Name: Zabieg przeszczepu nerki u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-07-10T00:00:00.000+00:00
Duration: 18 min 48 s
Description: Poznaj procedurę przeszczepu nerki u myszy, obejmującą pobranie narządu od dawcy i transplantację do biorcy. Technika ta umożliwia badanie funkcji przeszczepu poprzez monitorowanie poziomu kreatyniny.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Badania te były częściowo finansowane z grantu NIH R01 AI36532 przyznanego GAH. Pragniemy podziękować dr. Tiborowi Nadasdy za wyjątkowe wsparcie w zakresie patologii przeszczepów oraz zmarłemu dr. Charlesowi G. Oroszowi za nieocenione wskazówki i wizję przy inicjowaniu tych działań badawczych.

Pobieranie organu od dawcy (2):
<ol>
 <li>Zanurzyć dawcę w narkozie, podając 65mg/kg pentobarbitalu IP; znieczulenie utrzymuje się za pomocą izofluranu (2-3%).</li>
 <li>Wyonać cięcie w linii środkowej od mostka do spojenia łonowego, aby dostać się do jamy brzusznej dawcy i odsłonić lewą nerkę, przesuwając jelita bocznie na prawą stronę.</li>
 <li>Wyizolować lewą nerkę poprzez podwiązanie i przecięcie naczyń nadnerczowych i jawowych za pomocą jedwabnej nici 8-0.</li>
 <li>Zmobilizować aortę powyżej jej połączenia z tętnicą i żyłą nerkową.</li>
 <li>Zmobilizować żyłę główną dolną (IVC) powyżej i poniżej jej połączenia z tętnicą i żyłą nerkową.</li>
 <li>Podwiązać aortę poniżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0, aby zminimalizować krwawienie.</li>
 <li>Wypreparować lewy moczowód od wnęki nerkowej do pęcherza.</li>
 <li>Odsłonić odejście moczowodu do pęcherza, stosując retrakcję kopuły pęcherza w kierunku ogonowym.</li>
 <li>Wyciąć niewielki, eliptyczny fragment pęcherza zawierający lewe odejście moczowodu do pęcherza, który zostanie wykorzystany do rekonstrukcji układu moczowego poprzez anastomozę pęcherz-pęcherz. Prawy moczowód nie jest włączany do fragmentu pęcherza.</li>
 <li>Podwiązać IVC poniżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0.</li>
 <li>Podwiązać aortę powyżej tętnicy i żyły nerkowej, a następnie powoli przepłukać przeszczep in situ 0,2-0,4ml zimnego, heparynowanego roztworu mleczanu Ringera poprzez aortę podnerkową.</li>
 <li>Podwiązać IVC powyżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0.</li>
 <li>Przeciąć żyłę nerkową w miejscu jej połączenia z IVC.</li>
 <li>Przeciąć aortę skośnie, około 2mm poniżej tętnicy nerkowej.</li>
 <li>Usunąć nerkę wraz z unaczynieniem i moczowodem przytwierdzonym do fragmentu pęcherza en bloc. Przechowywać w roztworze mleczanu Ringera na lodzie.</li>
 <li>Uśmiercić mysz dawcę poprzez zwichnięcie szyi w stanie znieczulenia.</li>
</ol>
Przeszczep do biorcy (2):
<ol>
 <li>Zanurzyć biorcę w narkozie, podając 65 mg/kg pentobarbitalu IP, a następnie podtrzymać znieczulenie izofluranem (2-3%).</li>
 <li>Wyonać nacięcie w linii środkowej, przykryć jelita mokrą gazą i ostrożnie odsunąć je na lewą stronę.</li>
 <li>Podwiązać prawym moczowód, tętnicę i żyłę nerkową, a następnie usunąć prawą nerkę.</li>
 <li>Ostrożnie wyizolować i zapiąć zaciskami naczyniowymi 4-mm aortę podnerkową oraz IVC po uprzednim podwiązaniu gałęzi lędźwiowych.</li>
 <li>Przewlec szew nylonowy 10-0 przez pełną grubość aorty i odciągnąć, aby wykonać eliptyczną aortotomię za pomocą jednego cięcia (około jedna piąta średnicy naczynia).</li>
 <li>Wyonać podłużną wenotomię, przebijając IVC igłą 30 G i odpowiednio rozszerzając otwór za pomocą mikronożyczek.</li>
 <li>Przepłukać aortę i IVC solą fizjologiczną z dodatkiem heparyny w celu usunięcia krwi lub skrzepów z wnętrza naczynia.</li>
 <li>Wyjąć nerkę dawcy z lodu i umieścić ją w jamie brzusznej w prawym boku myszy. Nerkę dawcy należy utrzymywać w wilgoci za pomocą chłodnego gazika nasączonego solą fizjologiczną.</li>
 <li>Założyć dwa szwy stabilizujące w proksymalnym i dystalnym wierzchołku aortotomii biorcy wraz z mankietem aorty dawcy.</li>
 <li>Wykonać anastomozę koniec-bok między mankietem aorty dawcy a przednią ścianą aortotomii biorcy, stosując 2 ~ 3 ciągłe szwy nylonowe 10-0 na zewnątrz aorty.</li>
 <li>Przenieść przeszczep nerki dawcy na lewy bok biorcy. Powtórzyć poprzednią procedurę między mankietem aorty dawcy a tylną ścianą aortotomii biorcy.</li>
 <li>Wykonać anastomozę koniec-bok między żyłą nerkową dawcy a tylną ścianą IVC biorcy, stosując 4 do 5 ciągłych szwów nylonowych 10-0 wewnątrz IVC. Następnie zamknąć przednią ścianę IVC i żyłę nerkową dawcy za pomocą 4 ~ 5 ciągłych szwów na zewnątrz IVC.</li>
 <li>Anastomoza zarówno żyły, jak i tętnicy musi zostać zakończona w ciągu 20 minut.</li>
 <li>W czasie anastomozy kilkakrotnie płukać przeszczep zimną solą fizjologiczną.</li>
 <li>Przeciąć kopułę pęcherza moczowego biorcy i zatamować krwawienie za pomocą kauteryzacji.</li>
 <li>Wykonać niewielkie nacięcie na kopule.</li>
 <li>Założyć dwa szwy stabilizujące z nylonu 10-0, aby zespolić niewielki płat pęcherza dawcy z kopułą pęcherza biorcy. Każda strona anastomozy zostaje zszyta 8 ~ 10 szwami ciągłymi.</li>
 <li>Zamknąć jamę brzuszną w dwóch warstwach za pomocą ciągłego, sterylnego, syntetycznego wchłanialnego szwu Vicryl 4-0.</li>
 <li>W trakcie operacji podawać myszom biorcom 0,4 ml ciepłej soli fizjologicznej poprzez przerywane wstrzykiwanie IV.</li>
</ol>
Opieka pooperacyjna nad biorcą
<ol>
<li>Po zamknięciu jamy brzusznej podaje się pojedynczy zastrzyk penicyliny (500U/10g) domięśniowo (2). </li>
<li>Dodatkowo, w celu uśmierzenia bólu, biorcy otrzymują 0,05 mg/kg buprenorfiny domięśnio w dniu 0 i w 1. dobie po operacji. Po zabiegu biorcy przeszczepu otrzymują wodę z dodatkiem sulfatrimu (100mg/kg) aż do zakończenia eksperymentu. </li>
<li>Przez pierwsze 24 h po operacji myszy są utrzymywane w inkubatorze z kontrolowaną temperaturą. </li>
<li>Myszy zazwyczaj budzą się z narkozy w ciągu godziny od operacji, po czym zapewnia się im regularny dostęp do pokarmu i wody ad libitum. </li>
<li>Szwy skórne usuwa się 2 tygodnie po operacji. </li>
</ol>
Nefrektomia biorcy
<ol>
<li>Zanurzyć biorcę w narkozie od 4 do 7 dni po transplantacji nerki, podając 65 mg/kg pentobarbitalu drogą dosytroniczną (IP); znieczulenie podtrzymać przy użyciu izofluranu (2-3%). </li>
<li>Otworzyć jamę brzuszną poprzez nacięcie w linii środkowej. </li>
<li>Przykryć jelita gazą nasączoną solą fizjologiczną i ostrożnie odsunąć je na prawą stronę. </li>
<li>Usunąć lewą nerkę po podwiązaniu lewego moczowodu, żyły oraz tętnicy nerkowej. </li>
<li>Zamknąć jamę brzuszną w dwóch warstwach, stosując szew ciągły z syntetycznej wchłanialnej nici vicryl 4-0. </li>
</ol>
Pomiary kreatyniny w krwi pełnej
<ol>
<li>Raz w tygodniu lub raz na dwa tygodnie pobiera się mniej niż 0.2 cc krwi, albo drogą podżuchwową bez znieczulenia, albo drogą retroorbitalną w znieczuleniu izofluranem.</li>
<li>Ilościowe stężenie kreatyniny w krwi pełnej jest oznaczane przy użyciu przenośnego analizatora klinicznego I-Stat (Heska Corp., Fort Collins, CO).</li>
<li>Jednostki konwencjonalne (mg/dl) przelicza się na jednostki SI (micromol/L), mnożąc wartość w jednostkach konwencjonalnych przez 88.4.</li>
</ol>

<ol><li>Russell, P. S., Chase, C. M., Colvin, R. B., Plate, J. M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+in+mice.+An+analysis+of+the+immune+status+of+mice+bearing+long-term%2C+H-2+incompatible+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22JExpMed%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants in mice. An analysis of the immune status of mice bearing long-term, H-2 incompatible transplants.</a> JExpMed. 147, 1449-1468 (1978).</li>
<li>Zhang, Z., Schlachta, C., Duff, J., Stiller, C., Grant, D., Zhong, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+techniques+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved techniques for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).</li>
</ol>

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i regulacjami określonymi przez IACUC Uniwersytetu stanowego Ohio (The Ohio State University).

Przeprowadziliśmy około 1200 przypadków transplantacji nerek u myszy, osiągając wskaźnik sukcesu technicznego wynoszący &gt;90%. W porównaniu z transplantacją serca, wskaźnik sukcesu transplantacji nerek jest zazwyczaj niski. Niemniej jednak nasze laboratorium utrzymuje wysoki wskaźnik sukcesu (&gt; 90%) w przypadku transplantacji nerek. Kluczowymi czynnikami warunkującymi sukces są ograniczenie obrażeń reperfuzyjnych zarówno w nerkach dawcy, jak i u biorcy, a także minimalizacja krwawienia i zakrzepicy w trakcie zabiegu...

<table><tbody><tr><td>i-STAT</td><td>Inne</td><td>HESKA</td><td>Cat 5101</td><td></td></tr><tr><td>Wkład i-STAT</td><td>Inne</td><td>HESKA</td><td>CAT 5110-CREA</td><td></td></tr><tr><td>Sulfatrim</td><td>Inne</td><td>Actavis</td><td>R02109</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Inne</td><td>NOVAPLUS</td><td>CA-0474</td><td></td></tr><tr><td>Nici chirurgiczne 10-0</td><td>Chirurgia</td><td>Sharpoint</td><td>AK0100</td><td></td></tr></tbody></table>

procedura transplantacji nerki u myszy

Murine Renal Transplantation Procedure

Ortotopowa transplantacja nerek u myszy jest procedurą wymagającą pod względem technicznym. Chociaż pierwsze przeszczepy nerek u myszy zostały wykonane przez Russella i wsp. ponad 30 lat temu (1) i udoskonalone przez Zhanga i wsp. kilka lat później (2), niewielu badaczy na świecie opanowało tę procedurę. W naszym laboratorium z sukcesem przeprowadziliśmy 1200 ortotopowych przeszczepów nerek przy przeżywalności &gt; 90%. Kluczowe aspekty sukcesu obejmują rygorystyczną kontrolę uszkodzeń reperfuzyjnych, krwawienia i zakrzepicy, zarówno w trakcie zabiegu, jak i po transplantacji, a także zastosowanie nici chirurgicznej 10-0 zamiast 11-0 do wykonywania anastomoz.
Opieka pooperacyjna i leczenie biorcy są niezwykle istotne dla powodzenia i oceny przeszczepu. Wszyscy biorcy przeszczepów nerek otrzymują antybiotyki w postaci wstrzyknięcia penicyliny bezpośrednio po transplantacji oraz sulfatrim w wodzie pitnej w sposób ciągły. Ogólny stan zdrowia zwierząt jest oceniany codziennie, a rutynowo przeprowadza się analizy poziomu kreatyniny w krwi pełnej za pomocą przenośnego urządzenia I-STAT w celu oceny funkcji przeszczepu.

Przeszczepianie nerek u myszy jest procedurą wymagającą technicznie, która w celu odniesienia sukcesu wymaga starannej opieki i leczenia pooperacyjnego.

Procedura transplantacji nerki u myszy

Ortotopowe przeszczepianie nerki u myszy jest procedurą wymagającą pod względem technicznym. Choć pierwsze przeszczepy nerek u myszy zostały wykonane przez Russella...

Procedura przeszczepu nerki u myszy rozpoczyna się od pobrania narządu od dawcy, podczas którego lewa nerka zostaje usunięta z myszy dawcy i przechowywana w lodzie. Z myszy biorcy usuwa się prawą nerkę, aby zrobić miejsce dla nerki dawcy. Następnie nerka dawcy zostaje wyjęta z lodu i przeszczepiona do organizmu myszy biorcy.Myszy pozostawia się na cztery dni w celu rekonwalescencji przed usunięciem pozostałej natywnej nerki. Po siedmiu dniach monitoruje się poziom kreatyniny za pomocą przenośnego analizatora klinicznego i-STAT, aby ocenić funkcję przeszczepu. Witam, nazywam się Sarah Heimer i pochodzę z laboratorium dr. Grega Hadleya oraz z Katedry Chirurgii Transplantacyjnej na Uniwersytecie stanowym Ohio.Dzisiaj zaprezentujemy procedurę transplantacji nerki u myszy. Operację transplantacji nerki, którą Państwo zobaczą, przeprowadzi nasz ekspert rezydent w dziedzinie neurochirurgii, Jing Wing. Prosimy o wykorzystanie tej procedury w naszym laboratorium do badania zdarzeń immunologicznych związanych z odrzuceniem przeszczepu, a także strategii zapobiegania temu procesowi.Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć pobieranie narządu od dawcy, wykonuje się ucisk palcami, aby upewnić się, że zwie

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zabieg przeszczepienia nerki u myszy

Kierowana różnicowanie hESC w konkretne komórki wzbudziło duże zainteresowanie w medycynie regeneracyjnej. Przedstawiamy zwięzły, szczegółowy protokół służący do określania losów wybranych hESC in vivo, który stanowi cenne narzędzie do charakteryzacji reagentów specyficznych dla tkanek w terapiach komórkowych.

Mapowanie losów ludzkich embrionalnych komórek macierzystych poprzez tworzenie potworniaków

Przeszczepianie wyizolowanych wysepek zostało zaproponowane jako potencjalna metoda leczenia cukrzycy typu 1. W niniejszym materiale opisujemy metodę izolacji wysepek z trzustek myszy oraz ich transplantacji do przestrzeni podtorebkowej nerki.

Metoda izolacji wysepek mysich i przeszczepiania podtorebkowego do nerki

Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Ten raport zawiera szczegółowy opis przeszczepiania mysiej thymi od myszy dawców w różnym wieku pod torebkę nerkową mysich biorców z niedoborem odporności. Celem tego podejścia jest modelowanie rozwoju limfocytów T i zdarzeń selekcji grasicy in vivo.

Izolacja i przeszczep różnych wiekowych mysich przeszczepów grasicy.

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Technika przeszczepu nerki u myszy

Oferujemy prostą i skuteczną metodę przeszczepiania grasicy leczonej 2'-deoksyguanozyną E18.5 do torebki nerkowej nagiej myszy. Metoda ta powinna pomóc w badaniu zarówno funkcji komórek nabłonka grasicy, jak i dojrzewania limfocytów T.

Podtorebkowe przeszczepienie nerki mysiej grasicy embrionalnej leczonej 2'-deoksyguanozyną u nagich myszy

Ten protokół przedstawia nową technikę chirurgiczną przeszczepu nerki u myszy, koncentrując się na zmodyfikowanej strategii zespolenia tętniczego. Przedstawiono również technikę zakładania szwów naczyniowych, w tym prostą i bezpieczniejszą metodę zespolenia moczowód-pęcherz moczowy. Modyfikacje te skracają czas operacji i poprawiają wskaźnik powodzenia procedury przeszczepu nerki u myszy.

Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy

Model ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów przyczynia się do zbadania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki. Obecny model zwiększa przeżywalność biorców bez zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała za pomocą zespolenia end-to-end implantacji nerki oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowód-pęcherz moczowy.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Protokół ten opisuje procedurę przeżycia dla bezpiecznej i dobrze tolerowanej obustronnej limfadenektomii nerki u myszy.

Grzybicza limfadenektomia nerek u myszy

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Poznaj procedurę przeszczepu nerki u myszy, obejmującą pobranie narządu od dawcy i transplantację do biorcy. Technika ta umożliwia badanie funkcji przeszczepu poprzez monitorowanie poziomu kreatyniny.

Procedura transplantacji nerki u myszy

Przeglądaj więcej filmów