Artykuł metodologiczny

Ustanowienie modelu zapalenia implantitis u szczura poprzez założenie tytanowego implantu szczękowego oraz indukcję wiązaniem Porphyromonas dząseł

DOI:

10.3791/69682

⸱

6 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to ustanowiło model szczura zapalenia okołoimplantatu z użyciem tytanowych implantów szczęki, obejmującego usuwanie zębów, chirurgiczne wszczepianie tytanowych oprawek oraz późniejszą indukcję utraty kości zapalnej poprzez umieszczenie więza nasączonego Porphyromonas dząsłami wokół szyi implantu po gojeniu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Periimplantitis (PI) jest główną przyczyną niewydolności implantów zębowych, charakteryzującym się zapalnymi zmianami tkanek miękkich oraz postępującą utratą kości, co wymaga wiarygodnych modeli zwierzęcych do badań mechanistycznych i terapeutycznych. Badanie to ustanowiło nowy model szczura, który synergicznie łączy podrażnienia mechaniczne z infekcją bakteryjną, aby lepiej naśladować patogenezę ludzkiego PI. Po usunięciu pierwszych trzonowców szczęki szczękowej u 12 samców szczurów Sprague-Dawley (4 tygodnie) i 8-tygodniowym okresie gojenia założono implanty tytanowe. Po 4 tygodniach osseointegracji grupa PI (n = 6) otrzymała ligatury nasączone Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) wokół karków implantów, podczas gdy grupa kontrolna z ujemną (NC) (n = 6) nie otrzymała leczenia wiązań. Dwa tygodnie po indukcji analizy za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT) i histologii wykazały znaczącą utratę kości pęcherzyka i ciężkie zapalenie tkanek miękkich, w tym wyraźną infiltrację komórek zapalnych i niszczenie tkanek, w grupie PI w porównaniu z grupą NC. Ten zweryfikowany model skutecznie powtórzył kluczowe cechy klinicznego PI. Jego ograniczenia obejmują uproszczone wyzwanie monopatogenowe oraz przyspieszony przebieg choroby w porównaniu z ludzkim PI. Niemniej jednak stanowi solidne i klinicznie istotne narzędzie do badań badawczych i terapeutycznych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki postępowi w stomatologii protetycznej, implanty stomatologiczne są stale wykorzystywane klinicznie1. Jednak zapalenie implantu okołownieczego, jako najczęstsze powikłanie, znacząco ogranicza długoterminowe przeżycie implantów stomatologicznych i prowadzi do trwałych negatywnych skutków dla zdrowia jamy ustnej pacjentów2. PI to patologiczna choroba zapalna tkanek okołoimplantowych, głównie wywołana dysbiozą mikrobiomu blaszkowego biofilmu, charakteryzująca się postępującym zapaleniem tkanek miękkich okołoimplantatowych oraz późniejszą utratą kości wspierającej 3,4. Przy szacowanych wskaźnikach rozpowszechnienia na poziomie pacjentów i implantów odpowiednio 19,53% i 12,53%5, biorąc pod uwagę złożony i kosztowny charakter leczenia, PI stanowi znaczące obciążenie kliniczne i zdrowotne6.

Wyjaśnienie złożonej patogenezy PI oraz rozwój skutecznych terapii opierają się zasadniczo na solidnych modelach zwierzęcych, które wiernie odtwarzają chorobę człowieka 7,8. Chociaż duże modele zwierzęce, takie jak psy i świnki mini, oferują podobieństwa anatomiczne, ich zastosowanie w głębokich badaniach mechanistycznych jest ograniczone przez wysokie koszty, kwestie etyczne i mieszkaniowe oraz brak specyficznych dla gatunku narzędzi molekularnych9. Modele gryzoni, w przeciwieństwie do nich, wykazują zalety w postaci opłacalności, łatwiejszej obsługi oraz dużej manipulacji genetycznej, co ułatwia szczegółowe badania szlaków molekularnych10. Model myszy jest jednak często ograniczony przez niewielki rozmiar i techniczne wyzwania związane z procedurami chirurgicznymi11. Ograniczenia te są spotęgowane przez proceduralne problemy w ustalonych metodach, takie jak ogniskowy charakter i przedwczesna utrata więzań typowa dla modeli z myszim zapaleniem przyzębia12. Szczur wyłania się jako pragmatyczny kompromis, oferując szersze pole operacyjne, ugruntowaną użyteczność w badaniach nad gojeniem kości oraz dostępność szczepów transgenicznych do badania specyficznych czynników genetycznych13, co czyni go wysoce odpowiednim kandydatem do modelowania PI. Pomimo potencjału, wdrażanie modeli PI szczurów jest ograniczone przez techniczne zawiłości procedur chirurgicznych, w tym niezawodne usuwanie zęba i regularne umieszczanie implantów.

Istniejące techniki indukcji w modelu szczura obejmują umieszczenie więzy jedwabnej14,15, lokalną inokulację patogenów16 oraz iniekcję lipopolisacharydów17. Wcześniejsze modele infekcji oparte na płukaniu bakteryjnym jamy ustnej często prowadziły do niestabilnego tworzenia biofilmu i niespójnych odpowiedzi zapalnych18. Metoda wiązania jedwabnego jest powszechna w celu szybkiego gromadzenia się płytki nazębnej. Jednak samo podwiązywanie stanowi niefizjologiczne mechaniczne uszkodzenie i nie uwzględnia kontrolowanego wyzwania patogennego, niedostatecznie oddając etiologię choroby zakaźnej PI19. Monoinfekcja patogenami takimi jak P. gingivalis natomiast często ma trudności z utworzeniem stabilnego biofilmu i może nie zawsze wywoływać silnego stanu zapalnego. Hipotezujemy, że procedura podwiązywania powoduje podwójne uszkodzenia: szew jedwabny działa jako mechaniczny drażniący czynnik i rusztowanie do złożonego tworzenia biofilmu, podczas gdy dostarczony patogen kluczowy, P. gingivalis, wywołuje i utrwala dysbiotyczną odpowiedź zapalną21. Aby wizualnie podsumować to zintegrowane podwójne podejście patogenne i jego postęp czasowy, przedstawiono schematyczny przegląd procedury eksperymentalnej oraz harmonogramu ustanowienia tego połączonego modelu szczura z ligacją P. gingivalis (Rysunek 1). Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje ustanowienie i walidację tego połączonego modelu ligacji P. gingivalis, zaprojektowanego do wiarygodnego odtworzenia krytycznej patologii kości i tkanek miękkich u ludzkiego PI, co zwiększa kliniczną istotność i użyteczność modelu w badaniach przedklinicznych.

Rysunek 1
Rysunek 1: Schematyczny diagram osi czasu procedury eksperymentalnej mająca na celu ustanowienie modelu zapalenia obrzęgowego szczura wywołanego metodą podwiązywania szwów obciążonych bakteriami. Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wielkość próby została ustalona na podstawie powszechnych praktyk w wcześniej opublikowanych modelach zapalenia okołołądzie u gryzoni (PI) oraz ograniczeń dostępnych zasobów22. Do usuwania zęba, zakładania implantów i indukcji PI użyto dwunastu 4-tygodniowych samców szczurów Sprague-Dawley (dostarczonych przez Experimental Animal Center of Southwest Medical University, licencja nr SCXK (Chuan) 2024-0046). Wszystkie szczury były przechowywane w standardowym ośrodku barierowym wolnym od patogenów specyficznych (SPF), a zwierzęta z różnych grup eksperymentalnych były trzymane osobno. Lokalizacje klatek w stojaku były losowo wyznaczane co tydzień. Szczury były przypisywane do grupy kontroli ujemnej (NC) lub PI (n = 6 na grupę) za pomocą generatora liczb losowych. Kolejność zabiegów chirurgicznych wszystkich szczurów jest losowa. Wszystkie procedury są zatwierdzane przez Komitet Etyki Badań Zwierząt Southwest Medical University (nr zatwierdzenia 20241111-012) i są zgodne z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt. Badanie to jest prowadzone zgodnie z zasadami 3R (Zastępstwo, Redukcja, Udoskonalenie) dotyczących etycznych badań na zwierzętach. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie przed ekstrakcją

  1. Sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne (#5 dentystyczny explorer, uchwyt na igły, kleszcze okulistyczne, medyczne patyczki watowe, szczypce do tkanek itp.) poprzez autoklawowanie. Wszystkie kolejne procedury wykonuj w szafie biobezpieczeństwa klasy II, aby utrzymać warunki aseptyczne.
  2. Podaj podanie podania tribromodetanolu wewnątrzotrzewnowego (250 mg/kg) w celu znieczulenia szczurów23 (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Potwierdź głębokość znieczulenia, nie występując odruchu wycofania w odpowiedzi na uszczypnięcie tylnej łapy.
  3. Stosuj smar okulistyczny zapobiegający wysychaniu rogówki podczas zabiegów.
  4. Dokładnie zdezynfekuj wszystkie powierzchnie robocze za pomocą roztworu etanolu 75%.
  5. Ułóż szczura na plecach na stabilnej platformie chirurgicznej. Wycofaj siekacze szczękowe i żuchwowe za pomocą gumek recepturkowych, aby osiągnąć i utrzymać maksymalne otwarcie jamy ustnej. Oświetl jamę ustną chirurgiczną lampą.
  6. Delikatnie chwyć język za pomocą kleszczy tkankowych i odsuń go na bok. Upewnij się, że język jest mocno przymocowany, aby zapewnić wyraźny i niezakłócony widok na trzonowce szczęki.

2. Procedura usunięcia zęba

  1. Dezynfekuj miejsce operacji povidon-jodem. Umieść dentystyczny eksplorator #5 na dalszej powierzchni pierwszego trzonogórca szczęki (przestrzeń międzymostowa między pierwszym a drugim trzonowcem) i zastosować siłę meziodystalną, aby osiągnąć początkową luksację (Rysunek 2A).
  2. Przesuń eksploratora na powierzchnię mezjalną pierwszego trzonowca i ponownie zastosuj siłę meziodystalną, aby jeszcze bardziej uruchomić ząb (Rysunek 2B).
  3. Umieść czubek eksploratora w bruzdę dziąsł podniebiennych. Stosuj delikatny ruch obrotowy podniebienia komórkowego oraz utrzymujący nacisk okluzyjny wzdłuż długiej osi zęba. Kontynuuj, aż ząb zostanie całkowicie zwichnięty od zębodołu (rysunek 2C,D).
  4. Dokładnie obejrzyj wyjęty ząb na oku, aby upewnić się, że wszystkie korzenie są nienaruszone i nie ma złamań. Delikatnie płukaj puste zębodoły strumieniem soli fizjologicznej ze sterylnej strzykawki, aby usunąć wszelkie pozostałości zakrzepów lub zanieczyszczeń (rysunek 2E,F).
  5. Uzyskaj hemostazę, stosując sterylny nacisk wacikiem przez 1 minutę. Przywróć język do pozycji anatomicznej. Trzymaj zwierzę na termoforze aż do całkowitego wyzdrowienia po znieczuleniu.
  6. Zapewnij miękką dietę i wodę pitną z antybiotykami (Amoksycylina 250 mg/kg) przez tydzień.
    UWAGA: Podczas chwinięcia stosuj kontrolowaną, stopniową siłę i unikaj gwałtownych ruchów, aby zapobiec złamaniu korzenia lub uszkodzeniu kości pęcherzykowej.

Rysunek 2
Rysunek 2: Zabieg usunięcia zęba. Sonda dentystyczna została wprowadzona do dalszej i bliższej części pierwszego trzonowego szczęki szczura, aby uwolnić więzadła przyzębia (A,B). Zastosowanie podniebienia sił obrotowych i okluzalnych do podwięksowania zęba (C,D). Gniazdo zostało dokładnie zbadane pod kątem pozostałości fragmentów korzenia (E). Pokazano nienaruszony pierwszy trzonowc szczęki szczura (F). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

3. Operacja zaszczepienia implantu

  1. Osiem tygodni po ekstrakcji wykonaj 5 mm nacięcie meziodistalne na grzbiecie zębatym za pomocą sterylnego ostrza 12c, penetrującego powierzchnię kości (Rysunek 3A).
  2. Użyj #5 Explorer do tępego przecięcia, aby podnieść płaty mukooperiostealne o pełnej grubości, odsłaniając miejsce operacji (Rysunek 3B).
  3. Podłącz wiertarkę z węglika wolframu (średnica 1,5 mm) do adaptera do ręcznego śrubokręta i wykonaj osteotomię zgodnie z ruchem wskazówek zegara z przerywanym irygowaniem solą fizjologiczną dla kontroli termicznej, przygotowując miejsce implantu o głębokości 4 mm w zagojonym gnieździe ekstrakcyjnym, jednocześnie utrzymując ciągłe sprzężenie zwrotne dotykowe, aby zapobiec perforacji kory (Rysunek 3C).
  4. Wkładaj implant tytanowy wykonany na zamówienie (średnica 1,8 mm, długość 3,2 mm, powierzchnia obrobiona) z użyciem obrotu zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Zweryfikowaj stabilność poprzez brak mobilności w aplikacji eksploratora (rysunek 3D-F).
  5. Pozwól na tydzień regeneracji, kontynuując miękką dietę i antybiotyki, jak opisano wcześniej.
    UWAGA: Stosuj delikatną technikę chirurgiczną i unikaj nadmiernej siły osiowej, aby zapobiec przebiciu dna zatoki szczękowej przez jatrogen.

Rysunek 3
Rysunek 3: Procedura zakładania implantu. Wykonano nacięcie meziodistalne za pomocą zakrzywionego ostrza nr 12 (A). Płat śluzowy został odbity sondą dentystyczną (B). Osteotomię wykonano przy użyciu wiertła węglika wolframu o średnicy 1,5 mm przymocowanego do ręcznej wiertarki (C). Implant został umieszczony w kości szczęki za pomocą spersonalizowanego nośnika implantu (D). Po implantacji zastosowano sondę do sprawdzenia ruchomości (E,F). Implant tytanowy wykonany na zamówienie (gwint gładkiej powierzchni, średnica 1,8 mm, długość 3,2 mm), odpowiedni nośnik implantu (G,H) oraz mini wiertarka ręczna (I). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

4. P. gingivalis – przygotowanie szwów z podwiązaniem

  1. Hodować P. gingivalis beztlenowo w temperaturze 37 °C w bulionie do nalewu serca (BHI) o pojemności 5 mL do osiągnięcia10,9 CFU/mL (OD600 =1,0).
  2. Przenieś zawieszenie w rozcieńczeniu 1:20 do 10 mL świeżego medium BHI.
  3. Zanurz sterylne szwy jedwabne 3-0 całkowicie w zaszczepionym medium. Inkubuj beztlenowo w 37 °C przez 48-72 godziny, aby utworzyć dojrzały biofilm.

5. Indukcja PI

  1. Cztery tygodnie po implantacji podwiązuj wokół gryfu implantu szew nasączony P. gingivalis za pomocą sterylnego uchwytu na igły. Zabezpiecz się potrójnym węzłem przylegającym do tkanki dziąsła (Rysunek 4A-D).
  2. Utrzymuj więź przez 2 tygodnie, monitorując postęp stanu zapalnego.
  3. Wykonuj codzienną kontrolę więza. Wymień opcję poluzowania lub zgubienia metodą aseptyczną.
    UWAGA: Podczas wiązania węzłów delikatnie rozdzielaj tkanki miękkie, aby uniknąć rozdarcia, i upewnij się, że węzeł szwowy jest umieszczony podgingivalnie.

Rysunek 4
Rysunek 4: Procedura PI indukowana szwami : Przygotowana nić szwu nasączona bakteriami (3-0) została umieszczona w pozycji poddziąsłowej na dalszym końcu implantu (A). Pierwszy węzeł był wiązany i zabezpieczany uchwytem na igły, aby zapobiec zwichnięciu węzła (B). Następnie zawiązaj potrójny węzeł, aby zapobiec ślizganiu się szwów (C,D). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

6. Eutanazja i pobieranie próbek

  1. Po dwutygodniowym okresie indukcji należy uśpić zwierzęta poprzez zwichnięcie szyjki szyjnej pod głęboką znieczuleniem izofluranowym (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Rozciąć nienaruszone górki za pomocą implantów, używając ostrych narzędzi.
  2. Natychmiast zanurz próbki w 4% paraformaldehydzie w celu 24-godzinnej fiksacji. Usuń pozostałości tkanek miękkich za pomocą irygacji PBS i przechowuj w 70% etanolu.
    UWAGA: Eksperyment może zostać wstrzymany na tym etapie przy długotrwałym przechowywaniu w 70% etanolu w temperaturze 4 °C.

7. Analiza mikrotomografii komputerowej (mikro-CT)

  1. Skanowanie próbek za pomocą mikrotomografii komputerowej zgodnie z ustaloną metodologią24.
  2. Włącz skaner i komputer. Uruchom oprogramowanie do akwizycji. Kliknij ikonę bezpieczeństwa radiacyjnego i pozwól na 15-minutową rozgrzewkę.
  3. Otwórz komorę skanującą. Zamontuj próbkę w stożkowej rurce o pojemności 15 mL stabilizowanej pianką o niskiej gęstości, następnie zabezpiecz ją na obrotowym stopniu i umieść ją w komorze skanującej.
  4. Inicjuj źródło promieniowania rentgenowskiego (90 kV, 80 μA). Kliknij ikonę podglądu , aby potwierdzić optymalną pozycję. Ustaw parametry: rozdzielczość 12 μm , ekspozycja 20 Hz , łącznie 4000 klatek.
  5. Rekonstruuj obrazy za pomocą oprogramowania Recon 1.7.4.0.
  6. Przeanalizuj następujące parametry kości w oprogramowaniu Avatar 1.7.4.0, wyznaczając zwrot z inwestycji w pierwszym trzonie szczęki: frakcja objętości kości (BV/TV), stosunek powierzchni kości do objętości kości (BS/BV), grubość traweka (Tb.Th) oraz liczba trabekularna (Tb.N).

8. Przetwarzanie histologiczne

  1. Odwapnij próbki stałe w 10% EDTA (pH 7,4) z wymianami roztworu co 72 godziny przez 4 tygodnie. Zweryfikować zakończenie testu penetracyjnego igłą.
  2. Próbki suszą się przez serię etanolu: 75% etanolu przez 4 godziny, 85% etanolu przez 2 godziny, 90% etanolu przez 2 godziny, 95% etanolu przez 1 godzinę oraz dwie wymiany 100% etanolu przez 30 minut każda.
  3. Przezroczyste próbki w ksylenie z dwoma zmianami po 10 minut każda. Infiltruj parafiną, używając trzech zmian po godzinę każda.
  4. Osadz tkanki w stopionej parafinie i schłodzi na etapie -20 °C do zamarzania. Przytnij bloki i przechowuj w 4 °C przez 10 godzin przed pokrojeniem.
  5. Bloki parafinowe o grubości 5 μm. Unieś sekcje na wodzie w kąpieli wodnej 45 °C i zamontuj na szklanych zjeżdżalniach. Suche ślizgi w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę.
  6. Deparaffiniuj przekroje przez dwie zmiany ksylenu przez 5 minut każda. Rehydratuj się przez serię ethanolu o stopniu procentowym: 100% etanolu przez 5 minut, 90% etanolu przez 5 minut, 80% etanolu przez 5 minut i 70% etanolu przez 5 minut.
  7. Płucz fragmenty w wodzie destylowanej przez 1 minutę. Barwimy hematoksyliną przez 8 minut, a potem płucz w bieżącej wodzie z kranu.
  8. Różnicuj się w 1% alkoholu kwasowego przez 3 sekundy. Przepłucz w bieżącej wodzie z kranu, żeby zaniebieszczać. Kontrastuj z eozyną przez 5 minut.
  9. Sekcje suszenia w serii ethanolu klasyfikowanego: 70% etanolu przez 10 s, 80% etanolu przez 10 s, 90% etanolu przez 10 s, a 100% etanolu przez 10 s. Przezroczysta w dwóch odmianach ksylenu przez 5 minut każda.
  10. Zamontuj pokrywy neutralnym balsamem i obejrzyj pod mikroskopem świetlnym.
    UWAGA: Ksylen jest niebezpieczny. Używaj w okapie z odpowiednimi OOP.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie dwanaście 4-tygodniowych szczurów Sprague-Dawley biorących udział w badaniu pomyślnie przeszło wszystkie zabiegi chirurgiczne i wykazywało stabilną osseointegrację przed podwiązaniem, spełniając z góry określone kryterium włączenia do zdrowia bez powikłań. Żadne zwierzęta nie są wyłączone z analizy. Szczury są losowo przypisywane do grupy NC lub PI (n = 6 na grupę) za pomocą generatora liczb losowych. Badacze prowadzący kwantyfikację mikro-CT oraz oceny histologiczne pozostają ślepi na przypisania grupowe podcz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejsze badanie pokazuje wykonalność indukcji PI w modelu szczura za pomocą szwów nasączonych P. gingivalis oraz dostarcza szczegółowej dokumentacji powiązanych procedur chirurgicznych. Modele gryzoni, szczególnie u szczurów, są dobrze ugruntowane w badaniach stomatologicznych do badania zapalenia przyzębia i PI, ze względu na dostępność, niskie koszty utrzymania oraz wysoką efektywność rozrodczą, co potwierdza istniejąca literatura15,25. Chociaż więks...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy potwierdzają, że nie ma potencjalnych konfliktów interesów, które mogłyby wpłynąć na prace opisane w tym artykule.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prace te są wspierane przez granty od Syczuańskiego Stowarzyszenia Medycznego (grant nr S2024052); Biuro Nauki i Technologii w Luzhou (Grant nr 2024JYJ070) oraz Afiliowany Szpital Stomatologiczny Southwest Medical University (Grant nr 2025DS03). Autorzy z wdzięcznością dziękują również za pomoc techniczną udzieloną przez Centrum Eksperymentów Zwierząt Southwest Medical University. Schemat naukowy jest tworzony za pomocą BioRender.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#5 Dental ExplorerZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou, CN6970327120856Zwichnięcie i ekstrakcja zęba
1% alkoholu kwaśnegoSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Szanghaj, CN10000018 (etanol) i 10000118 (HCL)Różnicowanie hematoksylyny
10% EDTA (pH 7,4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Odwapnianie kości
Roztwór 100% etanoluMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Szanghaj, ChinyE708068Całkowite odwodnienie i przygotowanie rozpuszczalnika
Ostrze 12c i skalpel chirurgicznyTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Tworzenie płatów mukooperiocelealnych
Jedwabne ligatury 3-0Jinhuan Medical, Szanghaj, CNNC9201232Ligatura
4% paraformaldehyduBiosharp, Hefei, CNBL539AUtrwalanie tkanek
70% etanoluPrzygotowanie laboratoryjne-Przechowywanie próbek
Roztwór etanolu 75%Macklin Biochemical Technology Co., Ltd., Szanghaj, ChinyE885996Dezynfekcja powierzchni i początkowe odwodnienie
Amoksycylina 50 μ g/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Suplementacja antybiotykami w wodzie pitnej
Oprogramowanie awataraAvatar Integrated Systems Inc, Monachium, DE-Analiza parametrów kości
Medium BHICrown Lab Supplies Inc, Kolumbia Brytyjska, Kalifornia110052Kultura P. gingivalis
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, USA-Wizualizacja obrazów mikro-CT
EosinPekin Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pekin, CN
G1100		Barwienie cytoplazmatyczne
Seria etanolowa (80%, 90%, 95%)Przygotowanie laboratoryjneStopniowe odwodnienie/nawadnianie tkanek
GraphPad PrismGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, USAWersja 9.0.0Analiza statystyczna i generowanie grafów
ReflektorShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XOświetlenie wewnątrzustne
HematoksylynaPekin Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pekin, CNH8070Barwienie jądrowe
Nośnik implantuSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Syczuan, CNUnikalny produktRęczne założenie implantu
IzofluranRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10 Utrzymanie znieczulenia wziewnego
Adapter do ręcznego śrubokrętaDiqin Decorative Materials Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Osteotomia
Medyczne patyczki watoweKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Haemostaza
Skaner mikro-CTServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102μ Tomografia komputerowa
Uchwyt na igłyShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Szanghaj, CNJ32110Podwiązowanie szwów
Balsam neutralnyPekin Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Pekin, CN		G8590Montaż sekcji histologicznych
Kleszcze okulistyczneSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Umieszczenie ligatury
ParafinaAmin Noori General Trading LLC, Dubaj, AE8012-95-1Osadzanie tkanek
PBSNauki o życiu procelowym i Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Nawadnianie tkanek
Porphyromonas gingivalisOdpowiednik-Indukcja stanu zapalnego
PovidonejodynaChengdu Yong'an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Dezynfekcja
Oprogramowanie rozpoznawczeRecon Technology Ltd, Kajmany, Wielka BrytaniaWersja 1.7.4.0Rekonstrukcja obrazu mikro-CT
Gumka gumowaZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Trakcja szczęki i stabilizacja
SD RatsCentrum Eksperymentalnych Zwierząt Uniwersytetu Medycznego Południowo-Zachodniego, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Zabiegi chirurgiczne
Ostre nożyczki chirurgiczneHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Cięcie nici
Kleszcze tkankoweFine Science Tools, Foster City, CA, USA11000-12Trakcja języka i fiksacja
Implanty tytanowe (& Oslash; 1,8 razy; 3,2mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Syczuan, CNUnikalny produktImplant tytanowy
Tribrometanol (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Znieczulenie wewnątrzotrzewnowe
KsylenSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Szanghaj, CN10023418Oczyszczanie tkanek i odwoskowanie

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gupta, R., Gupta, N., Weber, D. K. Dental implants. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). Copyright 2025 (2025).
  2. Lee, C. T., Huang, Y. W., Zhu, L., Weltman, R. Prevalences of peri-implantitis and peri-implant mucositis: Systematic review andmeta-analysis. J Dent. 62, 1-12 (2017).
  3. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 world workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S286-S291 (2018).
  4. Schwarz, F., Derks, J., Monje, A., Wang, H. L. Peri-implantitis. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S246-S266 (2018).
  5. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 449(2022).
  6. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant the EFP S3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50 (Suppl 26), 4-76 (2023).
  7. Fu, J. H., Wang, H. L. Breaking the wave of peri-implantitis. Periodontol. 84 (1), 145-160 (2020).
  8. Sant'anna, H. R., et al. Peri-implant repair using a modified implant macrogeometry in diabetic rats: Biomechanical and molecular analyses of bone-related markers. Materials (Basel). 15 (6), 2317(2022).
  9. Ribitsch, I., et al. Large animal models in regenerative medicine and tissue engineering: To do or not to do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  10. He, Q., et al. Development of a rat model for type 2 diabetes mellitus peri-implantitis: A preliminary study. Oral Dis. 28 (7), 1936-1946 (2022).
  11. DeAraújo Silva, D. N., et al. Experimental model of ligature-induced peri-implantitis in mice. J Vis Exp. (207), e66316(2024).
  12. Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust ligature-induced model of murine periodontitis for the evaluation of oral neutrophils. J Vis Exp. (155), e59667(2020).
  13. Kantarci, A., Hasturk, H., Van Dyke, T. E. Animal models for periodontal regeneration and peri-implant responses. Periodontol. 68 (1), 66-82 (2000).
  14. Varon-Shahar, E., et al. Peri-implant alveolar bone resorption in an innovative peri-implantitis murine model: Effect of implant surface and onset of infection. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 723-733 (2019).
  15. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. J Clin Periodontol. 45 (1), 89-99 (2018).
  16. Tzach-Nahman, R., Mizraji, G., Shapira, L., Nussbaum, G., Wilensky, A. Oral infection with Porphyromonas gingivalis induces peri-implantitis in a murine model: Evaluation of bone loss and the local inflammatory response. J Clin Periodontol. 44 (7), 739-748 (2017).
  17. Pirih, F. Q., et al. Ligature-induced peri-implantitis in mice. J Periodontal Res. 50 (4), 519-524 (2015).
  18. Pirih, F. Q., et al. A murine model of lipopolysaccharide-induced peri-implant mucositis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 41 (5), e158-e164 (2015).
  19. Reinedahl, D., Chrcanovic, B., Albrektsson, T., Tengvall, P., Wennerberg, A. Ligature-induced experimental peri-implantitis-a systematic review. J Clin Med. 7 (12), 492(2018).
  20. Gao, L., Yu, X. Q., Cai, Y. Effect of molar ligation and local Porphyromonas gingivalis inoculation on alveolar bone loss in the mouse. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 49 (1), 31-35 (2017).
  21. Wongtim, K., et al. Overexpression of PD-L1 in gingival basal keratinocytes reduces periodontal inflammation in a ligature-induced periodontitis model. J Periodontol. 93 (1), 146-155 (2022).
  22. Koutouzis, T., Eastman, C., Chukkapalli, S., Larjava, H., Kesavalu, L. A novel rat model of polymicrobial peri-implantitis: A preliminary study. J Periodontol. 88 (2), e32-e41 (2017).
  23. Veríssimo, L. F., et al. Cardiovascular effects of early maternal separation and escitalopram treatment in rats with depressive-like behaviour. Auton Neurosci. 256, 103223(2024).
  24. Kim, Y., Brodt, M. D., Tang, S. Y., Silva, M. J. MicroCT for scanning and analysis of mouse bones. Methods Mol Biol. 2230, 169-198 (2021).
  25. Kuraji, R., Hashimoto, S., Ito, H., Sunada, K., Numabe, Y. Development and use of a mouth gag for oral experiments in rats. Arch Oral Biol. 98, 68-74 (2019).
  26. Lu, S., et al. Effect of ovariectomy on tissue-level changes in rat maxilla. Int J Oral Maxillofac Implants. 34 (4), 865-872 (2019).
  27. Heitzer, M., et al. Establishing a new periodontitis-like intrabony maxillary defect in rats for investigation on bone regeneration. Sci Rep. 15 (1), 39358(2025).
  28. Moiseev, D., et al. A new way to model periodontitis in laboratory animals. Dent J (Basel). 11 (9), 219(2023).
  29. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  30. Nasution, D. L. I., Tjahajawati, S., Indriyanti, R., Amaliya, Anti-inflammatory effectiveness of Peperomia pellucida (l.) kunth in rats induced with periodontitis. Biochem Biophys Rep. 40, 101856(2024).
  31. Meng, L. W., et al. Comparison of three methods for establishing rat peri-implantitis model. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 55 (1), 22-29 (2023).
  32. Zhang, H., et al. Application of immediate implant placement techniques in peri-implantitis modeling. J Craniofac Surg. 34 (8), 2544-2550 (2023).
  33. Ortiz-Sánchez, B. J., Juárez Avelar, I., Rodriguez-Sosa, M. Murine model of advanced periodontitis induced by nylon ligature in the second upper molar. J Vis Exp. (219), e67848(2025).
  34. Lafaurie, G. I., et al. Microbiome and microbial biofilm profiles of peri-implantitis: A systematic review. J Periodontol. 88 (10), 1066-1089 (2017).
  35. Zhang, Q., Liu, J., Ma, L., Bai, N., Xu, H. Lox-1 is involved in TLR2-induced RANKL regulation in peri-implantitis. Int Immunopharmacol. 77, 105956(2019).
  36. Qiao, S., et al. Oral microbial profile variation during canine ligature-induced peri-implantitis development. BMC Microbiol. 20 (1), 293(2020).
  37. De Avila, E. D., Van Oirschot, B. A., Van Den Beucken, J. Biomaterial-based possibilities for managing peri-implantitis. J Periodontal Res. 55 (2), 165-173 (2020).
  38. Iizumi, T., et al. Effect of antibiotic pre-treatment and pathogen challenge on the intestinal microbiota in mice. Gut Pathog. 8, 60(2016).
  39. Heitz-Mayfield, L. J. A., Salvi, G. E. Peri-implant mucositis. J Clin Periodontol. 45 ((Suppl 20)), S237-S245 (2018).
  40. Javed, F., Romanos, G. E. Efficacy of photobiomodulation in the management of experimentally-induced peri-implant osseous defects: An evidence-based review of studies on animal models. J Dent. 159, 105833(2025).
  41. Yu, S., et al. Adjunctive diode laser therapy and probiotic lactobacillus therapy in the treatment of periodontitis and peri-implant disease. J Vis Exp. (183), e63893(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model implantu u szczurautrata ko ci jamowejstan zapalny tkanek mi kkichanaliza Micro CTanaliza histologicznaniepowodzenie implantu stomatologicznego
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły