Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Translacyjny chirurgiczny model wieprzowy dla powstawania zrostów wewnątrzbrzusznych po operacji

753 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70377

⸱

13 marca 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Stanford University School of Medicine, 2Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine, Division of Plastic and Reconstructive Surgery, Stanford University School of Medicine, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Material Science and Engineering, Stanford University, 5Sarafan ChEM-H, Stanford University, 6Department of Pediatrics (Endocrinology), Stanford University School of Medicine, 7Woods Institute for the Environment, Stanford University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje model świniowy pooperacyjnego powstawania zrostów wewnątrzbrzusznych z użyciem mini świń z Jukatanu poddawanych otwartej operacji brzusznej z resekcją jelit. Podejście to niezawodnie wywołuje zrosty wewnątrzbrzuszne i stanowi platformę do oceny rozwoju zrostów oraz testowania strategii antyadhezji.

Streszczenie

Model wieprzowinki powstawania zrostów wewnątrzbrzusznych został opracowany na świnie z użyciem mini świń z Jukatanu. Protokół łączy laparotomię środkową, resekcję jelita cienkiego z dwuwarstwową pierwotną anastomozą oraz jednostronne otarcie otrzewnej ciemieniowej w formie otwartego zabiegu brzusznego. Tworzenie zrostów oceniano cztery tygodnie po operacji przy użyciu ustalonych kryteriów oceny brutto i histologicznej, a oceny przeprowadzili niewidomi obserwatorzy. Zrosty rozwijały się u wszystkich zwierząt korzystających z tego modelu i były wieloogniskowe, obejmujące pętle jelitowe między jelitem a ścianą brzucha, obejmujące otrzewną leżącą nad innymi narządami jamy brzusznej (np. wątrobę) oraz miejscami operacyjnymi, o różnym nasileniu. Analiza histologiczna po czterech tygodniach wykazała zrosty składające się głównie z macierzy zewnątrzkomórkowej, fibroblastów i naczyń krwionośnych, co odpowiada fenotypowi tkanki gojącej się rany w fazie remodelingu. Model ten jest istotny do badań biologii włóknienia zraszy brzusznej i/lub oceny translacyjnej kandydatów na terapię przeciwadhezyjną. Łącząc klinicznie istotny zabieg chirurgiczny jelita z określonym urazem otrzewnej oraz standaryzowaną strategią oceny, protokół ten zapewnia powtarzalne podejście do indukowania i oceny pooperacyjnych zrostów wewnątrzbrzusznych w modelu dużego zwierzęcia.

Wprowadzenie

Zrosty pooperacyjne są głównym źródłem zachorowalności po operacjach brzusznych i miednicy, rozwijając się u nawet 93% pacjentów 1,2, z czego około 20% wymagało hospitalizacji w ciągu pięciu lat z powodu powikłań związanych z zrojecami 3,4. Uszkodzenie otrzewnej powstaje w wyniku zabiegów chirurgicznych jamy brzusznej, a także podrażnienia jamy brzusznej (infekcja lub ekspozycja chemiczna) lub przewlekłych stanów zapalnych, takich jak zapalne choroby jelit. Powstałe zrosty mogą prowadzić do szerokiego zakresu konsekwencji klinicznych, w tym nawracających niedrożności jelita wymagających dodatkowych operacji lub powodować niepłodność i przewlekły ból 5,6,7. Powstawanie zrostów może być szczególnie poważne po wielotrzewnych resekcjach nowotworowych, takich jak operacje cytoredukcyjne, przewlekłe zapalenie czy perforacja jelit, gdzie rozległe uszkodzenia otrzewnej wzmacniają odpowiedź włóknistą. Dodatkowo, choroba adhezji może znacznie utrudniać kolejne zabiegi chirurgiczne, często uniemożliwiając podjęcie minimalnie inwazyjnej metody lub powodując niezamierzone uszkodzenia jatrogenne jelit lub innych narządów.

Pomimo ich znaczenia klinicznego, rozwój skutecznych strategii przeciwadhezjowych jest ograniczony – prawdopodobnie częściowo utrudniony przez ograniczenia w modelach przedklinicznych, które odtwarzają anatomię, fizjologię i reakcje na gojenie ran obserwowane u ludzi8. Modele gryzoni są szeroko stosowane ze względu na dostępność, eksperymentalną łatwość do wykonywania oraz niezawodną generację przyczepności 9,10,11. Jednak ich mała jama otrzewna, cienka krezka oraz wyraźne środowisko zapalne mogą ograniczać znaczenie translacyjne 8,12. Takie modele przyczyniły się do rozwoju podejść antyadhezjijowych, które wykazały solidną skuteczność w badaniach na zwierzętach, ale wykazały ograniczone lub zależne od kontekstu korzyści kliniczne u ludzi 8,13,14,15,16,17. Ponadto procedury chirurgiczne porównywalne z człowiekiem, takie jak resekcja jelit i anastomoza, są trudne do modelowania w sposób translacyjnie istotny u gryzoni, a różnice w metabolizmie leków specyficzne dla gatunku dodatkowo ograniczają ekstrapolację kliniczną18.

Modele dużych zwierząt, szczególnie świń, są szeroko wykorzystywane do badania wyrostków brzusznych ze względu na ich anatomiczne i fizjologiczne podobieństwo do ludzi oraz porównywalną metodę chirurgiczną, co stanowi platformę do badania zarówno powstawania zrostów, jak i testowania interwencji terapeutycznych 19,20,21,22 . Istniejące modele zrostów u wieprzi dostarczyły ważnych informacji, jednak wiele z nich koncentruje się na formowaniu zrastów specyficznych dla procedur i często brakuje ustandaryzowanych procedur, co ogranicza ich zastosowanie szczególnie do ciężkich zrostów powstałych po otwartej operacji jelita 23,24,25,26,27.

Aby złagodzić te ograniczenia, opracowaliśmy model wieprzowy z pooperacyjnymi zrostami wewnątrzbrzusznymi, który integruje laparotomię środkową, resekcję jelita cienkiego oraz jednostronne, ciemieniowe otarcie otrzewnej. Ta wieloogniskowa metoda otrzewna powtarza zrosty sprzyjające zrostom często spotykane podczas zabiegów chirurgicznych jamy brzusznej i powoduje zrosty o różnej sile i lokalizacji w ciągu czterech tygodni, z gwarantowanymi zrostami po stronie brzucha, gdzie wykonywane jest precyzyjne otarcie ciemieniowe, a także stochastyczne zrosty w całym brzuchu. Poprzez zastosowanie klinicznie istotnego zabiegu chirurgicznego jelit z wyraźnie określonym i powtarzalnym urazem otrzewnej, model ten przezwycięża kluczowe ograniczenia wcześniejszych systemów świńskich i zapewnia spójną platformę do badania powstawania zrostów pooperacyjnych oraz oceny interwencji przeciwprzyrostowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Oświadczenie etyczne

Wszystkie badania na świniach były przeprowadzane według protokołów zatwierdzonych przez protokół #34052 Komitetu ds. Opieki i Użycia Zwierząt Uniwersytetu Stanforda (IACUC), jak opisano wcześniejw 28.

1. Hodowla zwierząt

  1. Zdobądź mini świnki Yucatan (zalecane 9-12 kg, 7-9 tygodni) od sprawdzonego sprzedawcy. Zalecamy n = 4 świnie na kohortę. Zwierzęta domowe w parach w pomieszczeniach z kontrolowaną światłem i temperaturą.
  2. Zapewnij standardowe jedzenie dla wieprzi ad libitum. Zwierzęta powinny mieć stały dostęp do wody, aby uniknąć odwodnienia.
    UWAGA: Zwierzęta były głodzone przez 12 godzin przed operacją i ostatecznym pobraniem.
  3. Monitorować i rejestrować masę ciała oraz ogólny stan zdrowia w regularnych odstępach czasu zgodnie ze standardami instytucjonalnymi.

2. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne

  1. Świnie uśpione w domowych terrarium, stosujące domięśniową ksylazynę (2,2 mg/kg, domięśniowo) oraz ketaminę (12 mg/kg domięśniowo). Uzyskaj dostęp dożylny (dożylny). Ostrożnie przetransportuj zwierzęta do sali operacyjnej, gdy weterynarz uzna za odpowiednią sedację. Prosimy o zapoznanie się z Tabelą Uzupełniającą w celu uzyskania informacji o znieczuleniu i analgezji, ponieważ protokoły mogą się różnić w zależności od instytucji.
  2. Po wejściu do sali operacyjnej zabezpiecz drogi oddechowe zwierzęcia za pomocą intubacji endotchawicznej. Utrzymuj znieczulenie przez cały zabieg, podając izofluran w tlenie za pomocą precyzyjnego waporyzatora przez obwód znieczulony wyposażony w usuwanie gazów ścielinowych pod nadzorem licencjonowanego weterynarza.
  3. Podawaj dożylnie (dożylnie), leki przeciwwymiotne (Cerenia 1-2 mg/kg dożylnie), leki zwężające naczynia oraz inotropy w razie potrzeby w leczeniu niedociążenia śródoperacyjnego, aby uniknąć hipoperfuzji jelit i potencjalnego ryzyka wycieku zespolenia. Szczegóły dotyczące leków znajdują się w Tabeli Uzupełniającej , schematy leczenia różnią się w zależności od instytucji.
  4. Stosuj maść okulistą, aby nawilżyć oczy i zapobiec otarciom rogówki. Podaj cefazolinę (25 mg/kg, dożylnie) lub równoważny antybiotyk na godzinę przed nacięciem, aby zapobiec infekcji rany. Należy stosować intraoperacyjny schemat leczenia przeciwbólowego zgodnie ze standardami weterynaryjnymi instytucji. Schemat referencyjny znajduje się w Tabeli Uzupełniającej i obejmuje kombinację karpofenu (25 mg/kg dożylnie), buprenorfiny ER (0,18 mg/kg dożylnie).

3. Zabieg chirurgiczny

  1. Ułóż zwierzątko na plecach na termoforze, aby utrzymać normotermię. Mierz nasycenie tlenem (SpO2) za pomocą pulsoksymetru, puls za pomocą monitora tętna oraz temperaturę co 10 minut.
  2. Usuń włosy z brzucha za pomocą maszynki do obcinania, a następnie przygotuj skórę jednym wymazem alkoholowym, a następnie gazą nasączoną povidon-jodem. Usuń nadmiar środka antyseptycznego z odwłoka za pomocą sterylnego ręcznika.
  3. Okryj brzuch sterylnymi ręcznikami i chirurgicznymi zasłonami, aby zachować sterylność przez cały zabieg. Wprowadzić lidokainę (2 mg/kg podskórnie (SQ)) do ściany brzucha w planowanym miejscu nacięcia za pomocą igły o rozmiarze 25 gauge.
  4. Wykonaj laparotomię środkową, wykonując nacięcie o pełnej grubości przez skórę, tkankę podskórną i mięśnie ściany brzucha wzdłuż linea alba, aby wejść do jamy otrzewnej za pomocą skalpela z 10 ostrzami. Załóż retraktory ściany brzucha i wypruż jelita.
  5. Zidentyfikuj obszar jelita ~10-15 cm bliskogo od zastawki kościowej i wyciąj nożyczkami segment jelita cienkiego o średnicy 2,5 cm (1 cal). Usunięcie powiązanej krezki elektrokauterem w celu wybuchu hemostazy naczyń krezkowych. Zamknij oba otwarte końce jelita za pomocą przerwanych szwów jedwabnych 3-0, aby uzyskać szczelne zamknięcie. Wykonaj dwuwarstwową, boczną anastomozę pierwotną (funkcjonalną end-to-end). Zrekonstruuj wewnętrzną warstwę lumenu syntetycznym szwem 3-0 chłonnym w sposób biegający, a zewnętrzną warstwę z niechłonnym szwem 3-0. Staraj się ograniczyć wycieki jelit podczas całego zabiegu.
  6. Delikatnie zetłuknij przekrój otrzewnej ciemieniowej o wymiarach 3 x 5 cm wzdłuż prawej ściany brzucha, używając sterylnej gazy lub elektrokauterycznej poduszki drapnej, aż powierzchnia otrzewna będzie postrzępiona lub pojawi się obrzęk podpożyciowy w ścianie brzucha (10-15 ruchów przy średnim ciśnieniu). Lewa ściana boczna brzucha może być nieścierana, aby służyć jako techniczna kontrola, choć przy tym modelu stochastyczne zrosty tworzą się w całej części jamy brzusznej w sposób podobny do chorób ludzkich.
  7. Przesuń jelito do jamy brzusznej i usuń retraktory ściany brzucha. Płukaj brzuch 1 litrem podgrzanej bezpłodnej soli fizjologicznej, usuń cały płyn i potwierdź hemostazę (brak aktywnego krwawienia) przed zamknięciem.
  8. Zamknij powięzi szwem 2-0 chłonnym. Zamknij skórę biegającym ściegiem 2-0 lub 3-0 niechłonnym baseballowym i przykryj nacięcie sterylnym opatrunkiem. Średni czas trwania zabiegu wynosił 1 godzinę.
  9. Na koniec zabiegu podaj Atipamezol (0,2 mg/kg dożylnie), aby odwrócić sedację przed unieszkodliwieniem. Ekstubuj zwierzęta po powrocie do samoistnego oddychania. Monitoruj parametry życiowe (puls, nasycenie tlenem, temperatura, ciśnienie krwi) do pełnego wyzdrowienia po znieczuleniu.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Podawaj karprofen (25-50 mg) dwa razy dziennie doustnie (PO) przez pierwsze 3 dni po zabiegu, a następnie w razie potrzeby (PRN) na ból. Utrzymuj zwierzęta na diecie płynnej bogatej w białko (1,5 butelki dwa razy dziennie) przez pierwsze 3 dni po operacji.
    UWAGA: Warto zauważyć, że choć rutynowe usuwanie szwów 10–14 dni po operacji jest powszechną praktyką, u zwierząt bez oznak infekcji rany lub rozprzestrzeniania się pozostawiano szwy, aby uniknąć dodatkowej ekspozycji na znieczulenie przed planowanym 4-tygodniowym pobraniem.
  2. Podawaj amoksycylinę (10 mg/kg) dwa razy dziennie doustnie przez tydzień, a następnie PRN w przypadku objawów infekcji rany (zaczerwienienie, ciepło, obrzęk z lub bez drenażu).
  3. Sprawdzajcie zwierzęta dwa razy dziennie pod kątem apetytu, aktywności, funkcji jelit i integralności rany. Jeśli obawiają się infekcji, omów dawkę i czas trwania antybiotyku z weterynarzem. Sterylny opatrunek powinien być założony przez pierwsze 3 dni po zabiegu, aby zminimalizować ryzyko infekcji rany. Rejestruj wagę w odstępach 2-3 dni, aby zapewnić utrzymanie wagi po operacji.
  4. Przejście zwierząt na stałe jedzenie zaczynając od 4. dnia po operacji (POD4). Łącz spożycie stałego jedzenia dodatkową dietą płynną bogatą w białko, aż znosisz wystarczającą ilość kalorii z samej pokarmy stałej.

5. Eutanazja

  1. Uśpienie zwierząt po 4 tygodniach pod nadzorem weterynaryjnym przed sekcją zwłok i pobraniem tkanek za pomocą dożylnego roztworu eutanazji zgodnie ze standardami instytucjonalnymi i AVMA.
  2. Oceniaj zrosty bardzo dokładnie. Natychmiast pobierz tkanki i próbki krwi do dalszych analiz. Utylizuj wszystkie odpady biologiczne i farmaceutyczne zgodnie z wytycznymi dotyczącymi środowiska, zdrowia i bezpieczeństwa w Twojej instytucji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Proponowany model zrostów pooperacyjnych u świń (Rysunek 1) został połączony z dostosowanym systemem punktacji, aby w czasie rzeczywistym ocenić zrosty28. Ocena adhezji została przeprowadzona niezależnie przez 3 członków zespołu zaślepionych na warunki eksperymentalne w okresie 4 tygodni na reprezentatywnej kohorcie n=4 świń; wyniki były uśredniane dla końcowego wyniku adhezji na każde zwierzę (Rysunek 2A). Zrosty wewnątrzbrzuszne powstał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Proponowany model zrostów wieprzowych stanowi klinicznie istotną i wiarygodną metodę modelowania zrostów wewnątrzbrzusznych. W przeciwieństwie do modeli urazów ogniskowych lub jednomiejscowych, celowo wybrano połączenie laparotomii środkowej, resekcji jelita cienkiego z anastomozą oraz standaryzowanej tarty otrzewnej ciemieniowej, aby odtworzyć wieloczynnikowe uszkodzenia otrzewnej występujące podczas otwartych zabiegów brzusznych. Kontrolowane ścieranie otrzewnej ciemieniowej wzdłuż bocznej ściany brzucha naśladuje uraz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych istotnych ujawnień.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji zostały wsparte przez program Stanford SPARK, grant American College of Surgeons Surgical Adhesions Improvement Project, hojnie wspierany przez rodzinę Carlino, oraz Katedrę Chirurgii Uniwersytetu Stanforda. Chcielibyśmy podziękować Stanford Veterinary Service Center oraz personelowi Comparative Animal Pavilion. Wszystkie pomysły, analizy, odniesienia i liczby zostały stworzone i zweryfikowane przez autorów. Narzędzia AI były używane tylko do drobnych poprawek językowych i gramatycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zwierzęta
Samice mini świnek z Jukatanu, masa ciała 9–12 kg (7–9 tygodni)S& S Farms8
Zaopatrzenie chirurgiczne
DMI4000 Mikroskop BLeica MicrosystemsHistologia
Materiały
Euthasol VirbacEutanazja
Eosin-Y Alcoholic StainAzer Scientific   Cat#ES709Histologia
Zjeżdżalnie z matemFisher Scientific  Katalog#12-550-400Histologia
Mayer′ Roztwór hematoksyliny Sigma-Aldrich Cat#MHS80 Histologia
Leki
AmoksycylinaCovetrus59629Zapobieganie infekcjom
10mg/kg PO BID x1
Ancef/CefazolinCovetrus84773Kontrola infekcji przedoperacyjna
25 mg/kg dożylnie
AtipamezolCovetrus82124Środek odwracający sedację
0,2 mg/kg 
AtropinaCovetrus74760Bradykardia
0,04mg/kg   
Bupernorfina z przedłużonym uwalnianiem (ER)Wedgewood PharamcyAnalgezja
0,18 mg/kg dożylnie
Karprofen – śródoperacyjnyDechraAnalgezja
25 mg/kg dożylnie;
Karprofen – pooperacyjnyDechraAnalgezja
25-50mg PO PRN
CereniaZoetisPrzeciwnudności
1-2 mg/kg dożylnie po śródoperacji
IzofluranDechraSedacja 
Lidokaina 2%VetOneV1 510212Analgezja
2 mg/kg SQ przed nacięciem
KetaminaDechraAnestezja i Analgezja
12 mg/kg domięśniowo
DobutaminaHospira  Dawkowanie i miarkowanie według anestezjologa 
Povidone-jod (betadyna)ValleyVet12265Środek odkażający
Ksylazyna (Rompun)DechraGW l400000Sedacja/Analgezja
2,2 mg/kg domięśniowo
Materiały Chirurgiczne
Szew 3-0 PDS (polidioksan)EthiconCat#Z316HAnastamosis
Ilość - 2 
3-0 Jedwabny Szew (Pop-off)  EthiconCat#1679HAnastamosis
Ilość - 1 opakowanie pop-off
Szew 0-0 PDS (polidioksan)EthiconCat#Z990GZamknięcie Linea Alba
Ilość - 1
3-0 Szew ProleneEthiconKatal#8684GClosure < b/> Ilość - 1
Bovie Electrocautery Grayline Medical SupplyCat#E2516Homeostaza i cięcie
Standardowy zestaw sterylnych narzędzi chirurgicznych abomdinalnych z retraktorami ściany brzucha, takich jak reaktory Army/Navy czy Richardson.
3M Tegaderm + Pad 3MKata#3593Opatrunki chirurgiczne
Dieta płynna bogata w białkoUpewnij sięDiet
1,5 butelki BID
Oprogramowanie
BioRenderUmowa numer SH28Z3OOKIGenerowanie figure 
Adobe IllustratorAdobev29.8.1Generowanie figure 
FIDŻINIHGenerowanie figure 
*Uwaga: narzędzia AI były używane wyłącznie do drobnych poprawek językowych i gramatycznych
*BID - dwa razy dziennie,  IV - dożylnie, domięśniowo - domięśniowo, PO - per os/ doustnie, SQ - podskórne, PRN - w razie potrzeby

Bibliografia

  1. Ellis, H., et al. Adhesion-related hospital readmissions after abdominal and pelvic surgery: a retrospective cohort study. Lancet. 353 (9163), 1476-1480 (1999).
  2. Stommel, M. W. J., et al. Multicenter Observational Study of Adhesion Formation After Open-and Laparoscopic Surgery for Colorectal Cancer. Ann. Surg. 267 (4), 743(2018).
  3. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic colorectal surgery in 16 524 patients. Colorectal Dis. 24 (4), 520-529 (2022).
  4. Krielen, P., et al. Adhesion-related readmissions after open and laparoscopic surgery: a retrospective cohort study (SCAR update). Lancet. 395 (10217), 32636-32644 (2020).
  5. Tabibian, N., Swehli, E., Boyd, A., Umbreen, A., Tabibian, J. H. Abdominal adhesions: A practical review of an often overlooked entity. Ann Med and Surg (Lond). 15, 9-13 (2017).
  6. van den Beukel, B. A., et al. Surgical treatment of adhesion-related chronic abdominal and pelvic pain after gynaecological and general surgery: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod Update. 23 (3), 276-288 (2017).
  7. Duron, J. -J. Postoperative intraperitoneal adhesion pathophysiology. Colorectal Dis. 9 (s2), 14-24 (2007).
  8. Carmichael, S. P., et al. A Scoping Review of Animal Models for Development of Abdominal Adhesion Prevention Strategies. J Surg Res. 302, 364-375 (2024).
  9. Marshall, C. D., et al. Creation of Abdominal Adhesions in Mice. J Vis Exp. (114), e54450(2016).
  10. Kraemer, B., Wallwiener, C., Rajab, T. K., Brochhausen, C., Wallwiener, M., Rothmund, R. Standardised models for inducing experimental peritoneal adhesions in female rats. Biomed Res Int. 2014, 435056(2014).
  11. Whang, S. H., et al. In search of the best peritoneal adhesion model: comparison of different techniques in a rat model. J Surg Res. 167 (2), 245-250 (2011).
  12. Dawson, H. D., Smith, A. D., Chen, C., Urban, J. F. An in-depth comparison of the porcine, murine and human inflammasomes; lessons from the porcine genome and transcriptome. Vet. Microbiol. 202, 2-15 (2017).
  13. Hassanabad, A. F., et al. Prevention of Post-Operative Adhesions: A Comprehensive Review of Present and Emerging Strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027(2021).
  14. Burns, J. W., Colt, M. J., Burgees, L. S., Skinner, K. C. Preclinical evaluation of Seprafilm bioresorbable membrane. Eur J Surg Suppl. (577), 40-48 (1997).
  15. Trew, G., et al. Gynaecological endoscopic evaluation of 4% icodextrin solution: a European, multicentre, double-blind, randomized study of the efficacy and safety in the reduction of de novo adhesions after laparoscopic gynaecological surgery. Hum Reprod. 26 (8), 2015-2027 (2011).
  16. van den Tol, P., ten Raa, S., van Grevenstein, H., Marquet, R., van Eijck, C., Jeekel, H. Icodextrin reduces postoperative adhesion formation in rats without affecting peritoneal metastasis. Surgery. 137 (3), 348-354 (2005).
  17. van der Wal, J. B. C., Iordens, G. I. T., Vrijland, W. W., van Veen, R. N., Lange, J., Jeekel, J. Adhesion prevention during laparotomy: long-term follow-up of a randomized clinical trial. Ann Surg. 253 (6), 1118-1121 (2011).
  18. Burkina, V., Rasmussen, M. K., Pilipenko, N., Zamaratskaia, G. Comparison of xenobiotic-metabolising human, porcine, rodent, and piscine cytochrome P450. Toxicology. 375, 10-27 (2017).
  19. Kramer, K., Senninger, N., Herbst, H., Probst, W. Effective Prevention of Adhesions With Hyaluronate. Arch Surg. 137 (3), 278-282 (2002).
  20. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), e0219105(2020).
  21. Iliopoulos, J., et al. Evaluation of a bioabsorable polylactide film in a large animal model for the reduction of retrosternal adhesions. J Surg Res. 118 (2), 144-153 (2004).
  22. Turcotte, S., Sideris, L., Younan, R., Drolet, P., Dubé, P. Pharmacokinetics of intraperitoneal irinotecan in a pig model. J Surg Oncol. 101 (7), 637-642 (2010).
  23. Pu, Z., Nian, H., Li, Z., Zhong, P., Ma, S., Li, J. Research progress on animal models of peritoneal adhesion. Surgery. 178, (2025).
  24. Lauder, C. I. W., Strickland, A., Maddern, G. J. Use of a modified chitosan-dextran gel to prevent peritoneal adhesions in a porcine hemicolectomy model. J Surg Res. 176 (2), 448-454 (2012).
  25. Crispi, C. P., et al. Practical considerations in the use of a porcine model (Sus scrofa domesticus) to assess prevention of postoperative peritubal adhesions. PLoS One. 15 (1), (2020).
  26. Chen, M. D., Teigen, G. A., Reynolds, H. T., Johnson, P. R., Fowler, J. M. Laparoscopy versus laparotomy: an evaluation of adhesion formation after pelvic and paraaortic lymphadenectomy in a porcine model. Am J Obstet Gynecol. 178 (3), 499-503 (1998).
  27. Dubcenco, E., et al. Adhesion formation after peritoneoscopy with liver biopsy in a survival porcine model: comparison of laparotomy, laparoscopy, and transgastric natural orifice transluminal endoscopic surgery (NOTES). Endoscopy. 41 (11), 971-978 (2009).
  28. Foster, D. S., et al. Postoperative adhesions are abrogated by a sustained-release anti-JUN therapeutic in preclinical models. Sci Transl Med. 17 (789), (2025).
  29. Foster, D. S., et al. Elucidating the fundamental fibrotic processes driving abdominal adhesion formation. Nat Commun. 11 (1), 4061(2020).
  30. Sullivan, T. P., Eaglstein, W. H., Davis, S. C., Mertz, P. The pig as a model for human wound healing. Wound Repair Regen. 9 (2), 66-76 (2001).
  31. Lunney, J. K., Van Goor, A., Walker, K. E., Hailstock, T., Franklin, J., Dai, C. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), (2021).
  32. Walters, E. M., Wells, K. D., Bryda, E. C., Schommer, S., Prather, R. S. Swine models, genomic tools and services to enhance our understanding of human health and diseases. Lab Anim (NY). 46 (4), 167-172 (2017).
  33. Ribitsch, I., et al. Large Animal Models in Regenerative Medicine and Tissue Engineering: To Do or Not to Do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  34. Prabhakar, S. Translational research challenges: finding the right animal models. J Investig Med. 60 (8), 1141-1146 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Świński model zrostówzrosty wewnątrzbrzusznepooperacyjne powstawanie zrostówuszkodzenie otrzewnejresekcja jelita cienkiegozespolenie pierwotneocena histologicznawłóknienie zrostówmakroskopowa ocena zrostówtkanka gojąca się w ranie
Translacyjny chirurgiczny model wieprzowy dla powstawania zrostów wewnątrzbrzusznych po operacji
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.