operacji. Oceń samoistny ból za pomocą Skali Grimasy Myszy (MGS), oceniając napięcie oczodołu, wypukłość nosa, wypukłość policzka, położenie ucha oraz zmianę wąsa. Rejestruj codzienne obserwacje kliniczne, w tym utratę masy ciała, zmniejszone spożycie jedzenia lub wody, pochyloną postawę, piloerekcję, zmniejszoną aktywność oraz izolację społeczną. Codziennie badaj miejsce operacji pod kątem zaczerwienienia, obrzęku, gorąca lub wydzieliny (Tabela Uzupełniająca 1). Podawaj leki przeciwbólowe lub skonsultuj się z weterynarzem zgodnie z ustalonymi humanitarnymi celami, jeśli zaobserwuje się nieprawidłowe zachowanie lub wygląd 23,24,25,26,27. Po pełnym powrocie do zdrowia (zazwyczaj 10 dni po operacji) indywidualnie trzymaj myszy w standardowych klatkach na płytach odbiorników telemetrycznych do ciągłego pozyskiwania danych.

5. Rejestrowanie i analiza danych

  1. Implantacja i działanie nadajnika: Steruj wszczepialnym nadajnikiem, używając silnego magnesu do włączania lub wyłączania. Potwierdzaj skuteczną aktywację, weryfikując obecność sygnału słyszalnego na pobliskim radiu FM.
  2. Konfiguracja nadajnika i akwizycja danych
    1. Pobieranie danych za pomocą oprogramowania (Ponemah v5.00). Opcje konfiguracji można znaleźć w Pliku Uzupełniającym 1 .
    2. Otwórz Ponemah v5.00, stwórz nowy eksperyment lub otwórz istniejący. Przejdź do Configuration > Hardware i kliknij Edytuj konfigurację APR , aby wybrać pusty odbiornik.
    3. Otwórz sprzęt > edytuj konfigurację MX2 , aby podłączyć implant. Wybierz odbiornik powiązany z implantem i skonfiguruj następujące parametry: nazwę, model implantu, typ sygnału, częstotliwość próbkowania oraz numer seryjny.
    4. Kliknij Wyszukaj implant HD. Aktywuj implant za pomocą magnesu i umieść go na wyznaczonej płycie detekcyjnej, aż system rozpozna sygnał. Kliknij Zapisz, aby potwierdzić.
    5. Skonfiguruj szczegóły podmiotu , ustawiając nazwę podmiotu, płeć i gatunek, a następnie wybierz Elementy wykrywania odpowiadające typowi implantu.
    6. Wybierz nadajnik docelowy, kliknij i wybierz przycisk odtwarzania (symbol trójkąta początkowego), aby rozpocząć akwizycję sygnału. Kliknij OK , aby potwierdzić.
    7. Kliknij przycisk pauzy, aby zakończyć nagrywanie.
    8. Do zbierania danych eksperymentalnych próbkować zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi.
  3. Analiza danych
    1. Załaduj dane telemetryczne. W oprogramowaniu przejdź do File > Load Data. Wybierz parametry docelowe. Wybierz nadajniki z listy formularzy i ustaw ramy czasowe analizy zgodnie z zarejestrowanymi godzinami rozpoczęcia i zakończenia.
    2. Określ przesunięcie BP: Wyodrębnij dane z 30-minutowego okresu poprzedzającego zakończenie próbki. Oblicz i zgłoś wartości jako średnią ± SEM.
    3. Parametry układu sercowo-naczyniowego eksportu, w tym ciśnienie tętna, ciśnienie skurczowe (SBP), ciśnienie rozkurczowe (DBP), średnie ciśnienie tętnicze (MAP), tętno oraz liczenie aktywności (Rysunek 7A). Użyj metody tail-cuff 5,6,28 (Plik uzupełniający 2) do pomiaru BP u myszy za pomocą zasady rejestrowania objętości ciśnienia (VPR) i generowania krzywych ciśnienia do analizy (Rysunek 7B).
    4. Analiza statystyczna: Dane wyrażaj jako średnią ± SEM. Przeprowadzaj analizy statystyczne za pomocą GraphPad Prism 8.0. Oceń różnice między średnimi grupowymi w niesparowanym teście Student t oraz przeanalizuj dane ciągłe przez 24 godziny za pomocą dwukierunkowej ANOVA, a następnie testu post hoc Bonferroniego. Wartość p < 0,05 jest uznawana za wskazanie istotności statystycznej.

6. Odzyskiwanie nadajników

  1. Uśpić zwierzę standardowymi technikami. Nie stosuj zwichnięcia szyjki macicy, ponieważ może to uszkodzić cewnik.
  2. Nacinaj podskórną kieszeń zawierającą nadajnik precyzyjnymi nożyczkami chirurgicznymi. Zacznij od końca kieszonki ogonowej i przedłuż nacięcie czaszkowo, unikając kontaktu z cewnikiem. Wyjmij nadajnik z kieszonki i kontynuuj nacięcie czaszkowo w kierunku brzusznej części szyi, uważając, aby nie uszkodzić cewnika.
  3. Uwolnij cewnik od całej tkanki łącznej. Delikatnie podnieś nadajnik i umieść go na polu chirurgicznym blisko głowy zwierzęcia, aby zapobiec przypadkowemu przecięciu cewnika.
  4. Wykonaj nacięcie w linii środkowej brzucha cienkimi nożyczkami chirurgicznymi i wyprostuj go czaszkowo, aby przeciąć przeponę i mostek. Wykonaj obustronne nacięcia przez boczną klatkę piersiową, aby całkowicie odsłonić jamę piersiową.
  5. Zidentyfikuj serce. Ostrożnie rozczłonkowaj i usuń gruczoł grasicy, który wygląda jak biała tkanka, aby zobrazować łuk aorty. Podczas rozwarstwiania chwytaj tylko grasicę, aby uniknąć uszkodzenia naczyń leżących, ponieważ cewnik znajduje się w łuku aorty pod grasicami.
  6. Zlokalizuj łuk aorty po usunięciu grasice. Delikatnie odizoluj go od otaczających tkanek i umieść cienko końcówki kleszczy pod łukiem, aby zlokalizować końcówkę cewnika. Nacinaj łuk aorty w tym miejscu, aby odsłonić końcówkę cewnika, uważając, aby nie uszkodzić cewnika.
  7. Śledzić czubek cewnika i ostrożnie naciąć aortę wsteczną w kierunku tętnicy szyjnej wspólnej aż do miejsca szwu wiązania. Delikatnie przetnij węzeł szwowy, aby odsłonić miejsce wkłucia i wyciągnąć cały cewnik.

7. Czyszczenie na miejscu i ponowna sterylizacja nadajników

  1. Usuwanie tkanek i zanieczyszczeń: Przygotuj roztwór 1% Tergazymu. Mocz przekaźnik w roztworze przez 24 godziny, aby usunąć krew, białka surowicowe i zanieczyszczenia tkanek. Dokładnie spłuknij pod bieżącą wodą.
  2. Dekontaminacja: Praca pod osłoną oparową. Zanurz nadajnik w glutaraldehydzie w szczelnej rurce wirówki o pojemności 50 mL na 24 godziny. Dokładnie przepłucz sterylną solą fizjologiczną i przechowuj w sterylnym opakowaniu.

8. Przygotowanie strzykawki Regel i wypełnienie cewnika

  1. Noś czyste rękawiczki. Płucz powietrze ze strzykawki, wyciskając niewielką ilość żelu z końcówki igły.
  2. W przypadku HD-S10 należy włożyć końcówkę igły do cewnika, nie dotykając jego krawędzi. Przesuń go pod powierzchnię resztek materiału. Wstrzykuj żel pod delikatnym naciskiem, powoli wyciągając igłę, aż końcówka będzie całkowicie wypełniona i wolna od pęcherzyków lub zanieczyszczeń.
  3. W przypadku HD-X11 unikaj wbijania igły. Umieść małą kroplę żelu na sterylnej powierzchni. Delikatnie ściśnij żarówkę cewnika, aby wypchnąć powietrze lub zakrzep. Skontaktuj się z otworem z kroplą żelu. Zwolnienie, aby umożliwić napełnianie wsteczne poprzez działanie kapilarne i podciśnienie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ciągłe telemetryczne rejestrowanie ciśnienia i tętna u myszy C57BL/6
Ośmiotygodniowe samce myszy C57BL/6 zostały losowo przydzielone do implantacji przekaźnika przez kaniulację tętnicy szyjnej (CAC) lub kanilowaną aorty brzusznej (AAC). Po 10 dniach rekonwalescencji znotowano bazowe ciśnienie. Ciągłe, 24-godzinne monitorowanie potwierdziło stabilne i wiarygodne sygnały z oczekiwanym rytmem okołodobowym, wykazując nieco wyższe wartości nocne niż dobowe. W porównaniu z CAC, AAC skutkowało wyższym SBP (<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kluczowe kroki w protokole
Implantowalna telemetria jest powszechnie uznawana za złoty standard ciągłego, wysoko-wiernego monitorowania sercowo-naczyniowego u świadomych, swobodnie poruszających się gryzoni31,32. Kluczowym krokiem jest wybór miejsca wszczepienia cewnika, czyli tętnicy szyjnej lub aorty brzusznej, na podstawie celów eksperymentalnych. Wszczepienie tętnicy szyjnej oferuje techniczną prostotę i umożliwia przesunięcie cewnika do...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (grant 82230012, 81830015 dla N. Wanga, grant 91939108, 82570478 dla L. Xiao).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Odniesienie ciśnienia otoczenia APR-1Data Sciences International (DSI)APR-1 Ambient Pressure Reference jest wymaganym elementem każdego systemu telemetrii DSI, w którym monitorowane są pomiary ciśnienia, aby dynamicznie kompensować wpływ zmiany ciśnienia barometrycznego na bezwzględne (względem próżni) pomiary wykonywane przez implanty telemetryczne
Zestaw do łatki celulozowejData Sciences International (DSI)370-0036-001
GlutaraldehydMetriCide89132-856
Forcepsy Graefe – zakrzywione, z zębamiData Sciences International (DSI)11054-10
Implant (HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Implant (HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Implant (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Implant (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
izofluranNauki o życiu z napędem na tylne kołaR510-22-10
Lexar-Baby Scissors-prosto, 10 cmData Sciences International (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2)  Data Sciences International (DSI)Matrix 2.0 (MX2) zarządza komunikacją między implantami telemetrycznymi PhysioTel i PhysioTel HD a komputerem akwizycji.
Obudowa instrumentów MoriaData Sciences International (DSI)20311-21
Sól fizjologicznaKelong PharmaceuticalC1250213B1
Uchwyt na igły Olsen-Hegar – bardzo delikatnyData Sciences International (DSI)12002-12
Pentobarbital sodnySigma-AldrichP3761
Odbiorniki RPC-1Data Sciences International (DSI)34668Odbiornik RPC-1 jest najczęściej używany do monitorowania zwierząt trzymanych w plastikowych klatkach, które można umieścić na odbiorniku. Odbiornik RPC-1 zapewnia niezawodny odbiór danych przesyłanych za pomocą telemetrii cyfrowej i posiada dwie anteny odbiorcze ustawione pod kątem prostym, aby zminimalizować przerwy spowodowane kierunkowością wzoru transmisji.
Odbiorniki RPC-1Data Sciences International (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Kleszcze do kaniulacji naczynia, 11 cm długościData Sciences International (DSI)00608-11
Naczynie Dilator – kociotka pod kątem 45 stopni, długość 13,5 cmData Sciences International (DSI)00276-13
Klej tkankowy VetbondMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Ksylazyna 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Laboratoria Virbac

Bibliografia

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Pomiar ciśnienia tętniczegotętnica szyjnaaorta brzusznabadania nad nadciśnieniemparametry hemodynamiczneimplantacja chirurgiczna
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.