Name: Nagrania aktywacji obwodów nerwowych u swobodnie zachowujących się zwierząt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-07-22T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Poznaj metodę nieinwazyjnego rejestrowania potencjałów nerwowo-mięśniowych u swobodnie zachowujących się młodych raków. Technika ta umożliwia analizę aktywności obwodów nerwowych podczas reakcji ucieczkowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Technika rejestracji w kąpieli została po raz pierwszy zastosowana przez Fricke (1984)8 oraz Beall i wsp. (1990)9 do pomiaru pól elektrycznych generowanych podczas ruchów obrotowych ogona (tail-flips). Technika ta została później zmodyfikowana i ulepszona w laboratorium dr. Donalda Edwardsa (Georgia State University) przez jego byłego studenta doktoranta dr. Fadi A. Issę oraz byłego stażystę podoktorskiego dr. Jensa Herberholza. Dalsze udoskonalenia zostały wprowadzone, a nowe zastosowania badawcze przetestowano w laboratorium dr. Jensa Herberholza na University of Maryland. Chciałbym podziękować mojemu koledze dr. Davidowi Yagerowi za udostępnienie systemu kamer wysokich prędkości oraz moim asystentom badawczym, Davidowi Rotsteinowi i Williamowi Lidenowi, za pomoc w przeprowadzeniu eksperymentów.

Część 1: Komora rejestracyjna
<ol>
<li>Komora rejestracyjna ma kształt prostokąta i jest wykonana z cienkościennego szkła. Wymiary komory wynoszą 8,5 cm x 2 cm x 5 cm (długość x szerokość x wysokość) dla zwierząt o całkowitej długości 2,5 – 3,5 cm (mierzonej od rostrum do telsonu). Przykład komory użytej w naszych eksperymentach przedstawiono na Rys. 1.</li>
<li>Alternatywnie komory rejestracyjne można wykonać z innych materiałów (np. nietoksycznego przezroczystego tworzywa sztucznego). Rozmiar komór może się różnić w zależności od procedury eksperymentalnej i powinien być dostosowany do każdej serii doświadczeń. Aby uzyskać najlepsze wyniki, rozmiar komory powinien być jak najmniejszy, o ile nie ogranicza to naturalnego zachowania zwierząt. Przyjmuje się, że długość i szerokość komory nie powinny przekraczać trzykrotności rozmiaru zwierzęcia.</li>
</ol>
Część 2: Elektrody kąpielowe i przewód uziemiający
<ol>
<li>Stosuje się jedną parę elektrod rejestrujących oraz elektrodę uziemiającą. Elektrody wykonane są z izolowanego drutu miedzianego (26 AWG z izolacją 0,25 mm). Jeden koniec elektrod kąpielowych jest podłączony do wzmacniacza zewnątrzkomórkowego (A-M Systems 1700; patrz poniżej), a z drugich końców usuwa się 0,5 – 1,0 mm izolacji. Przewód uziemiający jest podłączony do uziemienia wzmacniacza lub innego uziemionego urządzenia, a z drugiego końca usuwa się 2-3 cm izolacji.</li>
<li>Elektrody kąpielowe i przewód uziemiający są przymocowane do wewnętrznych ścianek komory rejestrującej za pomocą nietoksycznego kleju. Elektrody rejestrujące są rozmieszczone centralnie na obu krótkich ściankach komory, naprzeciw siebie (Rys. 1).</li>
<li>Elektroda uziemiająca jest umieszczona na jednej z długich ścianek komory rejestrującej, prostopadle do elektrod rejestrujących (Rys. 1).</li>
<li>Komorę wypełnia się wodą dejonizowaną. Najlepsze wyniki uzyskuje się przy zastosowaniu wody o wysokiej rezystancji (~18 MΩ).</li>
</ol>
Część 3: Rejestracja elektrod kąpielowych
<ol>
<li>Sygnały z elektrod rejestrujących są wzmacniane (1000x) za pomocą wzmacniacza zewnątrzkomórkowego (A-M Systems; Model 1700). Sygnał z elektrod rejestrujących jest filtrowany przy użyciu kombinacji filtrów dolnoprzepustowych (&lt; 100 Hz) i górnoprzepustowych (&gt; 5 KHz). Następnie sygnał jest kierowany do skrzynki przełączającej i karty akwizycji danych (National Instruments). Zdigitalizowane dane są rejestrowane, przechowywane i analizowane przy użyciu oprogramowania do akwizycji danych (Photron Motion Tools).</li>
<li>Alternatywnie, wzmocniony sygnał z elektrod rejestrujących może zostać zdigitalizowany przy użyciu innych przetworników analogowo-cyfrowych (np. MDS Analytical Technologies; Digidata 1440), a następnie dane cyfrowe mogą być rejestrowane przy użyciu innego dostępnego komercyjnie oprogramowania do akwizycji danych (np. MDS Analytical Technologies; Axoscope).</li>
</ol>
Część 4: Sonda stymulująca
<ol>
<li>Sonda stymulująca jest wykonana z pipety szklanej (długość 14 cm) wyposażonej w parę cienkich elektrod drucianych. Końcówki elektrod są odsłonięte (0,2 mm), aby generować sygnał elektroniczny w momencie dotknięcia zwierzęcia przez sondę. Pozwala to na pomiar dokładnego czasu stymulacji.</li>
<li>Sygnały z sondy stymulującej są wzmacniane (1000x) przez wzmacniacz pozakomórkowy (A-M Systems; Model 1700). Sygnał jest filtrowany przy użyciu kombinacji filtrów dolnoprzepustowych (&lt; 100 Hz) i górnoprzepustowych (&gt; 5 KHz). Następnie sygnał jest podłączony do skrzynki przełączającej i karty akwizycji danych (National Instruments). Zdigitalizowane dane są rejestrowane, przechowywane i analizowane za pomocą oprogramowania do akwizycji danych (Photron Motion Tools).</li>
</ol>
Część 5: Nagrania wideo
<ol>
<li>Kamerę wideo o wysokiej prędkości (Fastcam-X 1280 PCI, Photron) ustawia się prostopadle do komory rejestracyjnej, aby uzyskać widok z boku. Poziom jasności wewnątrz komory rejestracyjnej należy dostosować w celu uzyskania najlepszych wyników, np. stosując oświetlacz na gęsiej szyi lub inne skupialne źródła światła.</li>
<li>Wideo o wysokiej prędkości jest łączone i synchronizowane z zapisami elektronicznymi przy użyciu modułu breakout oraz karty akwizycji danych (National Instruments). Wzmocniony sygnał z elektrod w kąpieli jest podłączony do modułu breakout i karty akwizycji danych za pomocą kabli BNC. Zewnętrzny przełącznik ręczny uruchamia zsynchronizowane nagrywanie wideo i akwizycję danych.</li>
</ol>
Część 6: Procedura eksperymentalna
<ol>
<li>Pojedyncze zwierzę umieszcza się w komorze i pozwala mu na aklimatyzację przez 5 minut. Odruchy ucieczkowe w postaci gwałtownych ruchów odwłoka (tail-flips) wywołuje się pojedynczymi uderzeniami o różnej intensywności, odpowiednio w okolicę głowy lub brzucha. Intensywność uderzeń jest kontrolowana przez eksperymentatora. Każdy ruch ucieczkowy odwłoka jest rejestrowany za pomocą kamery wysokiej rozdzielczości z częstotliwością 1000 f/sec, a punkty danych potencjałów polowych są rejestrowane z częstotliwością 25 kHz. Rozpoczęcie pomiarów w kąpieli i nagrywania wideo inicjuje się ręcznym przełącznikiem w skrzynce wyzwalacza. Czas rejestracji jest określony przez wybraną liczbę klatek (np. 1000 f/sec = 4 s całkowitego czasu nagrywania). Można wybrać czas rejestracji przed i po wyzwalaczu.</li>
<li>Uwaga: Pomiary z elektrod kąpielowych powinny zostać zweryfikowane raz dla każdego badanego gatunku poprzez zestawienie ich z innymi dostępnymi metodami rejestracji. U raków parę srebrnych elektrod można wszczepić chirurgicznie wokół brzusznego sznura nerwowego. Można podawać bodźce wywołujące ruchy ucieczkowe odwłoka, a następnie porównać zapisy elektroniczne z elektrod wszczepionych i kąpielowych.</li>
<li>Zachowania ucieczkowe odwłoka i odpowiadającą im aktywność neuronalną można rejestrować w różnych kontekstach, np. w odpowiedzi na zagrożenia wizualne, podczas ataków drapieżników lub podczas spotkań agonistycznych dwóch raków. Rozmiar komory, tryb rejestracji itp. należy odpowiednio dostosować (patrz Dyskusja).</li>
</ol>
Część 7: Analiza danych
<ol>
<li>Pojedyncze klatki wideo są analizowane przy użyciu oprogramowania do analizy ruchu (Photron). Ślady elektroniczne służą do identyfikacji rodzaju obwodu neuronalnego, który został aktywowany przez dany bodziec. Dane wideo są porównywane ze zsynchronizowanymi zapisami fizjologicznymi w celu określenia ruchu zwierzęcia oraz aktywowanego obwodu neuronalnego. Każdy aktywowany obwód generuje charakterystyczną sygnaturę elektroniczną (patrz Reprezentatywne wyniki).</li>
<li>Opóźnienie między kontaktem sondy a odpowiedzią neuronalną/mięśniową jest obliczane dla każdego eksperymentu poprzez pomiar czasu pomiędzy początkiem sygnału z sondy a początkiem sygnału zarejestrowanego za pomocą elektrod w kąpieli.</li>
</ol>
Część 8: Reprezentatywne wyniki
Seria pojedynczych klatek z filmu wysokichprędkościowego oraz odpowiadające im rejestracje pola elektrycznego podczas ucieczkowego ruchu ogona (tail-flip) w odpowiedzi na bodziec dotykowy dostarczony do głowy lub ogona młodego raka (Rys. 2).
Rys. 2A: Silny bodziec dotykowy przyłożony do głowy wywołał ruch odwrotny ogona kontrolowany przez przyśrodkowy obwód olbrzymi. Zarejestrowany impuls neuronu olbrzymiego (gwiazdki) oraz następująca po nim duża defleksja fazowa umożliwiają jednoznaczną identyfikację ruchu odwrotnego ogona jako zapśredniczonego przez aktywność neuronu olbrzymiego. Ruch wsteczny pokazany na ścieżkach wideo określa tożsamość aktywowanego obwodu neuronalnego (MG).
Ryc. 2B: Przerzut ogona pośredniczony przez boczny obwód gigantyczny po przyłożeniu silnego bodźca dotykowego do ogona. Ruch w górę i do przodu widoczny na ścieżkach wideo wraz z zsynchronizowanym zapisem elektronicznym wykazującym impuls gigantyczny i duże, fazowe odchylenie początkowe pozwala określić tożsamość aktywowanego obwodu neuronalnego (LG).
Ryc. 2C: Odgięcie ogona kontrolowane przez obwody nieolbrzymie. Do klatki piersiowej zwierzęcia przyłożono łagodniejszy bodziec dotykowy. Chociaż ruch zarejestrowany na wideo nie pozwala na jednoznaczne zidentyfikowanie aktywowanego obwodu, zapis elektroniczny nie wykazuje obecności potencjału olbrzymiego i składa się z znacznie mniejszych wychyleń identyfikujących aktywowany obwód (Non-G).
Ryc. 3: Pomiary latencji dla wszystkich trzech typów ucieczkowych flipów ogonowych. Czas między kontaktem z sondą a odpowiedzią fizjologiczną zmierzono u siedmiu zwierząt. Flipy ogonowe zapśredniczone przez komórki olbrzymie są wywoływane istotnie szybciej niż flipy ogonowe niezależne od komórek olbrzymich.
<img src="/files/ftp_upload/1297/Fig1.jpg" alt="Układ elektroforezy, schemat z wymiarami i elektrodami, ilustrujący koncepcję pola elektrycznego." data-altupdatedat="1787630408000"> 
Rycina 1: Przykład komory rejestracyjnej używanej w naszych eksperymentach dla zwierząt o całkowitej długości 2,5-3,5 cm. Elektrody kąpielowe są przyklejone do przeciwległych stron komory, natomiast przewód uziemiający jest przymocowany do długiej strony komory i ustawiony prostopadle do elektrod kąpielowych.
Rycina 2: Pojedyncze klatki wideo zarejestrowane przy 1000 f/sec oraz odpowiadające im zapisy elektroniczne dla trzech różnych rodzajów stymulacji.
<img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2A.jpg" alt="Reakcja odwrócenia ogona MG; pomiar elektrofizjologiczny; klatki i przebiegi napięcia; schemat." data-altupdatedat="1787630408000">
A) Silny bodziec dotykowy został przyłożony do głowy zwierzęcia, wywołując odruch gwałtownego wygięcia ogona (tail-flip) pośredniczony przez neuron medialny gigantyczny (MG). Po lewej stronie wyświetlonych jest sześć klatek wideo. Ślad rejestracji z sondy użytej do dotknięcia zwierzęcia przedstawiono w kolorze szarym; punkt kontaktu zaznaczono czarnym grotem strzałki. Ślad rejestracji uzyskany za pomocą elektrod kąpielowych przedstawiono w kolorze niebieskim. Wstawka pokazuje niewielki impuls aksonu gigantycznego, który poprzedza duże odchylenia fazowe. Szare paski odpowiadają klatkom wideo pokazanym po lewej stronie. Pierwszy zauważalny ruch ogona raka wystąpił w klatce nr 3, siedem milisekund po kontakcie z sondą.
<img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2B.jpg" alt="Wykres aktywności neuronalnej i sekwencja obrotu ogona LG; eksperyment elektrofizjologiczny; skala miliwoltowa." data-altupdatedat="1787630408000">
B) Silny bodziec dotykowy został przyłożony do ogona zwierzęcia, co wywołało odruch gwałtownego wygięcia ogona (tail-flip) pośredniczony przez lateralny neuron olbrzymi (LG). Po lewej stronie przedstawiono sześć klatek wideo. Ślad rejestracyjny z sondy użytej do dotykania zwierzęcia pokazano w kolorze szarym; punkt kontaktu zaznaczono czarnym grotowym symbolem strzałki. Ślad rejestracyjny uzyskany za pomocą elektrod kąpielowych pokazano w kolorze czerwonym. Wstawka przedstawia impuls z małego aksonu olbrzymiego, który poprzedza duże odchylenia fazowe. Szare paski odpowiadają klatkom wideo pokazanym po lewej stronie. Pierwszy zauważalny ruch ogona raka wystąpił w klatce nr 3, osiem milisekund po kontakcie z sondą.
<img src="/files/ftp_upload/1297/Fig2C.jpg" alt="Proces odgięcia ogona Non-G z wykresem elektrofizjologicznym; klatki przedstawiają sekwencyjną analizę ruchu." data-altupdatedat="1787630408000">
C) Słaby i stopniowy bodziec dotykowy został przyłożony do głowy zwierzęcia, co wywołało ruchy ogona (tail-flip) niepośredniczone przez neurony olbrzymie (Non-G). Po lewej stronie wyświetlono osiem klatek wideo. Ślad rejestracyjny z sondy użytej do dotykania zwierzęcia przedstawiono w kolorze szarym; punkt kontaktu zaznaczono czarną grotą strzałki. Ślad rejestracyjny uzyskany za pomocą elektrod kąpielowych przedstawiono w kolorze czarnym. W śladzie tym brakuje potencjału kolca olbrzymiego oraz dużych początkowych wychyleń; składa się on z potencjałów o znacznie mniejszej amplitudzie. Jasnoszare paski odpowiadają klatkom wideo pokazanym po lewej stronie. Pierwszy zauważalny ruch ogona homara wystąpił w klatce nr 6, 115 milisekund po pierwszym kontakcie z sondą.
<img src="/files/ftp_upload/1297/Fig3.jpg" alt="Wykres słupkowy przedstawiający opóźnienia odpowiedzi (msec) dla eksperymentów tail-flip w grupach MG, LG i Non-G." data-altupdatedat="1787630408000">
Rysunek 3: Pomiary latencji odpowiedzi dla siedmiu różnych osobników obu płci i o podobnych rozmiarach (średnie długości ± stdv: 3.2 cm ± 0.2 cm, mierzone od rostrum do telsonu). Podrygi ogonowe MG (niebieski słupek) i LG (czerwony słupek) wykazują istotnie krótszą latencję odpowiedzi niż podrygi ogonowe pośredniczone przez obwody Non-G (czarny słupek). Przedstawiono średnie i odchylenia standardowe. Słupki oznaczone tą samą literą nie różniły się istotnie od siebie (test znaków rang Wilcoxona dla porównań parzystych, p &lt; 0.05).

<ol><li>Herberholz, J., Issa, F. A., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterns+of+neural+circuit+activation+and+behavior+during+dominance+hierarchy+formation+in+freely+behaving+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Patterns of neural circuit activation and behavior during dominance hierarchy formation in freely behaving crayfish.</a> J. Neurosci. 21, 2759-2767 (2001).</li>
<li>Herberholz, J., Sen, M. M., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escape+behavior+and+escape+circuit+activation+in+juvenile+crayfish+during+prey-predator+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Escape behavior and escape circuit activation in juvenile crayfish during prey-predator interactions.</a> J. Exp. Biol. 207, 1855-1863 (2004).</li>
<li>Liden, W. H., Herberholz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+neural+responses+of+juvenile+crayfish+to+moving+shadows.J%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and neural responses of juvenile crayfish to moving shadows.J.</a> Exp. Biol. 211, 1355-1361 (2008).</li>
<li>Finley, L. A., Macmillan, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+analysis+of+field+potentials+during+different+tailflip+behaviours+in+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Freshw.+Behav.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An analysis of field potentials during different tailflip behaviours in crayfish.</a> Mar. Freshw. Behav. Physiol. 35, 221-234 (2002).</li>
<li>Eaton, R. C., Lee, R. K. K., Foreman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mauthner+cell+and+other+identified+neurons+of+the+brainstem+escape+network+of+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The Mauthner cell and other identified neurons of the brainstem escape network of fish.</a> Prog. Neurobiol. 63, 467-485 (2001).</li>
<li>Canfield, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+voluntary+C-bends+may+be+Mauthner+neuron+initiated%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Some voluntary C-bends may be Mauthner neuron initiated.</a> J. Comp. Physiol. A. 193, 1055-1064 (2007).</li>
<li>Wöhl, S., Schuster, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+predictive+start+of+hunting+archer+fish%3A+a+flexible+and+precise+motor+pattern+performed+with+the+kinematics+of+an+escape+C-start%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The predictive start of hunting archer fish: a flexible and precise motor pattern performed with the kinematics of an escape C-start.</a> J. Exp. Biol. 210, 311-324 (2007).</li>
<li>Fricke, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+habituation+in+the+crayfish+due+to+selective+weakening+of+electrical+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Development of habituation in the crayfish due to selective weakening of electrical synapses.</a> Brain Res. 322, 139-143 (1984).</li>
<li>Beall, S. P., Langley, D. J., Edwards, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+escape+tailflip+in+crayfish+during+backward+walking+and+the+defense+posture%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of escape tailflip in crayfish during backward walking and the defense posture.</a> J. Exp. Biol. 152, 577-582 (1990).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Nieinwazyjne rejestracje aktywności pojedynczych neuronów lub aktywacji obwodów neuronalnych są trudne do uzyskania u zwierząt poruszających się swobodnie. Opisana tutaj metoda umożliwia identyfikację wzorców aktywacji neuronalnej leżących u podstaw naturalnie występujących zachowań.
W przeszłości z powodzeniem wykorzystaliśmy tę technikę do pomiaru wzorców aktywności w neuronalnych obwodach ucieczkowych młodych raków podczas formowania się hierarchii dominacji społecznej1, podczas ...

rejestracja aktywacji obwodów neuronalnych u zwierząt w warunkach swobodnego zachowania

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

Ustalenie związku między wzorcami aktywności neuronalnej a odpowiadającą im ekspresją behawioralną jest trudne w przypadku zwierząt swobodnych. Tradycyjne metody nieinwazyjne wymagają przynajmniej częściowego unieruchomienia badanych osobników i pozwalają jedynie na identyfikację dużych grup jednocześnie aktywowanych neuronów. Z drugiej strony, niewielkie zespoły neuronów lub pojedyncze neurony można mierzyć wyłącznie za pomocą rejestracji z pojedynczych komórek, uzyskiwanej z preparatów znacznie zredukowanych. Ponieważ ekspresja naturalnych zachowań jest ograniczona u zwierząt unieruchomionych i poddanych sekcji, trudne jest zidentyfikowanie leżących u ich podstaw mechanizmów neuronalnych kontrolujących takie zachowania. 
W niniejszym materiale przedstawiam nieinwazyjną technikę fizjologiczną, która umożliwia pomiar aktywacji obwodów neuronalnych u zwierząt w stanie swobodnego zachowania. Wykorzystując parę elektrod drucianych umieszczonych w komorze wypełnionej wodą, elektrody kąpielowe rejestrują potencjały polowe neuronów i mięśni generowane przez młode raki podczas naturalnych lub eksperymentalnie wywołanych reakcji ucieczki. Podstawowe reakcje ucieczki raków są zapośredniczone przez trzy różne typy uderzeń ogonem, które odsuwają zwierzęta od miejsca stymulacji. Każdy typ uderzenia ogonem jest kontrolowany przez osobny obwód neuronalny; dwie najszybsze i najsilniejsze reakcje ucieczki wymagają aktywacji różnych zestawów dużych neuronów „dowodzących”. W połączeniu z obserwacjami behawioralnymi, zapisy z elektrod kąpielowych pozwalają na jednoznaczną identyfikację tych neuronów oraz powiązanych z nimi obwodów neuronalnych. W ten sposób aktywność obwodów neuronalnych leżących u podstaw naturalnie występujących zachowań może być mierzona u zwierząt nieskrępowanych i w różnych kontekstach behawioralnych.

Nieinwazyjne pomiary wzorców aktywności neuronalnej u zwierząt zachowujących swobodną aktywność uzyskuje się poprzez połączenie rejestracji neurofizjologicznych z szybką wideografią.

Rejestracja aktywacji obwodów neuronalnych u zwierząt w warunkach swobodnego zachowania

Ustalenie związku między wzorcami aktywności neuronalnej a odpowiadającą im ekspresją behawioralną jest trudne w przypadku zwierząt nienastawionych na ograniczenia ruchowe. ...

Do rejestracji potencjałów polowych neuronów i mięśni. Elektroniczne zapisy z pary elektrod kąpielowych są synchronizowane z nagraniami wideo o wysokiej prędkości i wyświetlane na monitorze laptopa. Młody rak zostaje umieszczony w małym akwarium i poddany aklimatyzacji przez pięć minut.Po rozpoczęciu rejestracji badacz dotyka zwierzęcia ręczną sondą, a wynikające z tego odpowiedzi behawioralne i fizjologiczne są mierzone i następnie analizowane. Dzień dobry, jestem dr Y. Savaha z Katedry Psychologii na University of Maryland College Park. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę nieinwazyjnej rejestracji potencjałów polowych neuronów i mięśni u zwierząt w swobodnym zachowaniu.W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do identyfikacji obwodów neuronalnych aktywowanych podczas reakcji ucieczkowych u młodych raków. Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć konstruowanie elektrod rejestrujących, z jednego końca izolowanego miedzianego przewodu usuwa się od 0,5 do 1 mm izolacji.Proces ten powtarza się na drugim identycznym drucie, aby stworzyć parę elektrod rejestrujących przy użyciu nietoksycznego kleju. Elektrody rejestrujące mocuje się do wnętrza cienkościennej szklanej komory rejestrującej. Elektro

recordings-of-neural-circuit-activation-in-freely-behaving-animals

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nagrania aktywacji obwodów neuronalnych u swobodnie zachowujących się zwierząt

Opisujemy metody wielkoskalowej rejestracji wielu pojedynczych jednostek oraz lokalnych potencjałów polowych u gryzoni podczas zachowań, z wykorzystaniem sond krzemowych. Procesy wykonania napędu, mocowania sondy do napędu oraz implantacji sondy zostały przedstawione w wystarczających szczegółach, aby umożliwić łatwą replikację.

Wielkoskalowa rejestracja neuronów za pomocą ruchomych sond krzemowych u gryzoni podczas zachowań

Elektrofizjologiczna charakterystyka odpowiedzi neuronalnych jest istotna dla zrozumienia funkcji mózgu oraz dla precyzyjnego wyznaczania miejsc podawania barwników do śledzenia szlaków neuronalnych. Jednak wiele badań przeprowadzanych jest na zwierzętach poddanym znieczuleniu. Aby zrozumieć funkcje mózgu bez stosowania środków znieczulających, opracowaliśmy metodę rejestracji właściwości odpowiedzi neuronalnych oraz wstrzykiwania barwników u budzącej się myszy.

Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Ten film demonstruje szczegółową procedurę przygotowania znieczulonego szczura do elektrofizjologicznych zapisów aktywności mózgu z wielu miejsc. Skóra głowy jest preparowana w celu uzyskania dostępu do czaszki, a otwory są wiercone w precyzyjnych miejscach, aby zainstalować i zabezpieczyć elektrody. Elektrody wolframowe są następnie umieszczane w docelowym miejscu w celu zarejestrowania danych.

Elektrofizjologiczne zapisy in vivo aktywności mózgu z wielu miejsc u szczurów

Źródło: Moore, J. D., et al. Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restricted Rats. J. Vis. Exp. (2015)Ten film pokazuje metodę zestawiania nagrań komórkowych i barwienia u skrępowanego, przytomnego szczura. Zabieg polega na rejestrowaniu sygnałów z neuronów i wstrzykiwaniu barwnika w celu precyzyjnej lokalizacji miejsca zapisu. Technika ta pozwala na dokładne odwzorowanie aktywności neuronalnej na anatomiczną strukturę...

Zapis i barwienie Juxtacellular w celu precyzyjnego mapowania aktywności neuronalnej u obudzonego szczura 

Wszczepianie zorganizowanych układów mikroprzewodów do użycia w jednojednostkowych zapisach elektrofizjologicznych stanowi szereg wyzwań technicznych. Opisano również metody wykonywania tej techniki i niezbędny sprzęt. Omówiono również korzystne wykorzystanie zorganizowanych układów mikroprzewodów do nagrywania z różnych podregionów neuronowych o wysokiej selektywności przestrzennej.

Procedura wszczepiania zorganizowanych układów mikroprzewodów do nagrań pojedynczych jednostek u obudzonych, zachowujących się zwierząt

Uczenie się nowych powiązań bodziec-reakcja angażuje szeroki zakres procesów neuronalnych, które ostatecznie znajdują odzwierciedlenie w zmianie wydajności skoków poszczególnych neuronów. Tutaj opisujemy protokół behawioralny pozwalający na ciągłą rejestrację aktywności pojedynczego neuronu, podczas gdy zwierzęta nabywają, wygaszają i ponownie nabywają warunkową reakcję w ciągu jednej sesji eksperymentalnej.

Rejestrowanie potencjałów czynnościowych pojedynczych neuronów od swobodnie poruszających się gołębi na trzech etapach uczenia się

Prezentujemy metody budowy elektrod do jednoczesnego rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej i uwalniania wielu substancji neuroaktywnych w pobliżu miejsc rejestracji u obudzonych myszy. Technika ta pozwala na szczegółową analizę przypuszczalnych lokalnych wejść synaptycznych do neuronu będącego przedmiotem zainteresowania.

Zewnątrzkomórkowy zapis aktywności neuronalnej w połączeniu z mikrojonoforowym zastosowaniem substancji neuroaktywnych u obudzonych myszy

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

To badanie wprowadza metodę jednoczesnego rejestrowania lokalnych potencjałów pola w mózgu, elektrokardiogramów, elektromiogramów i sygnałów oddechowych swobodnie poruszającego się szczura. Technika ta, która obniża koszty eksperymentów i upraszcza analizę danych, przyczyni się do zrozumienia interakcji między mózgiem a narządami obwodowymi.

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Poznaj metodę nieinwazyjnego rejestrowania potencjałów nerwowo-mięśniowych u swobodnie zachowujących się młodych raków. Technika ta umożliwia analizę aktywności obwodów nerwowych podczas reakcji ucieczkowych.

Rejestracja aktywacji obwodów neuronalnych u zwierząt w warunkach swobodnego zachowania

Przeglądaj więcej filmów