Artykuł metodologiczny

In Vivo Telemetria do rejestrowania długoterminowych parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury i aktywności w modelach szczurów z urazami rdzenia kręgowego

744 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69714

⸱

2 stycznia 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, College of Medicine, University of Kentucky, 2Department of Physiology, College of Medicine, University of Kentucky, 3Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 4Division of Laboratory Animal Resources, University of Kentucky

W tym artykule

Podsumowanie

W tym artykule przedstawiono krok po kroku protokół dotyczący wszczepienia implantu telemetrycznego in vivo w aortę zstępującą szczurów, umożliwiając ciągłe i długotrwałe monitorowanie parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury ciała oraz aktywności zwierząt przed i po ciężkim urazie rdzenia piersiowego wysokiego stopnia piersiowego.

Streszczenie

Wyższy poziom uszkodzenia rdzenia kręgowego (SCI) powyżej poziomu 6 (T6) w klatce piersiowej zaburza funkcjonowanie autonomiczne i przyczynia się do powikłań wtórnych, w tym wahań ciśnienia krwi, tętna i temperatury. U szczurów umieszczenie implantów telemetrycznych w aorcie zstępującej stanowi solidną metodologię oceny różnych parametrów sercowo-naczyniowych, takich jak ciśnienie skurczowe i rozkurczowe, średnie ciśnienie tętnicze oraz tętno. Po założeniu implantu telemetrycznego można również rejestrować temperaturę ciała i aktywność zwierząt. Szczur z implantem telemetrycznym jest przechowywany na płycie odbiorczej podłączony do systemu komputerowego do zapisywania różnych parametrów. Ciągłe długoterminowe zapisy w określonych odstępach czasowych pozwalają na ilościowe określenie zaburzeń fizjologicznych wywołanych urazem, w tym zmian funkcji sercowo-naczyniowych w ciągu dnia i nocy. Porównanie wyników przed urazem (punkt wyjściowy) i po urazie pozwala badaczom ocenić wpływ SCI na te parametry fizjologiczne. Artykuł metodologiczny przedstawia szczegółową, krok po kroku procedurę wszczepienia implantu telemetrycznego w aortę zstępującą (przy zastosowaniu mono-okluzji tętnicy) szczura, a także ciągłe rejestrowanie telemetryczne po ciężkim i wysokim porcji rdzenia piersiowego (T3). Omawiamy wyzwania, z jakimi najczęściej spotykamy się podczas wykonywania tego zabiegu, a także poświęcimy dedykowaną sekcję dotyczącą rozwiązywania problemów. Omówiono również proces pozyskiwania danych z wykorzystaniem oprogramowania Ponemah oraz jego różne zastosowania. Szczury wykazują nieprawidłowości układu krążeniowego, temperatury i aktywności związane z rdzeniem rdzeniowym, a implanty telemetryczne są skutecznym narzędziem do badania powikłań po urazie oraz oceny potencjalnych metod leczenia.

Wprowadzenie

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) upośledza funkcje sensoryczne i motoryczne oraz zakłóca regulację sercowo-naczyniową i termiczną 1,2,3,4. Urazy na poziomie T6 lub wyższym zakłócają nadrdzeniową kontrolę funkcji autonomicznej, prowadząc do poważnych zmian w różnych reakcjach sercowo-naczyniowych, w tym zaburzonych odruchów baroreceptorowych, zaburzenia ciśnienia krwi, zmienności tętna (bradykardia lub tachykardia), termodysregulacji oraz zmniejszonej aktywności ruchowej 3,5,6,7,8,9,10 . Nieprawidłowości te obserwuje się zarówno w fazie ostrej, jak i przewlekłej urazu 2,3. Z powodu zmian demograficznych związanych z wiekiem na przestrzeni lat, dysfunkcja układu sercowo-naczyniowego stała się jedną z głównych przyczyn śmiertelności i długotrwałej zachorowalności u osób z SCI 9,11. Faza ostra powoduje wstrząs neurogenny, który często charakteryzuje się niedociśnieniem i bradykardią z powodu zaburzenia współczulnego9, ale może również prowadzić do nadciśnienia u osób z urazem powyżej poziomu T612,13. W fazie przewlekłej osoby te często doświadczają dysrefleksji autonomicznej (AD) oraz niedociążenia ortostatycznego (OH)5. AD to stan zagrażający życiu definiowany jako nagły, epizodyczny wzrost ciśnienia skurczowego (SBP) o 20-40 mmHg powyżej wartościwyjściowej 14,15. Osoby mogą doświadczać różnych objawów, w tym pulsującego bólu głowy, rumieńca skóry, pocenia się, zatkanego nosa, piloerekcji, lęku oraz zamazanego widzenia 13,14,16. Jeśli nie jest leczona, AD może podnieść SBP do 300 mm Hg, co może prowadzić do napadów, udaru, zawału mięśnia sercowego lub nagłej śmierci17,18. OH charakteryzuje się nagłym spadkiem ciśnienia krwi (BP) po przejściu z pozycji leżącej lub siedzącej do stania, co może prowadzić do zawrotów głowy, lekkiego oszołomienia lub omdlenia. Klinicznie definiuje się je jako trwały spadek ciśnienia skurczowego o co najmniej 20 mmHg lub rozkurczowego ciśnienia krwi (DBP) o co najmniej 10 mmHg w ciągu 3 minut od stania19,20. W związku z tym przewlekła faza charakteryzuje się zarówno epizodami nadciśnienia, jak i niedociśnienia u osób z ciężkim i wysokim stopniem rdzenia mięśniowego klatki piersiowej. Szczegółowe zrozumienie fizjologii układu sercowo-naczyniowego, wahań temperatury ciała oraz aktywności w modelach zwierzęcych jest niezbędne do projektowania ukierunkowanych interwencji mających na celu zwalczanie dysfunkcji autonomicznych zarówno w fazie ostrej, jak i przewlekłej po SCI.

Umieszczenie implantu telemetrycznego w aorcie zstępującej umożliwia efektywne rejestrowanie wpływu rdzenia rdzeniowego na ciśnienie skurczowe i rozkurczowe, średnie ciśnienie tętnicze (MAP), tętno, temperaturę ciała rdzeniowego oraz aktywność w modelach z eksperymentalnym rdzeniem rdzeniowym u gryzoni. Zrozumienie solidnej i czułej metodologii zakładania implantu telemetrycznego jest kluczowe dla uzyskania wiarygodnych danych fizjologicznych po SCI. Techniki telemetryczne do pomiaru ciśnienia krwi oferują kilka zalet w porównaniu z technikami nietelemetrycznymi (np. techniką mankietu ogonowego). Zalety obejmują ciągłe i monitorowanie w czasie rzeczywistym, zmniejszenie artefaktów wywołanych stresem, zwiększoną dokładność i powtarzalność danych, poprawę dobrostanu zwierząt oraz przydatność dla małych lub wrażliwych modeli, takich jak modele chorób, ciężarne zwierzęta i noworodki 21,22,23. Dzięki tym korzyściom techniki telemetryczne ułatwiają eksperymentalną powtarzalność i zwiększają znaczenie translacyjne w badaniach nad rdzeniem rdzeniowym, umożliwiając modelowanie ludzkopodobnych odpowiedzi autonomicznych i nerwowych u nieokierowanych, swobodnie poruszających się zwierząt.

Niniejszy manuskrypt przedstawia szczegółową, krok po kroku metodologię założenia implantu telemetrycznego w aortę zstępującą24, po czym następuje ciężki zabieg stłuczenia klatki piersiowej 25,26. Pokazuje, jak różne parametry sercowo-naczyniowe, temperatury ciała i behawioralne można rejestrować za pomocą oprogramowania Ponemah. Rękopis opisuje również wyzwania związane z procedurą i oferuje potencjalne rozwiązania. Ponadto podkreśla różne zastosowania telemetrii in vivo w badaniach nad rdzeniem rdzeniowym.

Protokół

Uzyskano etyczną zgodę od Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Kentucky, a procedury były ściśle przestrzegane, zgodnie z wytycznymi protokołu. Dorosłe samice szczurów Wistar (11-13 tygodni, 250-300 g, n = 3) były trzymane w ośrodku zwierząt Division of Laboratory Animal Research (University of Kentucky, USA) w standardowych warunkach mieszkalnych (12/12 światła: cykl ciemności, wilgotność 30%-70%, temperatura 22 ± 2 °C) z jedzeniem i wodą ad libitum. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Procedura chirurgiczna przy zakładaniu implantu telemetrycznego

UWAGA: Zastosowanie implantu telemetrycznego zostało zaadaptowane według Rabchevsky'ego i in. i dodatkowo zoptymalizowane, aby zminimalizować powikłania i śmiertelność24. Czas znieczulenia i opieki przedoperacyjnej wynosi około 10 minut. Zabieg chirurgiczny implantacji telemetrycznej trwa od 15 do 30 minut. Zamknięcie nacięć brzucha i skóry oraz opieka pooperacyjna trwają 15-20 minut. Całkowity czas trwania zabiegu założenia implantu telemetrycznego wynosi 40-60 minut. Odczynniki oraz sprzęt używany do chirurgii implantacji telemetrycznej są wymienione w Tabeli Materiałów.

  1. Przygotowania stołu przedoperacyjnego i chirurgicznego
    1. Narzędzia chirurgiczne w autoklawie, gąbki z gazy 16-warstwowej, aplikatory z bawełnianymi końcówkami oraz nici do zatkania. Napełnij końcówkę cewnika ciśnieniowego implantu telemetrycznego żelem za pomocą strzykawki.
    2. Sterylizuj implanty, zanurzając je kolejno przez 24 godziny w detergentze, sterylantze na zimno i 0,9% chlorku sodu.
    3. Utrzymuj implant zanurzony w 0,9% chlorku sodu w rurce oznaczonej numerem implantu.
    4. Połóż termofor na stole chirurgicznym i ustaw go na 37-38 °C. Przykryj termofor podkładkami chirurgicznymi, a następnie sterylnymi ręcznikami osłonowymi, aby utrzymać sterylne pole podczas zabiegu.
  2. Znieczulenie i opieka przedoperacyjna
    1. Znieczulaj szczura izofluranem (3%-4%) i utrzymuj znieczulenie na poziomie 2% za pomocą elektronicznego waporyzatora o niskim przepływie.
    2. Przed operacją podaj buprenorfinę (0,02 mg/kg; środek przeciwbólowy), meloksykam (1 mg/kg; przeciwzapalny) oraz 5 ml 0,9% prawidłowej soli fizjologicznej podskórnie. Nałóż żel nawilżający na oba oczy, aby zapobiec odwodnieniu rogówki.
      UWAGA: Podano niższą dawkę buprenorfiny, aby zminimalizować skutki uboczne. Dawka została zoptymalizowana pod nadzorem weterynaryjnym po wielu próbach.
  3. Przygotowanie miejsca operacji, nacięcie i ekspozycja aorty zstępującej
    1. Ogol okolice brzucha od 1 cm powyżej otworu cewki moczowej do środkowej części brzucha za pomocą golarki elektrycznej. Dezynfekuj odsłoniętą skórę peelingiem z jodem povidonowym, następnie użyj alkoholu i powtórz sekwencję trzy razy. Załóż na zwierzęciu barierę typu press-and-seal, wytnij małe otwór, aby odsłonić miejsce operacji. Potwierdź plan znieczulenia chirurgicznego przed rozpoczęciem operacji przy odpowiednim monitorowaniu (np. uszczypnięcie palca).
    2. Wykonaj nacięcie na środku skóry o średnicy 4,5-5 cm, zaczynając od 1 do 1,5 cm nad otwórem cewki moczowej, a następnie wykonaj nacięcie brzucha. Zabezpiecz narządy trzewne sterylnymi, nasączonymi solą fizjologiczną gąbkami z gazy 16-warstwowej. Używaj metalowych retraktorów, aby dodatkowo zabezpieczyć organy i utrzymać widoczność obszaru do operowania.
    3. Użyj dwóch cienkich kleszczy (mikrosekcja pęseta i kleszcze z lustrzanym wykończeniem), aby delikatnie oddzielić tłuszczowe ciała i odsłonić opadającą aortę oraz żyłę żyłową. Utrzymuj jedną kleszcze stabilną, by utrzymać tłuszczowe ciała, a drugą używaj do rozwarstwiania.
  4. Tępe rozwarstwienie i inspekcja implantu telemetrycznego
    1. Wykonaj tępe rozwarstwienie za pomocą wymienionych wyżej kleszczy, około 0,5 cm poniżej tętnicy nerkowej (używanej jako punkt orientacyjny), aby oddzielić aortę zstępującą od żyły głównej. Dodatkowo oddziel aortę opadającą od leżących pod powierzchnią tłuszczu, aby stworzyć miejsce na ukośne włożenie kleszczy.
    2. Umieść skośne kleszcze pod opadającą aortą przez rozciętą przestrzeń między aortą a żyłą głowną, aby mieć pewność, że nitka okluzyjna może przez nią przejść.
    3. Przeprowadź sterylną nić 4-0 jedwabną pod opadającą aortą przez rozciętą przestrzeń i zabezpiecz oba końce nici hemostatem.
    4. Usuń implant z 0,9% chlorku sodu, sprawdź końcówkę cewnika pod kątem pęcherzyków lub szczelin powietrza i dodaj żel, jeśli którykolwiek z nich występuje przed założeniem
  5. Okluzja, zakładanie i zabezpieczanie implantu
    1. Niech inny eksperymentator trzyma hemostat pod kątem około 45 stopni, wprowadza korekty kątowe, aby zminimalizować lub wyeliminować cofający się przepływ krwi.
    2. Tymczasowo mono-okluzyjnie zatkać aortę zstępującą blisko punktu wszczepienia cewnika, w punkcie rozdzielenia aorty zstępującej i żyły głównej.
    3. Przebij górną ścianę aorty zstępującej za pomocą skręconej igły 21-G, jak pokazano na filmie, i włóż końcówkę cewnika ciśnieniowego (średnica końcówki 0,74 mm) implantu telemetrycznego. Jeśli końcówka cewnika ciśnieniowego nie wchodzi do aorty, prowadź ją za pomocą żyły w miejscu przebicia.
    4. Włóż końcówkę cewnika na odległość 1,5-2 cm w aortę zstępującą. Oczyść krew wokół miejsca wkłucia i nałóż kilka kropel kleju tkankowego, aby zabezpieczyć implant i zapobiec krwawieniu. Pozwól 30-45 sekund po włożeniu implantu, aby klej wyschł. Sprawdź, czy nie ma wycieku krwi, zanim pójdziesz dalej.
    5. Zakotwiczenie ciała implantu do ściany brzucha wewnątrzotrzewnowkowo, nieco z dala od miejsca nacięcia, poprzez zszycie żebra szwu niewchłanialnymi szwami, aby zapewnić stabilność przez cały eksperyment.
  6. Ściana brzucha i zamknięcie nacięcia
    1. Zamknąć ścianę brzucha za pomocą szwów chłonnych w wzorze przerwanym z kwadratowymi węzłami. Zamknij skórę za pomocą techniki ciągłego szycia wewnątrzzębnego.
    2. Oczyść miejsce nacięcia nadtlenkiem wodoru, aby usunąć wszelkie pozostałości krwi. Następnie nałóż roztwór povidon-jod, a następnie potrójny antybiotykowy krem zawierający polimyksynę B, bakcytracynę-cynk i siarczan neomycyny, aby ułatwić gojenie.
  7. Opieka pooperacyjna
    1. Bezpośrednio po operacji podaj antybiotyk enrofloksacyna (5 mg/kg) podskórnie. Umieść szczura w klatce domowej z podkładką grzewczą pod spodem, ustawioną na plecach, aż dojdzie do siebie po znieczuleniu.
      UWAGA: Większość zwierząt natychmiast wraca do zdrowia po znieczuleniu, ale niektóre mogą potrzebować 5-10 minut.
    2. Gdy szczur się obudzi, załóż na szyję obrożę elektroniczną na 3 dni, aby zapobiec gryzieniu szwów brzusznych.
    3. Dla termoregulacji trzymaj zwierzę na podkładkach alfa w klatce regeneracyjnej z podgrzewaczem wody w temperaturze 37-38 °C przez co najmniej 24-72 godziny. Umieść połowę klatki na poduszce grzewczej, pozwalając zwierzętom oddalić się od ciepła, jeśli zajdzie taka potrzeba.
    4. Podawaj leki pooperacyjne podskórnie: buprenorfinę i meloksykam (dwa razy dziennie przez 3 dni) oraz enrofloksacynę (raz dziennie przez 5 dni) w celu łagodzenia bólu, stanu zapalnego i infekcji. Zapewniaj jedzenie i wodę ad libitum.

2. Zabieg chirurgiczny w celu urazu stłuczenia klatki piersiowej (T3)

UWAGA: Procedura stłuczenia T3 została zaadaptowana na podstawie Squair i in.26. Całkowity czas trwania zabiegu urazu stłuczenia T3 wynosi około 40-45 minut. Materiały wymagane do stłuczenia rdzenia rdzeniowego T3 są wymienione w Tabeli Materiałów. Stłuczenie T3 wykonaj co najmniej dwa tygodnie po założeniu implantu telemetrycznego. Okno dwutygodniowe zostało zoptymalizowane na podstawie obserwacji, że większość zwierząt wraca do zdrowia po zabiegu chirurgicznym i wraca do poziomu wyjściowego w ciągu 7-10 dni. Jednak niektóre zwierzęta mogą potrzebować trochę więcej czasu.

  1. Przygotowania przedoperacyjne
    1. Znieczulaj szczura ketaminą otrzewną (80 mg/kg) i ksylazyną (7 mg/kg). Podanie buprenorfiny (0,02 mg/kg), meloksykamu (1 mg/kg) oraz 5 mL 0,9% prawidłowej soli fizjologicznej podskórnie przed operacją.
    2. Ogol powierzchnię grzbietową od okolic szyjnej do środkowej części klatki piersiowej za pomocą golarki elektrycznej. Oczyść skórę trzy razy podkładkami do przygotowania alkoholu, a następnie nałożyć 5% roztwór povidonu i jodu. Używaj żelu nawilżającego do oczu, aby zapobiec odwodnieniu rogówki.
    3. Połóż szczura na poduszce grzewczej, a podkładki chirurgiczne przykryte sterylnymi ręcznikami, tak jak podczas zabiegu chirurgicznego telemetrycznego.
  2. Nacięcie, tępa sekcja i laminektomia
    1. Rozpoznaj wyrostek kolczasty T2 po wyraźnym grzbietowym kolcu i oznacz go. Wykonaj nacięcie środkowe grzbietu od poziomu kręgów C7-T5 i zabezpiecz to miejsce retraktorami mięśniowymi.
    2. Wykonaj tępe rozwarstwienie za pomocą cienkich, małych nożyczek i kirety przez powierzchowne i głębokie mięśnie przykręgosłupa. Unikaj korona pośmiertna żylna w okolicach T4/T5 podczas sekcji, ponieważ uszkodzenie może spowodować natychmiastową śmierć zwierzęcia.
    3. Wykonaj laminektomię T3, aby odsłonić segment kręgosłupa T3.
  3. Stłuczenie rdzenia kręgowego
    1. Zabezpiecz zwierzę w wyrostkach T2 i T4 za pomocą kleszczy Allis na etapie uderzenia IH.
    2. Wyrównaj końcówkę uderzenia względem linii środkowej za pomocą układu współrzędnych 3D, aby zapewnić dokładne trafienie w środek linii. Ustaw parametry według wymagań (Siła = 400 kdyn przy czasie zatrzymania 5 s).
  4. Zamknięcie nacięcia i opieka pooperacyjna
    1. Zszyj mięśnie przykręgosłupa szwami chłonnymi i uszczelnij miejsce nacięcia zszywkami. Usuń wszelkie pozostałości krwi w okolicach nacięcia za pomocą nadtlenku wodoru.
    2. Należy nałożyć roztwór povidonu i jodu, a następnie rozmazać potrójny krem antybiotyczny zawierający polimyksynę B, bakitracynę-cynk i siarczan neomycyny, aby ułatwić gojenie. Podaj enrofloksacynę (5 mg/kg) podskórnie, bezpośrednio po urazie. Umieść szczura na podkładkach alfa w klatkach regeneracyjnych z poduszkami grzewczymi pod spodem.
    3. Zapewniam opiekę pooperacyjną, w tym buprenorfinę i meloksykam (dwa razy dziennie przez 3 dni) oraz enrofloksacynę (raz dziennie przez 5 dni). Ręcznie odciągaj pęcherz dwa razy dziennie, aż nastąpi spontaniczna ekspresja pęcherza (manewr Credé). Zapewniaj jedzenie i wodę ad libitum.
      UWAGA: Po operacji umieszczaj szczury na alfa podkładkach przez co najmniej 5 dni. Umieść także trochę granulek karmowych wewnątrz klatki, aby zapewnić dostęp podczas ograniczonego ruchu.

3. Ustawienia do nagrywania i eksportu danych

UWAGA: Wspomniano o ustawieniach rejestrowania i eksportowania kardiowaskularnego, temperatury ciała rdzenia, parametrów aktywności zwierząt, przed i po SCI przy użyciu oprogramowania Ponemah (wersja 6.51).

  1. Rejestracja danych
    1. Aby zapisać różne parametry, kliknij Stwórz w zakładce Eksperyment i oznacz eksperyment.
    2. Przejdź do zakładki Sprzęt, kliknij Edytuj konfigurację APR, wybierz APR i kliknij Dodaj do dostępnego regionu. Następnie kliknij Edytuj konfigurację PhysioTel/HD MX2 w zakładce sprzętowej, aby wybrać MX-2, kliknij Dodaj i potwierdzić, że pojawia się w lewym panelu. Dodaj implanty przypisane różnym zwierzętom z inwentarza implantów po prawej stronie do środkowego i lewego panelu. Liczba implantów, które można dodać, zależy od liczby płytek odbiorczych podłączonych do systemu. Kliknij na każdy dodany implant (oznaczony numerem zwierzęcia) w lewym panelu i podłącz go do innej płytki odbiorczej. Zapisz i wyjdź, gdy wszystkie połączenia zostaną nawiązane.
    3. Przejdź do zakładki Ustawienia, wybierz Konfigurację eksperymentu, kliknij Włącz stronę, a następnie kliknij na czarne tło. Wybierz podmiot, dodaj ciśnienie na etykiecie, zmień jednostkę na mmHg, ustaw wartości niskie i wysokie oraz wybierz kolor do wyświetlania śladów ciśnienia krwi.
    4. Przejdź do zakładki Ustawienia, a następnie wybierz Ustawienia zwierząt. Kliknij numer zwierzęcia, wybierz płeć i gatunek, a następnie kliknij Presja , aby włączyć parametry. Jeśli trzeba wyświetlić tętno, kliknij na Tętno. Zastosuj ustawienia kanału do podobnych kanałów, a potem kliknij OK. Otwiera to okno na różne implanty ułożone pionowo.
    5. Kliknij na All Continuous na górze, aby zobaczyć ślady pomiaru ciśnienia krwi na ekranie.
  2. Eksport danych
    1. Zacznij od przejścia do zakładki Eksperyment , kliknięcia na Otwórz i wybrania danych z zamierzonego folderu.
    2. Przejdź do zakładki Akcja, kliknij Start Review i wybierz numer tematu, pożądane typy sygnałów oraz zakres czasowy, sprawdzając zamierzone rezultaty. Należy zauważyć, że oprogramowanie eksportuje do 3GB danych jednorazowo. Dane można uzyskać, ustawiając tempo logowania w zakładce akcji, co określa, jak dane są segmentowane (w sekundach, minutach lub godzinach).
    3. Po dokonaniu wyboru kliknij zakładkę Eksperyment , następnie wybierz Zapisz oznaczone sekcje , a następnie Zapisz dane pochodne.
    4. Na koniec przejdź do zakładki Akcje i kliknij Zamknij sesję przeglądu , aby zakończyć eksport danych.

Wyniki

Umieszczenie implantu telemetrycznego w aortze zstępującej pozwala na pomiar dysrefleksji autonomicznej oraz różnych parametrów sercowo-naczyniowych, w tym ciśnienia skurczowego (SBP), ciśnienia rozkurczowego (DBP), średniego ciśnienia tętnicznego (MAP) oraz tętna (HR), przed i po SCI. Implant mierzy również temperaturę i aktywność ciała rdzenia. Porównanie danych sprzed i po urazie pokazuje, jak wyniki układu sercowo-naczyniowego, temperatura i aktywność są wpływane po SCI. Rysunek 1 przedstawia projekt eksperymentalny (rysunek 1A-C) oraz reprezentatywne wyniki, w tym dysrefleksję autonomiczną (rysunek 1D), parametry sercowo-naczyniowe, w tym ciśnienie skurczowe (SBP; Rysunek 1E (i)), ciśnienie rozkurczowe (DBP; Rysunek 1E (ii)), średnie ciśnienie tętnicze (MAP; Rysunek 1E (iii)), oraz tętno (HR; Rysunek 1E (iv)), temperatura ciała rdzenia (rysunek 1E (v)) oraz aktywność zwierząt (rysunek 1E (vi)), uraz rdzenia kręgowego przed i po nim (rysunek 1E). Aby zminimalizować użycie zwierząt, dane z Rysunku 1 pochodzą z trwającego badania dotyczącego samic szczurów; jednak tę samą procedurę można zastosować wobec samców szczurów.

Reprezentatywny wykres na Rysunku 1D pokazuje ciśnienie skurczowe 1 minutę przed bodźcem, w trakcie bodźca, oraz 1 minutę po zastosowaniu bodźca u szczurów z kontuzją T3, 8 tygodni po SCI przy użyciu rozszerzenia jelita grubego (CRD). CRD wykorzystuje wszczepienie cewnika balonowego do odbytu szczura, aby pobudzić odbyt. Balon jest nadmuchiwany, gdy poziom bazowy się stabilizuje, a bodziec jest stosowany przez 1 minutę. Wzrost SBP o co najmniej 20 mm Hg podczas stymulacji względem wyjściowego SBP (przed stymulacją) wskazuje na rozwój AD w przewlekłej fazie urazu (8 tygodni).

Wykresy na Rysunku 1E porównują nagrania wykonane 48 godzin przed kontuzją T3 oraz w ciągu pierwszych dwóch dni po urazie (48 godzin po urazzie). Po SCI wykresy pokazują podwyższone ciśnienie krwi wskazane przez wzrost SBP, DBP i MAP (Rysunek 1E (i), (ii), (iii)). Wyniki po SCI wykazały zwiększone wahania tętna (rysunek 1E (iv)), nieprawidłowości w głębokiej temperaturze ciała (rysunek 1E (v)) oraz zmniejszoną aktywność (rysunek 1E (vi)). Dodatkowo SCI zakłóciło rytmy dnia i nocy w SBP, DBP, MAP, tętnie, temperaturze ciała i aktywności.

Rysunek 1
Rysunek 1: Schemat umieszczenia implantu telemetrycznego i zastosowań po ciężkim, wysokim urazie stłuczenia klatki piersiowej (T3). Wprowadzenie implantu telemetrycznego in vivo do zstępującej aorty szczura (A), a następnie ciężkie stłuczenie klatki piersiowej (T3) przy użyciu impaktora IH (siła = 400 kdyn z czasem zatrzymania 5 sekund) 2 tygodnie później (B). Reprezentatywna konfiguracja nagrywania telemetrycznego z użyciem komputerowego systemu monitoringu z oprogramowaniem Ponemah (C). Reprezentatywny ślad (dane uzyskane z wskaźnikiem rejestrowania 2 s) samic szczurów wykazujących dysrefleksję autonomiczną (AD) 8 tygodni po uszkodzeniu rdzenia kręgowego (SCI). Zielona linia przerywana oznacza 1-minutowy bodziec rozciągania jelita grubego (CRD) (D) oraz reprezentatywną średnią godzinową dla 48 godzin. i. ciśnienie skurczowe (SBP), ii. Ciśnienie rozkurczowe (DBP), iii. Średnie ciśnienie tętnicze (MAP), iv. tętno (tętno), v. temperatura ciała rdzenia (temperatura ciała) oraz vi. Aktywność przed i po SCI (E). Obszary niezacienione i zacienione reprezentują odpowiednio 12-godzinne i 12-godzinne cykle ciemności. "0" oznacza włączone światła, a "12" oznacza wyłączone światła. Kreski błędu reprezentują średnią ± SEM (n = 3). Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.

Dyskusja

Umieszczenie implantu telemetrycznego w aortę zstępującą zapewnia wiarygodną metodę pomiaru parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury ciała oraz aktywności zwierząt. Telemetria oferuje wyraźne przewagi nad technikami nietelemetrycznymi. Umożliwia zbieranie danych od obudzonych, swobodnie poruszających się zwierząt, eliminując zakłócające działanie znieczulenia, które może wpływać na ciśnienie krwi i tętno21,27. W przeciwieństwie do metod nietelemetrycznych, telemetria zapobiega stresowi termicznemu i zwierzęcemu, zapewniając dokładne pomiary sercowo-naczyniowe23,28. Umożliwia ciągłe monitorowanie ciśnienia krwi, tętna, temperatury ciała i aktywności przez tygodnie, a nawet miesiące, podczas gdy badania nietelemetryczne rejestrują tylko przerywanie, 21,28,29. Ogólnie monitorowanie telemetryczne zapewnia większą dokładność i precyzję niż podejścia nietelemetryczne27.

Metody telemetryczne zmniejszają stres fizyczny i fizjologiczny, zachowując naturalne zachowania i zapewniając zgodność z wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt27. Ich wysoka precyzja i mniejsza zmienność w porównaniu z technikami nietelemetrycznymi zmniejszają liczbę wymaganych zwierząt i zwiększają moc statystycznąo 21,23. Telemetria ma również dużą wartość translacyjną w odkrywaniu leków i badaniach nad sercowo-naczyniem, ponieważ dane bardzo przypominają ludzkie odpowiedzi fizjologiczne28. Łącznie podejście telemetryczne jest lepsze i etycznie lepsze od metod nietelemetrycznych.

Umieszczenie implantu telemetrycznego w aortze zstępującej szczurów oferuje kilka zalet dla badań nad rdzeniem rdzeniowym w porównaniu z umieszczeniem w tętnicach szyjnych lub udowych, które w modelach zwierzęcych służą jako alternatywne miejsca implantacji. Jako duże naczynie centralne, aorta zstępująca zapewnia stabilne i reprezentatywne pomiary ciśnienia krwi i tętna, co jest kluczowymi wskaźnikami oceny dysfunkcji sercowo-naczyniowych po SCI30,31. Wszczepienie w tym miejscu minimalizuje zakłócenia przepływu krwi kończyn oraz zmniejsza ryzyko niedokrwienia i innych powikłań często związanych z umieszczeniem tętnicy obwodowej30,31. Umożliwia także ciągłe monitorowanie podstawowych parametrów sercowo-naczyniowych oraz dysrefleksji autonomicznej, które są kluczowe w badaniach nad rdzeniem rdzeniowym24. Wszczepienie się w tętnicy udowej może ograniczyć dopływ krwi do tylnej kończyny po ipsilateralnej stronie, potencjalnie wpływając na wyniki eksperymentalne i dobrostan zwierząt32,33. Chociaż jest technicznie prostsza, implantacja tętnicy szyjnej wiąże się z ryzykiem takim jak udar czy komplikacje neurologiczne ze względu na bliskość krążenia mózgowego, co jest niepożądane w badaniach dotyczących obwodowych efektów sercowo-naczyniowych33. Dlatego implantacja w aorcie zstępującej zapewnia niezawodne miejsce, minimalizuje lokalne komplikacje oraz zwiększa zarówno rzetelność eksperymentalną, jak i wartość translacyjną danych zebranych od świadomych, swobodnie poruszających się zwierząt. Podczas zakładania implantów telemetrycznych w aortę zstępującą napotyka się kilka typowych wyzwań.

Metodą prób i błędów zabieg został zoptymalizowany, aby pokonać następujące przeszkody: (1) Stan zapalny brzuszny: Stan zapalny u szczurów obserwowano zarówno na etapie ostrym, jak i przewlekłym po operacji implantu telemetrycznego. Aby temu zaradzić, zastosowano pooperacyjny schemat obejmujący przeciwból buprenorfiny i przeciwzapalny meloksykam, co skutkowało zmniejszeniem częstości występowania stanu zapalnego jamy brzusznej. Wcześniej w każdej kohorcie kilka zwierząt rozwijało wzdęcia, jędrne odwłoki i ostatecznie umierało. Podczas pobierania implantów jama brzuszna często zawierała przezroczysty płyn lub, w niektórych przypadkach, brązowawy płyn o intensywnym zapachu. Ten schemat zmniejszył tempo zapalenia o około 70%-80% w porównaniu ze zwierzętami, które przeszły operację bez niego; (2) Rozległe krwawienie podczas rozwarstwiania aorty zstępującej od żyły głównej: Użyj cienkich kleszczy (pęsety mikrodisekcji i kleszczy z lustrzanym końcem), aby delikatnie oddzielić aortę zstępującą od żyły głównej za pomocą tępego rozwarstwienia (trzymaj i rozrywaj). Unikaj cięcia między tymi dwoma nożyczkami lub ostrzem, ponieważ może to powodować rozległe krwawienie w wyniku pęknięcia naczyń leżących pod spodem; (3) Wprowadzenie implantu telemetrycznego do warstwy powierzchniowej: Podczas przekłucia aorty zstępującej upewnij się, że igła przechodzi przez wszystkie trzy warstwy górnej ściany, a nie tylko przez warstwę powierzchniową. Wyciekanie krwi po przekłuciu wskazuje, że wszystkie warstwy górnej ściany są przebite. Implant telemetryczny nie zarejestruje prawidłowo, jeśli cewnik ciśnieniowy zostanie włożony tylko do warstwy powierzchniowej; (4) Wprowadzenie niewłaściwej długości cewnika: Używaj mikroskopu podczas i/lub po wszczepieniu implantu, aby upewnić się, że cewnik ciśnieniowy przecina nić okluzyjną. Implant nie będzie działał prawidłowo, jeśli długość założonego cewnika jest nieprawidłowa; (5) Wyciek krwi z aorty schodzącej w dół: Pozwól 30-45 sekund po włożeniu implantu, aby klej wyschł. Zapewnia to całkowite uszczelnienie przekłucia w aorcie zstępującej i nie krwawi. Ponowne uszczelnienie, jeśli pojawi się niewielkie krwawienie spowodowane przepływem krwi. Unikaj zrywania końcówki cewnika ciśnieniowego implantu podczas przyszywania korpusu implantu do ściany brzucha, ponieważ może to powodować krwawienie; (6) Szczury usuwające szwy brzuszne: Szczury mogą gryźć i usuwać szwy, co prowadzi do uszkodzeń skóry i narządów wewnętrznych. Aby to ograniczyć, stosuj nieprzerwane szwy z kwadratowym węzłem do zamknięcia ściany brzucha. Do zamknięcia skóry należy stosować szwy wewnętrzne i ciągłe, aby zminimalizować dostęp zwierzęcia do szwów i sęków. Załóż obrożę elektroniczną na 3 dni po operacji, aby jeszcze bardziej ograniczyć dostęp. Upewnij się, że dopasowanie jest ciasne, ale nie ograniczające, wkładając palec wskazujący między obrożę a szyję szczura; (7) Niedokrwienie kończyny tylnej: Wcześniej aorta była zasłonięta w dwóch miejscach: jednym przy aorcie zstępującej, 0,5 cm poniżej tętnicy nerkowej, oraz drugim powyżej rozgałęzienia biodrowego. Technika dwuokluzji pomogła utrzymać napięcie tętnice, ułatwiając płynniejsze założenie implantu i ograniczając cofający się przepływ krwi. Jednak u niektórych zwierząt doprowadziło to do niedokrwienia kończyn tylnych, jeśli nie przeprowadzono szybkiego założenia cewnika. Obecnie wykonywana jest mono-okluzja 0,5 cm poniżej tętnicy nerkowej, która skutecznie eliminuje niedokrwienie kończyny tylnej u szczurów. W przypadku dwuokluzji obserwowano około 20%-30% niedokrwienia, podczas gdy mono-okluzja całkowicie wyeliminowała niedokrwienie kończyn tylnych.

Zastosowania

Implanty telemetryczne (HD-S10) to urządzenia aktywowane magnetycznie zaprojektowane do rejestrowania różnych parametrów fizjologicznych w modelach małych zwierząt. Umieszczenie tych implantów w aortze zstępującej to precyzyjna i niezawodna metoda ciągłego monitorowania hemodynamicznego u zwierząt nieokierowanych, nieznieczulonych i swobodnie poruszających się. Ta metodologia pozwala badaczom przedklinicznym na przeprowadzanie ocen w czasie rzeczywistym różnych parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury i aktywności zwierząt w kontekście modelowania chorób, takich jak SCI, ocena skuteczności leków oraz zmiany w parametrach autonomicznych funkcji w ciągu dnia. Naukowcy mogą uzyskać kompleksowe dane fizjologiczne z pojedynczego implantu telemetrycznego u zwierzęcia, obejmujące zarówno ostre, jak i przewlekłe punkty czasowe, co czyni tę technikę efektywną. Rysunek 1 podkreśla tę aplikację telemetryczną oraz inne obecnie stosowane w laboratorium.

Parametry hemodynamiczne, w tym SBP, DBP i MAP, mogą być rejestrowane zarówno w okresach ostrych, jak i przewlekłych. Monitorowanie całodobowego rytmu odpoczynku i aktywności może stanowić wiarygodny wskaźnik ostrych skutków SCI34. Jednoczesne monitorowanie tętna umożliwia wykrywanie zmienności tętna, w tym tachykardii i bradykardii. Porównanie wahań ciśnienia krwi i tętna przed i po SCI pozwala naukowcom zrozumieć, jak fizjologia układu krążenia zmienia się po urazie. Solidny dzienny rytm parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury ciała i aktywności jest ważny dla utrzymania homeostazy fizjologicznej i ogólnego zdrowia. Zmiany w dobowej temperaturze ciała rdzenia również wskazują na zaburzenia termoregulacji po SCI34. Jest powszechnie udokumentowane, że SCI to zespół całego ciała. Dlatego uwzględnienie wyników opartych na telemetryce pozwala badaczom zbierać kompleksowe dane aktywności po SCI wykraczające poza proces powrotu lokomotorycznego, który zazwyczaj ocenia się w izolacji.

Jednak istnieją pewne ograniczenia tej techniki, które należy wziąć pod uwagę. Umieszczenie sondy telemetrycznej w aortze zstępującej to skomplikowany zabieg i dlatego wymaga wiedzy mikrochirurgicznej. Implant może później ulec przesunięciu z różnych powodów, takich jak nieprawidłowe obsługiwanie pęcherza podczas wypływu pęcherza u szczurów z rdzeniem rdzeniowym, infekcje, podrażnienia tkanek lub powstawanie skrzepów wewnętrznych. Jeśli pojawi się którykolwiek z tych objawów, rejestracja sercowo-naczyniowa zostanie zmieniona; Dane powinny zostać wykluczone. Ponadto, jeśli szczur nie dojdzie do zdrowia prawidłowo, dane wyjściowe z układu sercowo-naczyniowego mogą zostać naruszone. Konfiguracja i implanty telemetryczne są kosztowne i wymagają specjalistycznego oprogramowania oraz sprzętu do akwizycji danych. Ciężkie rdzenie rdzeniowe może prowadzić do zwiększonej śmiertelności; Dlatego konieczne jest staranne planowanie liczby zwierząt, aby utrzymać ogólną statystyczną moc badania.

Ogólnie rzecz biorąc, ocena zaburzeń układu sercowo-naczyniowego, temperatury ciała i aktywności ciała za pomocą telemetrii po SCI, w obu okresach ostrych i przewlekłych, jest kluczowa dla zrozumienia wpływu urazu na zdrowie układu sercowo-naczyniowego, ogólne samopoczucie oraz projektowanie potencjalnych interwencji.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Publikacja była możliwa dzięki R01 NS116068, Craig H Nielsen Foundation Fellowship for SK (CHNF 1341200) oraz metabolizmowi CNS Uniwersytetu Kentucky (CNS-Met) COBRE (P20 GM148326). Chcielibyśmy podziękować Division of Laboratory Animals Resources (DLAR) za wsparcie i współpracę.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszcze skośneDumont Surgicals, SzwajcariaS& T 00571Chirurgia telemetryczna
Szwy chłonne (5-0), monofilamentCovidien LLC, USAUM-213Chirurgia telemetryczna i T3
Actril do zimnego sterylantuMinntech renal systems, USAP/N 78270-000Chirurgia telemetryczna
Sztuczne łzyHenry Schein, USANDC 11695-6832-1Chirurgia telemetryczna i T3
BuprenorfinaHospira, Inc., USA 0409-2012-32Chirurgia telemetryczna i T3
Aplikatory z bawełnianymi końcówkamiVWR North American, USA89031-272Chirurgia telemetryczna i T3
CuretteWorld Precision Instruments, USA503753Operacja T3
Obroża elektronicznaHenry' s Świeża i zdrowa karma dla zwierząt, USARC404 VS – średniChirurgia telemetryczna
Elektryczny golarzRemington, USA HC-5855Chirurgia telemetryczna i T3
EnrofloksacynaNorbrook Laboratories Limited, Wielka Brytania555529-154-01Chirurgia telemetryczna i T3
Kleszcze rybie (mikro-adsonowe)F.S.T., Niemcy11006-12Chirurgia telemetryczna i T3
Gąbki z rozstawemKorporacja Dukal, USADUK4162Chirurgia telemetryczna i T3
Detergent Haemo-SolHaemo-Sol International, USA026-050Chirurgia telemetryczna
Uchwyt na igły HalseyF.S.T., Niemcy12500-12Chirurgia telemetryczna i T3
Poduszka grzewczaSunbeam, USAPN126985-LChirurgia telemetryczna i T3
Nadtlenek wodoru (3%)Medline Industries, Inc, USAMDS098001ZCTChirurgia telemetryczna i T3
Infinite Horizon, IHSystemy Precyzyjne i Instrumentacja, USAIH-0400Operacja T3
IzofluranAnimal health International, Inc., USA78949580Chirurgia telemetryczna
KetaminaCovetrus, USA80524Operacja T3
MagnesData Science International, Inc., USANie maChirurgia telemetryczna
Meloksykamprodukty Dechra Veternary, USA 17033-051-20Chirurgia telemetryczna i T3
Mikrosekcja pęseta  Instrumenty World Preciance, Szwajcaria504515Chirurgia telemetryczna
Kleszcze z lustrzanym wykończeniemDumont Surgicals, Szwajcaria11251-23Chirurgia telemetryczna
Retraktor mięśniowy (duży; 1)F.S.T., Niemcy17007-08Chirurgia telemetryczna
Retraktory mięśniowe (małe, 2)Wexler Chirurgiczne, USATL0086.1Operacja T3
Igła, 21G (zgięta do nakłuwania)Precyzyjna igła BD Glide Needle, Becton, Dickinson and company, USA5296673Chirurgia telemetryczna
Szwy niechłonne (4-0) Szwy polipropylenoweDEMETECH Corporation, USAPM194013F13MChirurgia telemetryczna
Nić okluzyjna (jedwab)Clover Needlecraft, Inc, Japonia96Chirurgia telemetryczna
Ponemah SoftwareData Science International, Inc., USANie maChirurgia telemetryczna
Povidone-jod (Betadina) (5%)Avrio health, USA304968-08Chirurgia telemetryczna i T3
Tłoczenie i pieczęćGlad, USACLO70441Chirurgia telemetryczna i T3
Regel-KitData Science International, Inc., USA276-0038-001Chirurgia telemetryczna
Uchwyt skalpelaF.S.T., Niemcy91003-12Chirurgia telemetryczna i T3
Nożyczki (małe, cienkie)F.S.T., Niemcy14959-11Chirurgia telemetryczna i T3
Chlorek sodu (0,9%)Vetivex, USA17033-492-50Chirurgia telemetryczna
SomnofloKent Scientific corp., USASF-01Chirurgia telemetryczna
Podstawki  Fine Science Tools, USA12022-09Operacja T3
Podkładki do przygotowania sterylnego alkoholuKorporacja Dukal, USA  65517-0002-1Chirurgia telemetryczna i T3
Rękawice sterylneMcKESSON, USA20-1065NChirurgia telemetryczna i T3
Zasłony z ręczników sterylnych (18" X26")Dynarex Corporation, USADYA4410Chirurgia telemetryczna i T3
Operacja pod poduszkami (17" X24")Korporacja Dukal, USA22-415-758Chirurgia telemetryczna i T3
Chirurgiczne ostrze (nr 11)Integra Lifesciences Production Corporation, Japonia2029-03--01Chirurgia telemetryczna i T3
Telemetryczny implant HD-S10Data Sciences International, Inc., USA270-0180-001XChirurgia telemetryczna
TranzystorData Science International, Inc., USANie maChirurgia telemetryczna
Krem z potrójnym antybiotykiemCosette Pharmaceuticals, Inc., USA29-62231CPLNC1Chirurgia telemetryczna
Żyła pickupaTechnologie infuzji Sai, IndieVP-10Chirurgia telemetryczna
Więź weteranów3M Animal Care Products, USA34-8720-6521-3Chirurgia telemetryczna
Pompy grzewcze wodyC2Dx TP700 TCESS-95009-00Chirurgia telemetryczna i T3
KsylazynaCovetrus, USA 61035Operacja T3

Bibliografia

  1. Bhattacharyya, S., Sahu, S., Kaur, S., Jain, S. Effect of low intensity magnetic field stimulation on calcium-mediated cytotoxicity after mild spinal cord contusion injury in rats. Ann Neurosci. 27 (2), 49-56 (2020).
  2. Hagen, E. M. Acute complications of spinal cord injuries. World J Orthop. 6 (1), 17-23 (2015).
  3. Hagen, E. M., Rekand, T., Gronning, M., Faerestrand, S. Cardiovascular complications of spinal cord injury. Tidsskr Nor Laegeforen. 132 (9), 1115-1120 (2012).
  4. Kaur, S., Jain, S., Bhardwaj, R., Kumaran, S. S., Kochhar, K. P. Modulation of the biphasic pattern of cortical reorganization in spinal cord-transected rats by external magnetic fields. J Biosci. 50, 71(2025).
  5. Furlan, J. C., Fehlings, M. G. Cardiovascular complications after acute spinal cord injury: pathophysiology, diagnosis, and management. Neurosurg Focus. 25 (5), E13(2008).
  6. Cragg, J. J., Noonan, V. K., Krassioukov, A., Borisoff, J. Cardiovascular disease and spinal cord injury: results from a national population health survey. Neurology. 81 (8), 723-728 (2013).
  7. Grossmann, F., Flueck, J. L., Perret, C., Meeusen, R., Roelands, B. The thermoregulatory and thermal responses of individuals with a spinal cord injury during exercise, acclimation and by using cooling strategies-A systematic review. Front Physiol. 12, 636997(2021).
  8. Grigorean, V. T., et al. Cardiac dysfunctions following spinal cord injury. J Med Life. 2 (2), 133-145 (2009).
  9. Weaver, L. C., Flemfing, J. C., Mathias, C. J., Krassioukov, A. V. Disordered cardiovascular control after spinal cord injury. Handb Clin Neurol. 109, 213-233 (2012).
  10. Partida, E., Mironets, E., Hou, S., Tom, V. J. Cardiovascular dysfunction following spinal cord injury. Neural Regen Res. 11 (2), 189-194 (2016).
  11. Garshick, E., et al. A prospective assessment of mortality in chronic spinal cord injury. Spinal Cord. 43 (7), 408-416 (2005).
  12. Krassioukov, A. V., Furlan, J. C., Fehlings, M. G. Autonomic dysreflexia in acute spinal cord injury: an under-recognized clinical entity. J Neurotrauma. 20 (8), 707-716 (2003).
  13. Eldahan, K. C., Rabchevsky, A. G. Autonomic dysreflexia after spinal cord injury: systemic pathophysiology and methods of management. Auton Neurosci. 209, 59-70 (2018).
  14. Karlsson, A. K. Autonomic dysreflexia. Spinal Cord. 37, 383-391 (1999).
  15. Canon, S., et al. Autonomic dysreflexia during urodynamics in children and adolescents with spinal cord injury or severe neurologic disease. J Pediatr Urol. 11 (1), 32.e1-32.e4 (2015).
  16. Lindan, R., Joiner, E., Freehafer, A. A., Hazel, C. Incidence and clinical features of autonomic dysreflexia in patients with spinal cord injury. Paraplegia. 18 (5), 285-292 (1980).
  17. Ho, C. P., Krassioukov, A. V. Autonomic dysreflexia and myocardial ischemia. Spinal Cord. 48 (9), 714-715 (2010).
  18. Wan, D., Krassioukov, A. V. Life-threatening outcomes associated with autonomic dysreflexia: A clinical review. J Spinal Cord Med. 37 (1), 2-10 (2014).
  19. Kalra, D. K., Raina, A., Sohal, S. Neurogenic orthostatic hypotension: State of the art and therapeutic strategies. Clin Med Insights Cardiol. 14, 1179546820953415(2020).
  20. Kim, M. J., Farrell, J. Orthostatic hypotension: A practical approach. Am Fam Physician. 105 (1), 39-49 (2022).
  21. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  22. Chinnadurai, S. K., et al. Comparison of an implantable telemetry device and an oscillometric monitor for measurement of blood pressure in anaesthetized and unrestrained green iguanas (Iguana iguana). Vet Anaesth Analg. 37 (5), 434-439 (2010).
  23. Harrison, D. G., et al. Tail-cuff versus radiotelemetry to measure blood pressure in mice and rats. Hypertension. 81 (1), 3-5 (2024).
  24. Rabchevsky, A. G., et al. Effects of gabapentin on muscle spasticity and both induced as well as spontaneous autonomic dysreflexia after complete spinal cord injury. Front Physiol. 3, 329(2012).
  25. Squair, J. W., White, B. A., Bravo, G. I., Martin Ginis, K. A., Krassioukov, A. V. The economic burden of autonomic dysreflexia during hospitalization for individuals with spinal cord injury. J Neurotrauma. 33 (15), 1422-1427 (2016).
  26. Squair, J. W., et al. Minocycline reduces the severity of autonomic dysreflexia after experimental spinal cord injury. J Neurotrauma. 35 (24), 2861-2871 (2018).
  27. Niemeyer, J. E. Telemetry for small animal physiology. Lab Anim (NY). 45 (7), 255-257 (2016).
  28. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  29. Molcan, L. Telemetric data collection should be standard in modern experimental cardiovascular research. Physiol Behav. 242, 113620(2021).
  30. Wang, Y., et al. Artificial intelligence measuring the aortic diameter assist in identifying adverse blood pressure status including masked hypertension. Postgrad Med. 134 (1), 111-121 (2022).
  31. DePaolo, J., et al. Relationship between ascending thoracic aortic diameter and blood pressure: a Mendelian randomization study. Arterioscl Throm Vas. 43 (2), 359-366 (2023).
  32. Hou, S., Blesch, A., Lu, P. A radio-telemetric system to monitor cardiovascular function in rats with spinal cord transection and embryonic neural stem cell grafts. J Vis Exp. (92), e51914(2014).
  33. Marie, B., et al. Carotid versus femoral access for transcatheter aortic valve replacement: comparable results in the current era. Eur J Cardiothorac Surg. 60 (4), 874-879 (2021).
  34. Gaudet, A. D., et al. Spinal cord injury in rats disrupts the circadian system. eNeuro. 5 (6), (2018).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Implanty telemetrycznepomiar ci nienia t tniczego krwimonitorowanie cz sto ci akcji sercatemperatura g boka cia aledzenie aktywno ci zwierz toperacja zst puj cej aortydysfunkcja autonomiczna
In Vivo Telemetria do rejestrowania długoterminowych parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury i aktywności w modelach szczurów z urazami rdzenia kręgowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.