Name: Zabieg przeszczepu nerki u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-07-10T00:00:00.000+00:00
Duration: 18 min 48 s
Description: Poznaj procedurę przeszczepu nerki u myszy, obejmującą pobranie narządu od dawcy i transplantację do biorcy. Technika ta umożliwia badanie funkcji przeszczepu poprzez monitorowanie poziomu kreatyniny.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania te były częściowo finansowane z grantu NIH R01 AI36532 przyznanego GAH. Pragniemy podziękować dr. Tiborowi Nadasdy za wyjątkowe wsparcie w zakresie patologii przeszczepów oraz zmarłemu dr. Charlesowi G. Oroszowi za nieocenione wskazówki i wizję przy inicjowaniu tych działań badawczych.

Pobieranie organu od dawcy (2):
<ol>
 <li>Zanurzyć dawcę w narkozie, podając 65mg/kg pentobarbitalu IP; znieczulenie utrzymuje się za pomocą izofluranu (2-3%).</li>
 <li>Wyonać cięcie w linii środkowej od mostka do spojenia łonowego, aby dostać się do jamy brzusznej dawcy i odsłonić lewą nerkę, przesuwając jelita bocznie na prawą stronę.</li>
 <li>Wyizolować lewą nerkę poprzez podwiązanie i przecięcie naczyń nadnerczowych i jawowych za pomocą jedwabnej nici 8-0.</li>
 <li>Zmobilizować aortę powyżej jej połączenia z tętnicą i żyłą nerkową.</li>
 <li>Zmobilizować żyłę główną dolną (IVC) powyżej i poniżej jej połączenia z tętnicą i żyłą nerkową.</li>
 <li>Podwiązać aortę poniżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0, aby zminimalizować krwawienie.</li>
 <li>Wypreparować lewy moczowód od wnęki nerkowej do pęcherza.</li>
 <li>Odsłonić odejście moczowodu do pęcherza, stosując retrakcję kopuły pęcherza w kierunku ogonowym.</li>
 <li>Wyciąć niewielki, eliptyczny fragment pęcherza zawierający lewe odejście moczowodu do pęcherza, który zostanie wykorzystany do rekonstrukcji układu moczowego poprzez anastomozę pęcherz-pęcherz. Prawy moczowód nie jest włączany do fragmentu pęcherza.</li>
 <li>Podwiązać IVC poniżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0.</li>
 <li>Podwiązać aortę powyżej tętnicy i żyły nerkowej, a następnie powoli przepłukać przeszczep in situ 0,2-0,4ml zimnego, heparynowanego roztworu mleczanu Ringera poprzez aortę podnerkową.</li>
 <li>Podwiązać IVC powyżej tętnicy i żyły nerkowej jedwabną nicią 8-0.</li>
 <li>Przeciąć żyłę nerkową w miejscu jej połączenia z IVC.</li>
 <li>Przeciąć aortę skośnie, około 2mm poniżej tętnicy nerkowej.</li>
 <li>Usunąć nerkę wraz z unaczynieniem i moczowodem przytwierdzonym do fragmentu pęcherza en bloc. Przechowywać w roztworze mleczanu Ringera na lodzie.</li>
 <li>Uśmiercić mysz dawcę poprzez zwichnięcie szyi w stanie znieczulenia.</li>
</ol>
Przeszczep do biorcy (2):
<ol>
 <li>Zanurzyć biorcę w narkozie, podając 65 mg/kg pentobarbitalu IP, a następnie podtrzymać znieczulenie izofluranem (2-3%).</li>
 <li>Wyonać nacięcie w linii środkowej, przykryć jelita mokrą gazą i ostrożnie odsunąć je na lewą stronę.</li>
 <li>Podwiązać prawym moczowód, tętnicę i żyłę nerkową, a następnie usunąć prawą nerkę.</li>
 <li>Ostrożnie wyizolować i zapiąć zaciskami naczyniowymi 4-mm aortę podnerkową oraz IVC po uprzednim podwiązaniu gałęzi lędźwiowych.</li>
 <li>Przewlec szew nylonowy 10-0 przez pełną grubość aorty i odciągnąć, aby wykonać eliptyczną aortotomię za pomocą jednego cięcia (około jedna piąta średnicy naczynia).</li>
 <li>Wyonać podłużną wenotomię, przebijając IVC igłą 30 G i odpowiednio rozszerzając otwór za pomocą mikronożyczek.</li>
 <li>Przepłukać aortę i IVC solą fizjologiczną z dodatkiem heparyny w celu usunięcia krwi lub skrzepów z wnętrza naczynia.</li>
 <li>Wyjąć nerkę dawcy z lodu i umieścić ją w jamie brzusznej w prawym boku myszy. Nerkę dawcy należy utrzymywać w wilgoci za pomocą chłodnego gazika nasączonego solą fizjologiczną.</li>
 <li>Założyć dwa szwy stabilizujące w proksymalnym i dystalnym wierzchołku aortotomii biorcy wraz z mankietem aorty dawcy.</li>
 <li>Wykonać anastomozę koniec-bok między mankietem aorty dawcy a przednią ścianą aortotomii biorcy, stosując 2 ~ 3 ciągłe szwy nylonowe 10-0 na zewnątrz aorty.</li>
 <li>Przenieść przeszczep nerki dawcy na lewy bok biorcy. Powtórzyć poprzednią procedurę między mankietem aorty dawcy a tylną ścianą aortotomii biorcy.</li>
 <li>Wykonać anastomozę koniec-bok między żyłą nerkową dawcy a tylną ścianą IVC biorcy, stosując 4 do 5 ciągłych szwów nylonowych 10-0 wewnątrz IVC. Następnie zamknąć przednią ścianę IVC i żyłę nerkową dawcy za pomocą 4 ~ 5 ciągłych szwów na zewnątrz IVC.</li>
 <li>Anastomoza zarówno żyły, jak i tętnicy musi zostać zakończona w ciągu 20 minut.</li>
 <li>W czasie anastomozy kilkakrotnie płukać przeszczep zimną solą fizjologiczną.</li>
 <li>Przeciąć kopułę pęcherza moczowego biorcy i zatamować krwawienie za pomocą kauteryzacji.</li>
 <li>Wykonać niewielkie nacięcie na kopule.</li>
 <li>Założyć dwa szwy stabilizujące z nylonu 10-0, aby zespolić niewielki płat pęcherza dawcy z kopułą pęcherza biorcy. Każda strona anastomozy zostaje zszyta 8 ~ 10 szwami ciągłymi.</li>
 <li>Zamknąć jamę brzuszną w dwóch warstwach za pomocą ciągłego, sterylnego, syntetycznego wchłanialnego szwu Vicryl 4-0.</li>
 <li>W trakcie operacji podawać myszom biorcom 0,4 ml ciepłej soli fizjologicznej poprzez przerywane wstrzykiwanie IV.</li>
</ol>
Opieka pooperacyjna nad biorcą
<ol>
<li>Po zamknięciu jamy brzusznej podaje się pojedynczy zastrzyk penicyliny (500U/10g) domięśniowo (2). </li>
<li>Dodatkowo, w celu uśmierzenia bólu, biorcy otrzymują 0,05 mg/kg buprenorfiny domięśnio w dniu 0 i w 1. dobie po operacji. Po zabiegu biorcy przeszczepu otrzymują wodę z dodatkiem sulfatrimu (100mg/kg) aż do zakończenia eksperymentu. </li>
<li>Przez pierwsze 24 h po operacji myszy są utrzymywane w inkubatorze z kontrolowaną temperaturą. </li>
<li>Myszy zazwyczaj budzą się z narkozy w ciągu godziny od operacji, po czym zapewnia się im regularny dostęp do pokarmu i wody ad libitum. </li>
<li>Szwy skórne usuwa się 2 tygodnie po operacji. </li>
</ol>
Nefrektomia biorcy
<ol>
<li>Zanurzyć biorcę w narkozie od 4 do 7 dni po transplantacji nerki, podając 65 mg/kg pentobarbitalu drogą dosytroniczną (IP); znieczulenie podtrzymać przy użyciu izofluranu (2-3%). </li>
<li>Otworzyć jamę brzuszną poprzez nacięcie w linii środkowej. </li>
<li>Przykryć jelita gazą nasączoną solą fizjologiczną i ostrożnie odsunąć je na prawą stronę. </li>
<li>Usunąć lewą nerkę po podwiązaniu lewego moczowodu, żyły oraz tętnicy nerkowej. </li>
<li>Zamknąć jamę brzuszną w dwóch warstwach, stosując szew ciągły z syntetycznej wchłanialnej nici vicryl 4-0. </li>
</ol>
Pomiary kreatyniny w krwi pełnej
<ol>
<li>Raz w tygodniu lub raz na dwa tygodnie pobiera się mniej niż 0.2 cc krwi, albo drogą podżuchwową bez znieczulenia, albo drogą retroorbitalną w znieczuleniu izofluranem.</li>
<li>Ilościowe stężenie kreatyniny w krwi pełnej jest oznaczane przy użyciu przenośnego analizatora klinicznego I-Stat (Heska Corp., Fort Collins, CO).</li>
<li>Jednostki konwencjonalne (mg/dl) przelicza się na jednostki SI (micromol/L), mnożąc wartość w jednostkach konwencjonalnych przez 88.4.</li>
</ol>

<ol><li>Russell, P. S., Chase, C. M., Colvin, R. B., Plate, J. M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+in+mice.+An+analysis+of+the+immune+status+of+mice+bearing+long-term%2C+H-2+incompatible+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22JExpMed%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants in mice. An analysis of the immune status of mice bearing long-term, H-2 incompatible transplants.</a> JExpMed. 147, 1449-1468 (1978).</li>
<li>Zhang, Z., Schlachta, C., Duff, J., Stiller, C., Grant, D., Zhong, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+techniques+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved techniques for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).</li>
</ol>

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z wytycznymi i regulacjami określonymi przez IACUC Uniwersytetu stanowego Ohio (The Ohio State University).

Przeprowadziliśmy około 1200 przypadków transplantacji nerek u myszy, osiągając wskaźnik sukcesu technicznego wynoszący &gt;90%. W porównaniu z transplantacją serca, wskaźnik sukcesu transplantacji nerek jest zazwyczaj niski. Niemniej jednak nasze laboratorium utrzymuje wysoki wskaźnik sukcesu (&gt; 90%) w przypadku transplantacji nerek. Kluczowymi czynnikami warunkującymi sukces są ograniczenie obrażeń reperfuzyjnych zarówno w nerkach dawcy, jak i u biorcy, a także minimalizacja krwawienia i zakrzepicy w trakcie zabiegu...

<table><tbody><tr><td>i-STAT</td><td>Inne</td><td>HESKA</td><td>Cat 5101</td><td></td></tr><tr><td>Wkład i-STAT</td><td>Inne</td><td>HESKA</td><td>CAT 5110-CREA</td><td></td></tr><tr><td>Sulfatrim</td><td>Inne</td><td>Actavis</td><td>R02109</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Inne</td><td>NOVAPLUS</td><td>CA-0474</td><td></td></tr><tr><td>Nici chirurgiczne 10-0</td><td>Chirurgia</td><td>Sharpoint</td><td>AK0100</td><td></td></tr></tbody></table>

procedura transplantacji nerki u myszy

Murine Renal Transplantation Procedure

Ortotopowa transplantacja nerek u myszy jest procedurą wymagającą pod względem technicznym. Chociaż pierwsze przeszczepy nerek u myszy zostały wykonane przez Russella i wsp. ponad 30 lat temu (1) i udoskonalone przez Zhanga i wsp. kilka lat później (2), niewielu badaczy na świecie opanowało tę procedurę. W naszym laboratorium z sukcesem przeprowadziliśmy 1200 ortotopowych przeszczepów nerek przy przeżywalności &gt; 90%. Kluczowe aspekty sukcesu obejmują rygorystyczną kontrolę uszkodzeń reperfuzyjnych, krwawienia i zakrzepicy, zarówno w trakcie zabiegu, jak i po transplantacji, a także zastosowanie nici chirurgicznej 10-0 zamiast 11-0 do wykonywania anastomoz.
Opieka pooperacyjna i leczenie biorcy są niezwykle istotne dla powodzenia i oceny przeszczepu. Wszyscy biorcy przeszczepów nerek otrzymują antybiotyki w postaci wstrzyknięcia penicyliny bezpośrednio po transplantacji oraz sulfatrim w wodzie pitnej w sposób ciągły. Ogólny stan zdrowia zwierząt jest oceniany codziennie, a rutynowo przeprowadza się analizy poziomu kreatyniny w krwi pełnej za pomocą przenośnego urządzenia I-STAT w celu oceny funkcji przeszczepu.

Przeszczepianie nerek u myszy jest procedurą wymagającą technicznie, która w celu odniesienia sukcesu wymaga starannej opieki i leczenia pooperacyjnego.

Procedura transplantacji nerki u myszy

Ortotopowe przeszczepianie nerki u myszy jest procedurą wymagającą pod względem technicznym. Choć pierwsze przeszczepy nerek u myszy zostały wykonane przez Russella...

Procedura przeszczepu nerki u myszy rozpoczyna się od pobrania narządu od dawcy, podczas którego lewa nerka zostaje usunięta z myszy dawcy i przechowywana w lodzie. Z myszy biorcy usuwa się prawą nerkę, aby zrobić miejsce dla nerki dawcy. Następnie nerka dawcy zostaje wyjęta z lodu i przeszczepiona do organizmu myszy biorcy.Myszy pozostawia się na cztery dni w celu rekonwalescencji przed usunięciem pozostałej natywnej nerki. Po siedmiu dniach monitoruje się poziom kreatyniny za pomocą przenośnego analizatora klinicznego i-STAT, aby ocenić funkcję przeszczepu. Witam, nazywam się Sarah Heimer i pochodzę z laboratorium dr. Grega Hadleya oraz z Katedry Chirurgii Transplantacyjnej na Uniwersytecie stanowym Ohio.Dzisiaj zaprezentujemy procedurę transplantacji nerki u myszy. Operację transplantacji nerki, którą Państwo zobaczą, przeprowadzi nasz ekspert rezydent w dziedzinie neurochirurgii, Jing Wing. Prosimy o wykorzystanie tej procedury w naszym laboratorium do badania zdarzeń immunologicznych związanych z odrzuceniem przeszczepu, a także strategii zapobiegania temu procesowi.Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć pobieranie narządu od dawcy, wykonuje się ucisk palcami, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone. Pracując w polu jałowym i używając wysterylizowanych narzędzi, należy wykonać cięcie w linii środkowej znieczurzonej myszy od mostka do łonka i odsłonić lewą nerkę, przesuwając jelita bocznie na prawą stronę, aby przeprowadzić perfuzję nerki dawcy. Należy zawiązać szwy jedwabne 4-0 wokół aorty oraz żyły głównej dolnej poniżej i powyżej tętnicy i żyły nerkowej.Powoli perfundowano in situ zimnym, heparynowanym roztworem Ringera z mleczanem poprzez aortę podnerkową. Izolowano lewą nerkę poprzez podwiązanie i przecięcie naczyń nadnerczowych, jądrzowych oraz kilku gałęzi lędźwiowych za pomocą jedwabnej nici 8-0. Następnie zmobilizowano miejsce połączenia aorty i żyły głównej dolnej z lewą tętnicą i żyłą nerkową, zawiązując cztery jedwabne nici 8-0 wokół aorty i żyły głównej dolnej poniżej i powyżej tętnicy oraz żyły nerkowej.Aby zminimalizować krwawienie, w pierwszej kolejności podwiąż aortę poniżej naczyń nerkowych. Następnie wypreparuj lewy moczowód, uwalniając go od wnęki nerki aż do pęcherza moczowego. Odsłoń miejsce połączenia moczowodu z pęcherzem, stosując retrakcję kopuły pęcherza za pomocą haczyka.Upewniając się, że nie uszkodzono prawego moczowodu, wycina się niewielki eliptyczny fragment pęcherza zawierający miejsce połączenia lewego moczowodu z pęcherzem. Fragment ten zostanie wykorzystany do rekonstrukcji układu moczowego poprzez anastomozę pęcherz-pęcherz. Następnie należy podwiązać aortę powyżej tętnicy i żyły nerkowej.Powoli przepłukano raft in situ zimnym roztworem mleczanu Ringera z heparyną poprzez aortę podnerkową. Aortę przecięto ukośnie około dwóch milimetrów poniżej tętnicy nerkowej. Na koniec usunięto nerkę wraz z unaczynieniem i moczowodem przytwierdzonym do płata pęcherza w bloku.Nerkę należy przechowywać w roztworze mleczanu Ringera w lodzie do momentu przeszczepienia jej biorcy; mysz dawcę należy uśmiercić poprzez zwichnięcie stawów szyjnych w znieczuleniu. Jak wykazano wcześniej, przed rozpoczęciem transplantacji u biorcy należy wykonać uszczypnięcie, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni znieczulone. Aby rozpocząć operację, należy wykonać cięcie w linii pośrodkowej, przykryć jelita mokrą gazą i ostrożnie odsunąć je na lewą stronę.Aby pomyślnie przeprowadzić ten przeszczep nerki, należy wykonać anastomozę między mankietem aorty dawcy a aortą biorcy. Żyłę nerkową dawcy należy połączyć z żyłą główną dolną biorcy, a łatę pęcherza dawcy z ligaturą pęcherza biorcy. Prawą tętnicę i żyłę nerkową mocznika.Po podwiązaniu gałęzi lędźwiowych usunąć nerkę. Ostrożnie wyizolować i zacisnąć kleszczykami przeklemowymi aortę podnerkową oraz żyłę główną dolną za pomocą dwóch czteromilimetrowych kleszczyków mikronaczyniowych. Przeciągnąć szew nylonowy 10-0 przez pełną grubość aorty i odciągnąć, aby wykonać eliptyczną aortotomię pojedynczym cięciem o długości około jednej piątej średnicy naczynia.Następnie wykonaj podłużną wenotomię, przebijając żyłę główną dolną igłą 30G i odpowiednio rozszerzając otwór za pomocą mikronożyczek. Przepłucz aortę oraz żyłę główną dolną solą fizjologiczną z heparyną, aby usunąć krew lub skrzepy z wnętrza naczyń. Wyjmij nerkę donora z lodu i umieść ją w prawym boku myszy.Umieść dwa szwy stabilizujące w proksymalnym i dystalnym wierzchołku aortotomii biorcy oraz na mankiecie aorty dawcy. Wykonaj anastomozę koniec-bok między mankietem aorty dawcy a ścianą przednią aortotomii biorcy, używając dwóch do trzech ciągłych szwów nylonowych 10-0 na zewnętrznej stronie aorty. Następnie obróć przeszczep nerki dawcy w stronę lewego boku biorcy.Powtórz poprzednią procedurę pomiędzy mankietem aorty dawcy a tylną ścianą aorty biorcy. Ważne jest, aby anastomoza zarówno żyły, jak i tętnicy została zakończona w ciągu 20 minut. Podczas anastomozy przeszczep należy również kilkakrotnie przemyć zimową solą fizjologiczną.Wykonaj anastomozę koniec-bok między żyłą nerkową dawcy a tylną ścianą żyły głównej dolnej biorcy, używając od czterech do pięciu szwów ciągłych z nylonu 10 wewnątrz żyły głównej dolnej. Zamknij przednią ścianę żyły głównej dolnej oraz żyłę nerkową dawcy za pomocą od czterech do pięciu szwów ciągłych na zewnątrz żyły głównej dolnej. Kolejnym krokiem jest otwarcie kopuły pęcherza moczowego biorcy.Zatrzymaj krwawienie za pomocą kauteryzacji. Po zakończeniu preparacji wykonaj niewielkie nacięcie na kopule i załóż dwa szwy stabilizujące z nylonu 10-0, aby przeprowadzić anastomozę małego płata pęcherza dawcy z kopułą pęcherza biorcy; zaszyj każdą stronę anastomozy za pomocą od 8 do 10 szwów ciągłych. Na koniec zamknij jamę brzuszną w dwóch warstwach, stosując ciągłe szwy z jałowego, syntetycznego, wchłanialnego materiału Vicryl 4-0.Opieka pooperacyjna rozpoczyna się od podania pojedynczej iniekcji domięśniowej penicyliny. Biorca przeszczepu otrzymuje również buprenorfinę w dawce 0,05 mg/kg domięśniowo w dniu zerowym i pierwszym po operacji w celu uśmierzenia bólu, a także ma zapewniony stały dostęp do wody zawierającej sulfametoksazol i trimetoprim. Przez pierwsze 24 godziny po operacji myszy są utrzymywane w inkubatorze z kontrolowaną temperaturą.Szwy skórne usuwa się dwa tygodnie po operacji. Usunięcie pozostałej natywnej nerki jest niezbędne, aby możliwe było monitorowanie spadku funkcji przeszczepionej nerki poprzez pomiary poziomu kreatyniny w surowicy. Zabieg ten wykonuje się zazwyczaj od czterech do siedmiu dni po wstępnym przeszczepieniu nerki dawcy i obejmuje główne etapy stosowane podczas wycinania nerki z myszy dawcy.Znieczulenie izofluranem jest stosowane w celu sedacji zwierzęcia gospodarza, aby umożliwić pobranie próbek krwi. Ilościowe oznaczanie poziomu kreatyniny w krwi pełnej pobranej z zatoki zaocznej służy jako wskaźnik do oceny funkcji przeszczepu i jest wykonywane przy użyciu przenośnego analizatora klinicznego i-STAT. Jednostki konwencjonalne są przeliczane na jednostki SI poprzez pomnożenie wartości w jednostkach konwencjonalnych przez 88,4.Stężenie kreatyniny wyrażone jest w mikromolach na litr. Zwierzęta zazwyczaj dochodzą do siebie od dwóch do trzech godzin po operacji i wykazują typowe zachowanie myszy po usunięciu pozostałej natywnej nerki. Przeżywalność zwierzęcia zależy od funkcji przeszczepionej nerki, którą można oceniać poprzez codzienne badania ogólnego stanu zdrowia zwierzęcia oraz poziomu kreatyniny.Pomiar krwi pełnej z wykorzystaniem przenośnego analizatora klinicznego i-STAT w celu uzyskania wartości referencyjnych. Normalny poziom kreatyniny u myszy bez przeszczepu wynosi około 20 micromolar. O dysfunkcji przeszczepu nerki mówi się w przypadku, gdy u myszy występują objawy choroby, a poziom kreatyniny jest podwyższony i oscyluje wokół 100 micromolar.Przedstawiliśmy właśnie procedurę przeszczepu nerki u myszy. Choć zabieg ten jest wymagający pod względem technicznym, nasze laboratorium odnosi w jego przeprowadzaniu duże sukcesy. To wszystko.Dziękujemy za obejrzenie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zabieg przeszczepienia nerki u myszy

Kierowana różnicowanie hESC w konkretne komórki wzbudziło duże zainteresowanie w medycynie regeneracyjnej. Przedstawiamy zwięzły, szczegółowy protokół służący do określania losów wybranych hESC in vivo, który stanowi cenne narzędzie do charakteryzacji reagentów specyficznych dla tkanek w terapiach komórkowych.

Mapowanie losów ludzkich embrionalnych komórek macierzystych poprzez tworzenie potworniaków

Przeszczepianie wyizolowanych wysepek zostało zaproponowane jako potencjalna metoda leczenia cukrzycy typu 1. W niniejszym materiale opisujemy metodę izolacji wysepek z trzustek myszy oraz ich transplantacji do przestrzeni podtorebkowej nerki.

Metoda izolacji wysepek mysich i przeszczepiania podtorebkowego do nerki

Tutaj prezentujemy protokół do badania immunologii odrzucenia. Przedstawiony model chirurgiczny informuje o krótkim czasie operacji i zwięzłej technice. W zależności od kombinacji szczepu dawca-biorca, w przeszczepionej nerce może rozwinąć się ostre odrzucenie komórkowe lub przewlekłe uszkodzenie przeszczepu allogenicznego, zdefiniowane przez zwłóknienie śródmiąższowe i zanik kanalików słuchowych.

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Ten raport zawiera szczegółowy opis przeszczepiania mysiej thymi od myszy dawców w różnym wieku pod torebkę nerkową mysich biorców z niedoborem odporności. Celem tego podejścia jest modelowanie rozwoju limfocytów T i zdarzeń selekcji grasicy in vivo.

Izolacja i przeszczep różnych wiekowych mysich przeszczepów grasicy.

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Technika przeszczepu nerki u myszy

Oferujemy prostą i skuteczną metodę przeszczepiania grasicy leczonej 2'-deoksyguanozyną E18.5 do torebki nerkowej nagiej myszy. Metoda ta powinna pomóc w badaniu zarówno funkcji komórek nabłonka grasicy, jak i dojrzewania limfocytów T.

Podtorebkowe przeszczepienie nerki mysiej grasicy embrionalnej leczonej 2'-deoksyguanozyną u nagich myszy

Ten protokół przedstawia nową technikę chirurgiczną przeszczepu nerki u myszy, koncentrując się na zmodyfikowanej strategii zespolenia tętniczego. Przedstawiono również technikę zakładania szwów naczyniowych, w tym prostą i bezpieczniejszą metodę zespolenia moczowód-pęcherz moczowy. Modyfikacje te skracają czas operacji i poprawiają wskaźnik powodzenia procedury przeszczepu nerki u myszy.

Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy

Model ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów przyczynia się do zbadania mechanizmu odrzucania alloprzeszczepu nerki. Obecny model zwiększa przeżywalność biorców bez zakłóceń w ukrwieniu i refluksu żylnego dolnej części ciała za pomocą zespolenia end-to-end implantacji nerki oraz metody "tunelowej" zespolenia moczowód-pęcherz moczowy.

Ortotopowy model przeszczepu nerki u szczura do odrzucania alloprzeszczepu nerki

Protokół ten opisuje procedurę przeżycia dla bezpiecznej i dobrze tolerowanej obustronnej limfadenektomii nerki u myszy.

Grzybicza limfadenektomia nerek u myszy

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Poznaj procedurę przeszczepu nerki u myszy, obejmującą pobranie narządu od dawcy i transplantację do biorcy. Technika ta umożliwia badanie funkcji przeszczepu poprzez monitorowanie poziomu kreatyniny.

Procedura transplantacji nerki u myszy

Przeglądaj więcej filmów