Name: Pobieranie i kriokonserwacja oocytów chomika i zarodków myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-03-27T00:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 36 s
Description: Naucz się metody kriokonserwacji oocytów chomika i zarodków myszy z wysoką przeżywalnością po rozmrożeniu. Technika ta wspiera badania w biologii rozrodu i rozwoju zarodkowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Niniejsza praca została sfinansowana przez hiszpańskie Ministerio de Educación y Ciencia (BIO 2006-11792) oraz Generalitat de Catalunya (2005-SGR00437). Autorzy dziękują Marcowi Puigcerverowi i Jonatanowi Lucasowi za pomoc techniczną przy przygotowaniu pożywek. Podziękowania kierujemy do całego personelu Servei d’Estabulari za opiekę nad zwierzętami, a w szczególności do Juana Jose Martina i Javiera Benito za dodatkowy wkład w nagranie części tego filmu. N.C.B. jest stypendystą Portuguese Fundação para a Ciência e Tecnologia, a S.G. stypendystą hiszpańskiego Ministerio de Educación y Ciencia.

Opieka nad zwierzętami oraz procedury były prowadzone zgodnie z wytycznymi i regulacjami zatwierdzonymi przez Komisję Etyki Badań nad Zwierzętami i Ludźmi Uniwersytetu Autònoma w Barcelonie w Hiszpanii.
I. Pobieranie oocytów
<ol>
<li>Wybrać samice chomików syryjskich (Mesocricetus auratus; w wieku 8-12 tygodni) rasy Golden Syrian, sprawdzając obecność gęstej wydzieliny pochwowej (wydzieliny poowulacyjnej).</li>
<li>Indukować superowulację u wybranych samic poprzez domięśniowy wtrysk 40 IU PMSG (gonadotropiny z surowicy ciężarnej klaczy), a następnie 40 IU hCG (ludzkiej gonadotropiny kosmórkowej) po upływie 60 godzin.</li>
<li>Eutanazować samice chomików 16 godzin po podaniu hCG w komorze z dwutlenkiem węgla.</li>
<li>Wyizolować jajowody z samic zgodnie z instrukcją w materiale wideo i przenieść je do kropli pożywki KSOM-H.</li>
<li>zebrać kompleksy oocyt-cumulus poprzez rozrywanie ampuły jajowodu pod mikroskopem stereoskopowym w kropli hialuronidazy (156 U/ml) w temperaturze 37°C. Oocyty zostaną uwolnione z komórek cumulus w ciągu około 5 minut.</li>
<li>zebrać oocyty z hialuronidazy i przemyć je dwukrotnie w pożywce KSOM-H.</li>
</ol>
W celu pobrania embrionów myszy, u samic myszy (Mus musculus; w wieku 6-8 tygodni) indukuje się superowulację poprzez doszpikowe wstrzyknięcie 5 IU PMSG, a następnie 5 IU hCG po 48 godzinach, po czym samice są kojone z samcami. Samice są uśmiercane poprzez zwichnięcie szyjnego kręgu odpowiednio 24-26, 44-46 lub 54-56 godzin po podaniu hCG w celu uzyskania embrionów w stadium pronuklearnym, dwukomórkowym lub czterokomórkowym. Uwaga: Stosując ten protokół, z każdej samicy można pobrać około 20 do 30 oocytów/embrionów.
II. Przygotowanie roztworów do zamrażania i rozmrażania
<ol>
<li>Przygotować roztwór I poprzez rozcieńczenie 0,57 ml propilenglikolu w 5 ml KSOM-H (1,5 M propilenglikolu).</li>
<li>Przygotować roztwór do rozmrażania, dodając 2 ml KSOM-H do probówki zawierającej 0,2052 g sacharozy (0,3 M sacharozy).</li>
<li>Przygotować roztwór do zamrażania, dodając 2 ml roztworu I do probówki zawierającej 0,0684 g sacharozy (1,5 M propilenglikolu i 0,1 M sacharozy).</li>
</ol>
 Uwaga: Roztwór I oraz roztwory do zamrażania i rozmrażania należy przygotować bezpośrednio przed użyciem. Jednakże określone ilości sacharozy przeznaczone do przygotowania roztworów do zamrażania i rozmrażania można odważyć wcześniej i przechowywać w probówkach 3 ml w temperaturze pokojowej przez kilka miesięcy.
III. Protokół mrożenia
<ol>
<li>Przenieś oocyty/embriony z pożywki KSOM-H do kropli roztworu I i inkubuj przez 7-15 minut w temperaturze pokojowej.</li>
<li>W tym czasie przygotuj szalkę Petriego o średnicy 90 mm do napełniania słomek, nanosząc krople roztworów do zamrażania i rozmrażania o objętości 90 µl, zgodnie z instrukcją w materiale wideo (1 kropla każdego roztworu na słomkę).</li>
<li>Przenieś odpowiednią liczbę oocytów/embrionów do kropli roztworu do zamrażania. 
Uwaga: Zazwyczaj przenosimy od 5 do 30 oocytów lub embrionów na kroplę.</li>
<li>Podłącz słomkę do systemu aspiracji sterowanego ustnikiem i napełnij ją w następującej kolejności: roztwór I, powietrze, kropla roztworu do zamrażania z oocytami, powietrze, kropla roztworu do rozmrażania, powietrze.</li>
<li>Po napełnieniu słomki kontynuuj aspirację, aż pierwsza wprowadzona kropla (roztwór I) dotrze do polimeru na górnym końcu słomki i go uszczelni. Zgrzej termicznie drugi koniec słomki lub zamknij go plastikowym korkiem.</li>
<li>Włącz programowalną zamrażarkę i wybierz program zamrażania. Program zamrażania zastosowany w tym protokole opiera się na szybkościach chłodzenia pierwotnie opublikowanych przez Lassalle et al. [7]: 
<ul>
<li>2°C/min od temperatury pokojowej do -7°C 
0°C/min przez 10 min w celu wyrównania temperatury i indukcji nukleacji (patrz poniżej)</li>
<li>0,3°C/min od -7°C do -30°C 
0°C/min przez 2 min w celu wyrównania temperatury</li>
<li>35°C/min od -30°C do -130°C</li>
</ul>
</li>
<li>Umieść słomki w gniazdach uchwytu programowalnej zamrażarki, upewniając się, że część słomki z kroplą roztworu do rozmrażania jest skierowana na zewnątrz. Uruchom program zamrażania.</li>
<li>Gdy temperatura próbek osiągnie -7°C i chłodzenie zostanie wstrzymane, wykonaj manualne zaszczepianie: zanurz pęsetę w ciekłym azocie, delikatnie wysuń uchwyty z zamrażarki, aby odsłonić fragmenty słomek zawierające krople roztworu do rozmrażania, i natychmiast dotknij tego fragmentu słomek pęsetą. Powtórz czynność dla każdego uchwytu i każdej słomki w uchwycie, a następnie pozwól programowi zamrażania działać do końca.</li>
<li>Po zakończeniu programu zanurz uchwyty w ciekłym azocie.</li>
<li>Wyjmij słomki z uchwytów i przenieś je do oznakowanego kubka (gobelet).</li>
<li>Na koniec przechowuj kubek w zbiorniku z ciekłym azotem.</li>
</ol>
IV. Protokół rozmrażania
<ol>
<li>Wyjmij słomkę z pojemnika z ciekłym azotem.</li>
<li>Pozostaw słomkę w temperaturze pokojowej przez 40 sekund.</li>
<li>Zanurz słomkę w kąpieli wodnej o temperaturze 30°C na 40 sekund.</li>
<li>Usuń korek ze słomki lub odetnij termozgrzewany koniec.</li>
<li>Wylej zawartość słomki na szalkę Petriego o średnicy 35 mm i delikatnie wymieszaj dwie krople zawierające roztwory do zamrażania i rozmrażania.</li>
<li>Pozostaw oocyty/zarodki w mieszaninie przez 15 minut w temperaturze pokojowej.</li>
<li>Przenieś oocyty/zarodki do świeżej kropli KSOM-H na kolejne 15 minut w temperaturze 37°C.</li>
<li>Oocyty/zarodki są teraz gotowe do dalszej manipulacji.</li>
</ol>
Uwaga: W podczas kroków 6 i 7 powinno być zauważalne powolne pęcznienie rozmrożonych oocytów/embrionów w wyniku rehydratacji.
V. Reprezentatywne wyniki
Zastosowanie opisanego tutaj protokołu kriokonserwacji pozwala uzyskać przeżywalność na poziomie około 95% dla oocytów chomąt oraz &gt;90%, 85% i 80% dla zarodków myszy szczepu B6CBAF1 w stadium pronukleusowym, dwukomórkowym i czterokomórkowym, odpowiednio. W przypadku hodowli zarodków myszy in vitro w pożywce KSOM po rozmrożeniu, w optymalnych warunkach hodowlanych co najmniej 70 do 80% z nich powinno osiągnąć stadium blastocysty.
Zaleca się uwzględnienie w każdym eksperymencie mrożenia grupy kontrolnej (slomki) oocytów/zarodków oraz rozmrożenie tej grupy przed wykorzystaniem pozostałych oocytów/zarodków do dalszych manipulacji. Jeśli wskaźniki przeżywalności grupy kontrolnej będą niższe od oczekiwanych, należy rozmrozić kolejną slomkę z tej samej partii. Jeśli wskaźniki przeżywalności tej drugiej grupy również będą niskie, należy odrzucić pozostałe slomki z tej partii mrożenia.

<ol><li>Whittingham, D. G., Leibo, S. P., Mazur, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+of+mouse+embryos+frozen+to+-196+and+-269+%C2%B0C%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Survival of mouse embryos frozen to -196 and -269 °C.</a> Science. 178, 411-414 (1972).</li>
<li>Wilmut, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+cooling+rate%2C+warming+rate%2C+cryoprotective+agent+and+stage+of+development+on+survival+of+mouse+embryos+during+freezing+and+thawing%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">The effect of cooling rate, warming rate, cryoprotective agent and stage of development on survival of mouse embryos during freezing and thawing.</a> Life Sci. 11, 1071-1079 (1972).</li>
<li>Parkening, T. A., Tsunoda, Y., Chang, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+various+low+temperatures%2C+cryoprotective+agents+and+cooling+rates+on+the+survival%2C+fertilizability+and+development+of+frozen-thawed+mouse+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Zool%22%5BJournal%5D)">Effects of various low temperatures, cryoprotective agents and cooling rates on the survival, fertilizability and development of frozen-thawed mouse eggs.</a> J. Exp. Zool. 197, 369-374 (1976).</li>
<li>Schneider, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryobiological+principles+of+embryo+freezing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+In+Vitro+Fert.+Embryo+Transf%22%5BJournal%5D)">Cryobiological principles of embryo freezing.</a> J. In Vitro Fert. Embryo Transf. 3, 3-9 (1986).</li>
<li>Vajta, G., Kuwayama, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+cryopreservation+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Improving cryopreservation systems.</a> Theriogenology. 65, 236-244 (2006).</li>
<li>Duselis, A. R., Vrana, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrieval+of+mouse+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Retrieval of mouse oocytes.</a> JoVE. 3, (2007).</li>
<li>Lassalle, B., Testart, J., Renard, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+embryo+features+that+influence+the+success+of+cryopreservation+with+the+use+of+1%2C2+propanediol%5BTitle%5D)+AND+%22Fertil.+Steril%22%5BJournal%5D)">Human embryo features that influence the success of cryopreservation with the use of 1,2 propanediol.</a> Fertil. Steril. 44, 645-651 (1985).</li>
<li>Ibáñez, E., Grossmann, M., Vidal, F., Egozcue, J., Santaló, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation+of+caprine+beta-lactoglobulin+transgenic+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation of caprine beta-lactoglobulin transgenic mouse embryos.</a> Cryobiology. 35, 290-298 (1997).</li>
<li>Dinnyes, A., Wallace, G. A., Rall, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+genotype+on+the+efficiency+of+mouse+embryo+cryopreservation+by+vitrification+or+slow+freezing%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">Effect of genotype on the efficiency of mouse embryo cryopreservation by vitrification or slow freezing.</a> Mol. Reprod. Dev. 40, 429-435 (1995).</li>
<li>Tateno, H., Kamiguchi, Y., Mikamo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+freezing+and+thawing+method+of+hamster+oocytes+designed+for+both+the+penetration+test+and+chromosome+assay+of+human+spermatozoa%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">A freezing and thawing method of hamster oocytes designed for both the penetration test and chromosome assay of human spermatozoa.</a> Mol. Reprod. Dev. 33, 202-209 (1992).</li>
<li>Biggers, J., McGuinnis, L. K., Raffin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amino+acids+and+preimplantation+development+of+the+mouse+in+the+protein-free+KSOM%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Amino acids and preimplantation development of the mouse in the protein-free KSOM.</a> Biol. Reprod. 63, 281-293 (2000).</li>
</ol>

Dzięki temu protokołowi można z powodzeniem kriokonserwować oocyty chomika oraz embriony myszy. Po zamrożeniu oocyty/embriony mogą być przechowywane w zbiornikach z ciekłym azotem w nieskończoność i odzyskiwane w dowolnym czasie i miejscu. Daje to korzyść w postaci próbek niemal gotowych do użycia w dowolnym momencie. Z drugiej strony, protokół ten może być również wykorzystany do tworzenia kriobank embrionów z cennych szczepów myszy (takich jak linie transgeniczne), co stanowi ekonomiczną i bezpieczniejszą alternatywę d...

<table><tbody><tr><td>Nazwa materiału</td><td>Typ</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarz</td></tr><tr><td>mini-słomka typu francuskiego 0,25 ml</td><td></td><td>Mini-kuweta</td><td>13407/0010</td><td></td></tr><tr><td>hCG</td><td></td><td>Farma-Lepori, Hiszpania</td><td>749036.4</td><td></td></tr><tr><td>Hialuronidaza</td><td></td><td>Sigma</td><td>H-3884</td><td></td></tr><tr><td>pożywka KSOM-H</td><td></td><td></td><td></td><td>Ref. [11]</td></tr><tr><td>Ciekły azot </td><td></td><td>Air Liquide</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zatyczki plastikowe</td><td></td><td>Mini-kuweta</td><td>19046</td><td></td></tr><tr><td>PMSG</td><td></td><td>Intervet, Hiszpania</td><td>1.614/8447</td><td></td></tr><tr><td>Propylenglikol</td><td></td><td>Fluka</td><td>82280</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td></td><td>Merck</td><td>107687</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td></td><td>Aesculap</td><td>BC-060R; BG-061R</td><td></td></tr><tr><td>Zgrzewarka termiczna</td><td></td><td>SIZ</td><td>220</td><td></td></tr><tr><td>szalki hodowlane 35 i 90 mm</td><td></td><td>Nunc</td><td>153066; 150350</td><td></td></tr><tr><td>probówki 10 ml</td><td></td><td>Greiner Bio-one</td><td>163160</td><td></td></tr><tr><td>Zbiornik z azotem</td><td></td><td>MVE, kriogenika</td><td>XC 43/28</td><td></td></tr><tr><td>Zamrażarka programowalna</td><td></td><td>Planner Products Ltd.</td><td>Kryo-10 Series III</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta</td><td></td><td>Aesculap</td><td>BD-331R; BD-053R; OC-020R</td><td></td></tr></tbody></table>

pozyskiwanie i kriokonserwacja oocytów chomika oraz embrionów myszy

Collection and Cryopreservation of Hamster Oocytes and Mouse Embryos

Zarodki i oocyty zostały po raz pierwszy pomyślnie kriokonserwowane ponad 30 lat temu, kiedy Whittinghamet al. 1or Wilmut2opisali oddzielnie, że embriony myszy mogą być mrożone i przechowywane w temperaturze -196 °C, a kilka lat później Parkeninget alEmpty source HTML provided. No translation to perform.3zgłosili narodziny żywego potomstwa w wyniku zapłodnienia in vitro (IVF) kriokonserwowanych oocytów. Od tego czasu stosowanie technik kriokonserwacji szybko się upowszechniło, stając się niezbędnym elementem praktyki wspomaganej reprodukcji ludzi i zwierząt oraz ochrony zasobów genetycznych zwierząt. Obecnie stosuje się dwie główne metody kriokonserwacji oocytów i embrionów: powolne zamrażanie oraz witryfikację. W celu udoskonalenia obu tych technik zastosowano szeroką gamę podejść, a z kriokonserwowanych embrionów urodziły się miliony zwierząt i tysiące dzieci. Niemniej jednak wciąż należy wyeliminować istotne niedociągnięcia związane z kriokonserwacją, ponieważ tworzenie się kryształków lodu, efekty roztworu i szok osmotyczny wydają się powodować liczne uszkodzenia kriogeniczne w oocytach i embrionach po rozmrożeniu. Powolne zamrażanie z użyciem programowalnych zamrażarek ma tę zaletę, że pozwala na stosowanie niskich stężeń krioprotektantów, które zazwyczaj wiążą się z toksycznością chemiczną i szokiem osmotycznym, jednak ich zdolność do zapobiegania tworzeniu się kryształków lodu przy niskich stężeniach jest ograniczona. Powolne zamrażanie indukuje również efekty przechłodzenia, których należy unikać poprzez ręczne lub automatyczne zaszczepianie kryształów lodu4W procesie witryfikacji wysokie stężenia krioprotektantów hamują tworzenie się kryształków lodu i prowadzą do powstania szklistego stanu zwitryfikowanego, w którym woda ulega zestaleniu, ale nie zwiększa swojej objętości. Jednak ze względu na toksyczność krioprotektantów przy stosowanych stężeniach, oocyty/embriony mogą być poddane działaniu roztworu krioprotektanta tylko przez bardzo krótki czas i w minimalnej objętości roztworu, przed bezpośrednim zanurzeniem próbek w ciekłym azocie5W ostatniej dekadzie witryfikacja stała się bardziej popularna, ponieważ jest to metoda bardzo szybka i nie wymaga kosztownego sprzętu (zamrażarki programowalnej). Niemniej jednak wolne zamrażanie pozostaje najpowszechniej stosowaną metodą kriokonserwacji oocytów i embrionów. W niniejszym artykule wideo pokazujemy krok po kroku, jak pobierać i powoli zamrażać oocyty chomika, aby uzyskać wysoką przeżywalność po rozmrażaniu. Tą samą procedurę można zastosować do skutecznego zamrażania i rozmrażania embrionów myszy na różnych etapach rozwoju przedimplantacyjnego.

W niniejszym artykule wideo przedstawiamy szczegółową instrukcję krok po kroku, jak pobierać i krio konserwować oocyty chomika, aby uzyskać wysoki wskaźnik przeżywalności po rozmrożeniu. Tę samą procedurę można zastosować do skutecznego zamrażania i rozmrażania zarodków myszy na różnych etapach rozwoju przedimplantacyjnego.

Pozyskiwanie i kriokonserwacja oocytów chomika oraz embrionów myszy

Zarodki i oocyty zostały po raz pierwszy z sukcesem kriokonserwowane ponad 30 lat temu, kiedy Whittingham i wsp. 1 oraz Wilmut 2 niezależnie opisali, że mysie...

collection-and-cryopreservation-of-hamster-oocytes-and-mouse-embryos

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zbieranie i krioprezerwacja oocytów chomika i zarodków myszy

Niniejszy protokół przedstawia technikę izolowania oocytów lub embrionów na wczesnym etapie rozwoju z jajowodu myszy. Umiejętność zidentyfikowania lejka jajowodu oraz wprowadzenia do niego igły z tępym końcem jest niezbędna do prawidłowego przeprowadzenia tej procedury.

Pozyskiwanie oocytów mysich

Oocyty są podatne na aneuploidię z powodu błędów w segregacji chromosomów podczas dojrzewania meiotycznego. Aneuploidne komórki jajowe mogą prowadzić do niepłodności, poronień lub zaburzeń rozwojowych, takich jak zespół Downa. W niniejszej pracy opisujemy metody wprowadzania wybranych materiałów do oocytów oraz metody badania dojrzewania meiotycznego i oceny ploidii.

Mikroiniekcja, dojrzewanie i ocena ploidii oocytów mysich

Opisano metodę witryfikacji zarodków myszy opartą na glikolu etylenowym. Jest ona korzystniejsza od innych metod ze względu na prostotę i niską toksyczność dla zarodków, dzięki czemu może znaleźć szerokie zastosowanie u wielu szczepów myszy, w tym u myszy inbredowych i modyfikowanych genetycznie.

Kriokonserwacja embrionów myszy metodą witryfikacji z użyciem glikolu etylenowego

Podejście oparte na porównaniu gatunków pozwala neurobiologom behawioralnym badać różne czynniki neurobiologiczne związane z określonymi zachowaniami, uznawanymi za charakterystyczne dla danego modelu zwierzęcego. Wykorzystując naturalnie występujące różnice w zachowaniu między blisko spokrewnionymi gatunkami, technika ta nie wymaga stosowania inwazyjnych metod w celu manipulacji ekspresją danego zachowania.

Wykorzystanie podejścia porównawczego gatunków do badania neurobiologii reakcji ojcowskich

W niniejszej pracy prezentujemy nowo opracowany zestaw I•Cryo do krio konserwacji plemników myszy. Dzięki zastosowaniu tego zestawu konsekwentnie poprawiono rozwój embrionów w stadium dwóchkomórkowym po rozmrożeniu plemników w 5 szczepach myszy. W okresie 1,5 roku zarchiwizowano 49 genetycznie zmodyfikowanych linii myszy poprzez krio konserwację plemników za pomocą zestawu I•Cryo, a następnie pomyślnie odzyskano je metodą IVF.

Kriokonserwacja i odzyskiwanie plemników myszy przy użyciu zestawu I·Cryo

Tutaj prezentujemy protokół specyficznego zubożenia mRNA za pośrednictwem siRNA, a następnie analizę immunofluorescencyjną w celu oceny montażu i organizacji wrzeciona mejotycznego w oocytach myszy. Protokół ten jest odpowiedni do in vitro zubożenia transkryptów i oceny funkcjonalnej różnych czynników wrzecionowych i/lub MTOC w oocytach.

Ocena wrzeciona mejotycznego w oocytach myszy za pomocą wyciszania za pośrednictwem siRNA

Ten artykuł opisuje protokół efektywnego pozyskiwania i hodowli pluripotencjalnych linii komórek macierzystych z embrionów myszy w stadium blastocysty.

Pozyskiwanie linii komórek macierzystych z zarodków myszy przed implantacją

Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną metodę kriokonserwacji jednokomórkowych zarodków, a także protokół, który łączy użycie zamrożonych i rozmrożonych embrionów z elektroporacją w celu efektywnego generowania genetycznie modyfikowanych myszy.

Wykorzystanie zamrożonych i rozmrożonych zarodków do wysokowydajnej produkcji genetycznie zmodyfikowanych myszy

Ten manuskrypt opisuje protokół minimalnej objętości witryfikacji niedojrzałych oocytów kotów za pomocą laboratoryjnych pożywek na komercyjnych podłożach. Obejmuje każdy etap, od izolacji oocytów od gonad ex vivo po witryfikację i ocieplenie.

Minimalna objętość witryfikacji niedojrzałych oocytów kotów

Ten protokół opisuje procedury dotyczące in vitro dojrzewania oocytów mysich, in vitro zapłodnienia i późniejszej kultury embrionów do etapu blastocysty.

Dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, zapłodnienie i hodowlą zarodków przedimplantacyjnych

Naucz się metody kriokonserwacji oocytów chomika i zarodków myszy z wysoką przeżywalnością po rozmrożeniu. Technika ta wspiera badania w biologii rozrodu i rozwoju zarodkowego.

Pozyskiwanie i kriokonserwacja oocytów chomika oraz embrionów myszy

Przeglądaj więcej filmów