Name: Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania próbek płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-13T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Poznaj odwracalną intubację doustną myszy do pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego. Ta metoda umożliwia wielokrotne badania fizjologii oddechowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy dr. W. Mintzerowi za sugestię wykonania światłowodowej intubacji orotrachealnej. Praca wspierana była przez granty U19AI070973, R01AI057696, K02HL75243 oraz R01HL082487 z National Institutes of Health.

<ol><li>Hamelmann, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+airway+responsiveness+in+allergic+mice+using+barometric+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of airway responsiveness in allergic mice using barometric plethysmography.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 156, 766-775 (1997).</li>
<li>Adler, A., Cieslewicz, G., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unrestrained+plethysmography+is+an+unreliable+measure+of+airway+responsiveness+in+BALB%2Fc+and+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Unrestrained plethysmography is an unreliable measure of airway responsiveness in BALB/c and C57BL/6 mice.</a> J. Appl. Physiol. 97, 286-292 (2004).</li>
<li>Bates, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+and+misuse+of+penh+in+animal+models+of+lung+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">The use and misuse of penh in animal models of lung disease.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 31, 373-374 (2004).</li>
<li>Lundblad, L. K., Irvin, C. G., Adler, A., Bates, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reevaluation+of+the+validity+of+unrestrained+plethysmography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A reevaluation of the validity of unrestrained plethysmography in mice.</a> J. Appl. Physiol. 93, 1198-1207 (2002).</li>
<li>Grunig, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirement+for+IL-13+independently+of+IL-4+in+experimental+asthma%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Requirement for IL-13 independently of IL-4 in experimental asthma.</a> Science. 282, 2261-2263 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirements+for+allergen-induced+airway+hyperreactivity+in+T+and+B+cell-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Med%22%5BJournal%5D)">Requirements for allergen-induced airway hyperreactivity in T and B cell-deficient mice.</a> Mol. Med. 4, 344-355 (1998).</li>
<li>Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin+4%2C+but+not+interleukin+5+or+eosinophils%2C+is+required+in+a+murine+model+of+acute+airway+hyperreactivity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Interleukin 4, but not interleukin 5 or eosinophils, is required in a murine model of acute airway hyperreactivity.</a> J. Exp. Med. 183, 109-117 (1996).</li>
<li>Amdur, M. O., Mead, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanics+of+respiration+in+unanesthetized+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mechanics of respiration in unanesthetized guinea pigs.</a> Am J Physiol. 192, 364-368 (1958).</li>
</ol>

Badania nad astmą oraz różnymi innymi obturacyjnymi chorobami dróg oddechowych stanowią aktywną i rozwijającą się dziedzinę badań biomedycznych. Ważnym elementem eksperymentalnych badań nad astmą jest możliwość pomiaru zmian w wielkości dróg oddechowych w różnych warunkach. Nadmierne zwężenie dróg oddechowych w odpowiedzi na bodziec prowokacyjny, będące kanoniczną cechą astmy i pokrewnych chorób płuc oraz właściwością określaną jako nadreaktywność dróg oddechowych, jest głównym składnikiem klinicznie istotnych napadów pr...

<table><tbody><tr><td>Oprogramowanie do pomiaru fizjologii dróg oddechowych (Rescomp)</td><td>Millenium Premier Group; 415-519-4371</td><td></td><td>Przygotowane na zamówienie</td></tr><tr><td>Stacja robocza PC z systemem Windows XP wyposażona w procesor Pentium III</td><td>Intel</td><td></td><td>Analiza danych</td></tr><tr><td>17-pinowy przetwornik sygnału analogowo-cyfrowego</td><td>National Instruments</td><td>PC-LPM16)</td><td></td></tr><tr><td>Włókno światłowodowe o średnicy zewnętrznej 0,5 mm, podłączone do źródła światła</td><td>Cole-Parmer</td><td>seria 41722</td><td></td></tr><tr><td>Respirator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>687</td><td></td></tr><tr><td>Igła 10 mm, 27ga</td><td>BD Biosciences</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Lampa grzewcza</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>4 zaciski sprężynowe</td><td>Pony</td><td>3200</td><td></td></tr><tr><td>Drut zewnętrzny 0,5 mm do prowadnicy intubacyjnej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hemacytometr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lamelki mikroskopowe Superfrost/plus</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Karty filtracyjne Shandon</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>5991022</td><td></td></tr><tr><td>Barwnik do różnicowego barwienia rozmazów komórkowych</td><td>Fisher Scientific</td><td>122911</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop świetlny</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cytospin 3</td><td>Shandon, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewniki dożylne ProtectIV 20 ga, 1,25 cala</td><td>Smiths Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polimerowe włókno optyczne 0,5 mm</td><td>Edmund Scientific</td><td>NT02-532</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Stacja robocza do badania fizjologii dróg oddechowych małych zwierząt, złożona na zamówienie przez Millenium Premier Group z wykorzystaniem:</td></tr><tr><td>Dostępne w sprzedaży przetworniki ciśnienia</td><td>Buxco Research Systems</td><td>TRD5700</td><td></td></tr><tr><td>Dostępne w sprzedaży przetworniki ciśnienia</td><td>Buxco Research Systems</td><td>TRD4510</td><td></td></tr><tr><td>Moduły przedwzmacniaczy</td><td>Buxco Research Systems</td><td>MAX2270</td><td></td></tr><tr><td>Obudowa</td><td>Buxco Research Systems</td><td>MAX1320</td><td></td></tr><tr><td>Dostosowany pletyzmograf dla małych zwierząt</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Pomiary nadreaktywności dróg oddechowych (AHR) oraz pobieranie płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL) są niezbędne w eksperymentalnych modelach astmy, jednak wielokrotne przeprowadzanie tych procedur u tego samego zwierzęcia w celu uzyskania takich pomiarów jest zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokoły wielokrotnego pomiaru AHR oraz pobierania próbek płynu BAL u myszy. Myszy poddawano siedmiokrotnej ekspozycji donosowej na silny alergen w ciągu 14 dni lub traktowano procedurą pozorowaną (sham). Przed pierwszą ekspozycją oraz w ciągu 24 godzin po każdym podaniu donosowym te same zwierzęta poddawano znieczuleniu, intubacji dożylnej i wentylacji mechanicznej. Oceniono AHR poprzez porównanie krzywych zależności odpowiedzi od dawki oporu układu oddechowego (RRS), indukowanego rosnącymi dożylnymi dawkami chlorku acetylocholiny (Ach), pomiędzy zwierzętami z grupy kontrolnej a tymi poddanymi działaniu alergenu. Następnie, za pomocą tej samej intubacji, przeprowadzono płukanie lewego płuca, aby umożliwić różnicowe liczenie komórek dróg oddechowych. Badania te wykazują, że wielokrotne pomiary AHR i pobieranie płynu BAL u tych samych zwierząt są możliwe, a maksymalna nadreaktywność dróg oddechowych oraz eozynofilia dróg oddechowych zostają osiągnięte w ciągu 7–10 dni od rozpoczęcia ekspozycji na alergen. Ta nowatorska technika znacząco zmniejsza liczbę myszy wymaganych do badań podłużnych i jest możliwa do zastosowania u różnych gatunków gryzoni, w różnych modelach chorób oraz z wykorzystaniem różnych urządzeń do badania fizjologii dróg oddechowych.

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Pomiary nadreaktywności dróg oddechowych (AHR) oraz pobieranie płynu z płukania bronchoalveolarnego (BAL) są niezbędne w eksperymentalnych modelach astmy, jednak powtarzalne...

Przed rozpoczęciem tej procedury myszy poddano znieczuleniu za pomocą ketaminy wstrzykniętej do jamy otrzewnej. Następnie zwierzęta umieszczono na stole i przez usta wprowadzono do tchawicy kaniulę o rozmiarze 20 G. Intubowane myszy podłączono do respiratora mechanicznego, a w żyle ogonowej założono dostęp dożylny.Myszki są następnie umieszczane w urządzeniu SIGGRAPH dla gryzoni podłączonym do dwóch przetworników ciśnienia. Elektronika umożliwia ciągły pomiar oporu układu oddechowego podczas próby z acetylocholiną. Po odłączeniu respiratora i linii dożylnej cewnik tchawicowy jest przesuwany do lewego płuca, które poddawane jest płukaniu solą fizjologiczną wstrzykiwaną i odsysaną przez cewnik.Witajcie, nazywam się Simone Phar i reprezentuję Departament Medycyny w Baylor College of Medicine. Dzisiaj zaprezentujemy metodę intubacji doustnej u myszy, która umożliwia wielokrotne badania mechaniki dróg oddechowych oraz pobieranie płynu z pęcherzyków płucnych (BALF). Stosujemy tę procedurę do badania eksperymentalnej choroby alergicznej, która stanowi model astmy, jednak metoda ta może zostać dostosowana również do innych zastosowań.Zacznijmy zatem. Aby rozpocząć tę procedurę, mysz poddaje się głębokiej anestezji poprzez dostarczenie 48 mg/kg ketaminy drogą dosytryniki.W tym celu można wykorzystać czystą klatkę dla myszy przykrytą tkaniną. Po upływie od 5 do 10 minut należy potwierdzić za pomocą uciśnięcia palca, że zwierzę jest w pełni znieczulone, a następnie ułożyć je w pozycji leżącej, stroną brzuszną do góry, na małym stole ustawionym pod kątem 45 stopni. Aby unieruchomić obiekt, należy nałożyć gumkę ENC opasującą stół za górnym rzędem zębów.Należy użyć lampy grzewczej, aby utrzymać mysz w cieple, trzymając ją prawą ręką. Za pomocą pęsety należy chwycić, wysunąć i unieść język z pyska. Następnie należy delikatnie wprowadzić metalowy obniżacz języka trzymany w lewej ręce.Zapewni to drożność dróg oddechowych i umożliwi wizualizację strun głosowych w celu intubacji. Następnie przez cewnik angiograficzny wprowadź włókno światłowodowe o średnicy 0,8 mm, podłączone do źródła światła, i wysuń je na 10 mm poza końcówkę. Stabilizując krawędź depresora lewą ręką, prawą ręką prowadź oświetlony koniec włókna światłowodowego przez jamę ustną i gardło, aż do momentu uwidocznienia strun głosowych.Następnie, pod bezpośrednią kontrolą wizualną i synchronizując czynność z momentem maksymalnego otwarcia strun głosowych, przełożyć nić przez ruchome struny głosowe do tchawicy. Teraz przesunąć cewnik angiograficzny wzdłuż nici światłowodowej do tchawicy, aż końcówka cewnika znajdzie się w środkowej części tchawicy. W przypadku myszy o masie od 17 do 22 g odpowiada to pozostawieniu 10 mm segmentu cewnika na zewnątrz jamy ustnej.Usuń światłowód, aby potwierdzić prawidłową intubację. Zaobserwuj regularne głębokie oddechy, które natychmiast ustają po zablokowaniu konektora kciukiem. Obniż stół pletyzmografu, aż będzie równoległy do blatu roboczego, i obróć badany obiekt o 180 stopni, tak aby był zwrócony w stronę wylotu wentylatora.Przed podłączeniem do respiratora ułóż zwierzę na boku. Zapewnij szczelne połączenie i uruchom respirator. Prawidłową intubację potwierdza późniejsza obserwacja ruchów brzucha zsynchronizowanych z pracą respiratora.Aby przygotować igłę do linii dożylnej, wyjmij igłę 27 G o długości 10 mm z złącza strzykawki i zegnij ją pod kątem 90 stopni w połowie długości, tak aby ścięcie było skierowane do wewnątrz kąta. Połącz koniec bez ścięcia z rurką PE 10 prowadzącą do portu wtryskowego IV, aby zapobiec potencjalnie śmiertelnej embolii powietrznej.Przepłucz dren i igłę 0.9% roztworem chlorku sodu o temperaturze 37 °C za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml. Port wstrzykiwania składa się z igły o rozmiarze 27 G, wprowadzonej przez otwór wywiercony w zakrętce probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Zakrętka jest wypełniona solą fizjologiczną w taki sposób, aby końcówka igły była stale zanurzona, co zmniejsza ryzyko dostania się powietrza do igły i jego podania dożylnego.Ustaw igłę przy końcowym odcinku ogona. Równolegle i nad żyłą boczną. Prowadź igłę nieco pod skórą podczas jej kierowania.W kierunku głowowym wzdłuż naczynia, przesuwając igłę podskórnie w stronę zgięcia. Aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie kaniuli dożylnie, należy lekko odciągnąć tłok strzykawki. Wtedy w drenie dożylnym powinien pojawić się cofający się przepływ krwi.Ponadto, po wstrzyknięciu 50 do 100 µL soli fizjologicznej do żyły ogonowej, przepływ przez linię IV powinien być niezakłócony. Po usunięciu lampy grzewczej z układu, należy umieścić badany obiekt w plazmografie i zabezpieczyć go tak, aby zapewnić szczelność, stosując cztery zaciski. Usunięcie lampy grzewczej jest istotne, aby zapobiec ogrzewaniu powietrza w komorze plazmografu i potencjalnej zmianie późniejszych pomiarów oporu układu oddechowego lub RRS; opór układu oddechowego lub RRS jest wyznaczany poprzez ciągłe ilościowe określanie ilorazu.Zmiana ciśnienia w drogach oddechowych w stosunku do przepływu powietrza lub delta P w stosunku do V w punktach równych objętości płuc. Delta P jest określana przy użyciu przetwornika ciśnienia podłączonego do cewnika rurkowego V. Różniczkę objętości przeszczepu osocza w czasie oblicza moduł przedwzmacniacza. Po ustanowieniu stabilnej linii bazowej RRS podaje pięć kolejnych dawek rosnących stężeń chlorku acetylocholiny lub a CH w ciągu jednej sekundy drogą dożylną.Każdą kolejną dawkę podaje się po powrocie RRS do poziomu wyjściowego, aż do momentu uzyskania 200% wzrostu oporu dróg oddechowych. Usuń wkłucie dożylne z żyły ogonowej i odłącz mysz od respiratora. Utrzymując drożność dróg oddechowych poprzez pozostawienie kaniuli tchawiczej na miejscu, upewnij się, że mysz wróciła do oddychania spontanicznego.Jeśli nie, można pobudzić oddychanie poprzez delikatne masowanie klatki piersiowej. Gdy mysz odzyska spontaniczny oddech, należy przenieść ją wraz z pozostawioną kaniulą tchawiczą do komory przedmuchanej 100% oxygen, w której temperatura 37 °C jest utrzymywana za pomocą lampy grzewczej. Kaniula tchawicza musi pozostać na miejscu do momentu wybudzenia zwierzęcia, aby zapobiec śmierci wskutek uduszenia wywołanego nadmiernym ślinotokiem indukowanym przez acetylocholinę.Płyn z płukania przedsionkowo-pęcherzykowego (BAL) można pobrać dopiero wtedy, gdy mysz w wystarczającym stopniu odzyska odruch wymiotny, co powinno nastąpić około 20 minut po przeniesieniu do komory wybudzeniowej. Aby ocenić odruch wymiotny, należy delikatnie przesuwać cewnik angiograficzny do wewnątrz i na zewnątrz; wyraźny kaszel lub walka świadczą o powrocie odruchu wymiotnego. W celu pobrania płynu BAL do cewnika angiograficznego wprowadza się metalowy przewód prowadzący do intubacji z ciągłym zgięciem pod kątem około 30 stopni, skierowany w stronę lewego płata płuca.Wprowadź wspólnie drut G i cewnik angiograficzny do lewego płata płuca, tak aby hub cewnika wysuwał się poza przednie zęby zęzowo-podżuchwowe jedynie o jeden milimetr. Upewnij się, że końcówka drutu G nie przechodzi przez otwarty koniec cewnika angiograficznego. Aby zapobiec rozerwaniu lub pęknięciu tchawicy przy jednoczesnym utrzymaniu cewnika angiograficznego na miejscu, natychmiast po wycofaniu tłoka strzykawki wstrzyknij 300 µL sterylnego PBS pH 7.4 do lewego płuca za pomocą strzykawki o pojemności jednego mililitra.Aby wytworzyć podciśnienie, powoli usuń cewnik angiograficzny, intensywnie masując płuca. Oczekiwana objętość powrotna płynu BAL wynosi od 100 do 200 µl. Natychmiast umieść mysz po płukaniu z powrotem w komorze o temperaturze 37 °C i 100%tlenie.Umieść zwierzę na lewym boku do czasu pełnego wybudzenia, co trwa około 20 minut, a następnie umieść je z powrotem w klatce. Przedstawiamy tutaj reprezentatywne wyniki pomiarów oporu dróg oddechowych; nadreaktywność dróg oddechowych zdefiniowano jako wartości RRS istotnie wyższe przy dowolnej dawce acetylocholiny w porównaniu z wartościami u zwierząt naiwnych, które rozwinęły się po pięciu podaniach alergenu przy czwartej dawce. Jednak znacznie większą nadreaktywność dróg oddechowych zaobserwowano po szóstym podaniu, bez dalszego wzrostu reaktywności.Przy siódmym wyzwaniu podawanie CH przerwano po tym, jak wartości RRS wzrosły trzykrotnie w stosunku do wartości bazowych; dalsze zwiększanie dawkowania mogłoby doprowadzić do śmiertelnego skurczu oskrzelów. Myszy wielokrotnie poddawane wyzwaniu donosowemu z użyciem nośnika nie rozwinęły nadreaktywności dróg oddechowych, a przy wszystkich podanych dawkach CH pomiary RRS nie różniły się znacząco od wartości bazowych, co pokazują te reprezentatywne zapisy RRS w czasie rzeczywistym od myszy naiwnej oraz myszy poddanej sześciokrotnemu wyzwaniu alergenem, której podano kolejne dawki CH drogą dożylną przed pojawieniem się silnej A HR. Dominującym typem komórek w drogach oddechowych indukowanych przez alergen były neutrofile, co było zgodne z trendem dla A HR. Jednakże eozynofilia stopniowo nasilała się przy powtarzanym wyzwaniu alergenem, a eozynofile stały się liczebnie dominującym typem komórek w płynie BAL. Miało to miejsce po szóstym wyzwaniu, co zbiegło się z wyraźnym spadkiem liczby neutrofili.W grupie kontrolnej myszy poddanych działaniu PBS. Pomiary oporu dróg oddechowych również nie wykazały istotnych zmian w czasie. W tych myszach zaobserwowano także zwiększoną rekrutację makrofagów i neutrofili, ale nie eozynofili, do płynu z płukania przedsionka oskrzeli (BAL), co było zbliżone do zmian obserwowanych u myszy poddawanych jedynie powtarzalnemu pobieraniu płynu BAL.Właśnie pokazaliśmy, jak odwracalnie intubować myszy drogą doustną oraz jak uzyskać dostęp do linii dożylnej w celu zebrania danych z fizjologii dróg oddechowych i płynu zpłuczyny bronchoalveolarnej. Przed zastosowaniem tych technik u żywych zwierząt niezbędne jest przećwiczenie i dopracowanie każdej z nich osobno na zwierzętach martwych.Niezbędne jest ostrożne i delikatne obchodzenie się z materiałem oraz rygorystyczne przestrzeganie zasad aseptyki przez cały czas trwania procedury. To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

a-reversible-non-invasive-method-for-airway-resistance-measurements

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płucnych pęcherzyków myszy

Prezentujemy metodę niechirurgicznego podawania materiałów testowych do płuc znieczulonych myszy poprzez tchawicę. Metoda ta umożliwia ekspozycję płuc na patogeny bakteryjne i wirusowe, cytokiny, przeciwciała, koraliki, związki chemiczne lub barwniki. Ponadto opisujemy proces pobierania i przygotowania płuc oraz drenujących je węzłów chłonnych (LDLNs) do analizy metodą cytometrii przepływowej.

Niesurgicalna instylacja endotrachealna u myszy z analizą płuc oraz drenujących płuca węzłów chłonnych za pomocą cytometrii przepływowej

Eksperymentalne modele mysie astmy alergicznej oferują nowe możliwości badania patogenezy choroby oraz opracowywania nowych terapii. Modele te są odpowiednie do pomiaru czynników kontrolujących alergiczną odpowiedź immunologiczną, zapalenie dróg oddechowych i patofizjologię płuc.

Mysi model astmy indukowanej alergenem

Opisujemy technikę badawczą bronchoskopii światłowodowej i płukania oskrzelowo-pęcherzykowego za pomocą odsysania niskociśnieniowego. Technika ta służy do pobierania komórek odpornościowych z powierzchni oskrzelowo-pęcherzykowych płuc. Stosuje się znieczulenie miejscowe i łagodną świadomą sedację (midazolam). Badani dobrze tolerują zabieg i odczuwają minimalne skutki uboczne.

płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe (BAL) do badań; Uzyskanie odpowiedniej wydajności próbki

Ten film demonstruje użycie cytometrii przepływowej do identyfikacji i liczenia różnych komórek odpornościowych w płynie z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego. Początkowo pojedyncze komórki odpornościowe są identyfikowane za pomocą barwnika żywotności, a następnie następuje różnicowe barwienie powierzchniowych białek markerowych, co umożliwia precyzyjne wyliczenie każdego typu komórek.

Identyfikacja i liczenie komórek odpornościowych w płynie płucnym oskrzelowo-pęcherzykowym metodą cytometrii przepływowej

Niniejszy protokół zawiera szczegółowy opis krok po kroku procedur wymaganych do wykonania pomiarów mechaniki układu oddechowego, jak również oceny reakcji dróg oddechowych na wdychaną metacholinę u myszy przy użyciu techniki wymuszonej oscylacji (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Kanada).

Ocena mechaniki układu oddechowego u myszy przy użyciu techniki wymuszonej oscylacji

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Przedstawiamy protokół do oceny szybkości usuwania płynu z pęcherzyków płucnych lub obrzęku płuc u noworodków myszy za pomocą technologii obrazowania rentgenowskiego.

Obrazowanie rentgenowskie w czasie rzeczywistym objętości płynu płucnego w płucach noworodków myszy

Celem tego artykułu jest opisanie prostych metod, które znacznie pomogą w konfiguracji i analizie płuc myszy z rakiem płuc lub innymi patologiami. Przedstawiamy 3 protokoły do prostego i niezawodnego przeprowadzania wkraplania płuc, stabilizacji i pomiarów objętości płuc.

Metody wkraplania i utrwalania przydatne w badaniach nad rakiem płuc myszy

Stan zdrowia płuc jest odzwierciedlony przez typ i liczbę komórek odpornościowych, które są obecne w oskrzelikach płuc. Opisujemy technikę płukania oskrzelowo-pęcherzykowego, która umożliwia izolację i badanie nieprzylegających komórek i rozpuszczalnych czynników z dolnych dróg oddechowych myszy.

Płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe płuc myszy w celu analizy nacieku komórek zapalnych

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Tutaj opisujemy pomiar kaszlu za pomocą nieinwazyjnego systemu pletyzmografii całego ciała (WBP) w czasie rzeczywistym oraz procedury normatywne pobierania próbek tkanek myszy i wprowadzamy pewne metody oceny stanu zapalnego dróg oddechowych.

Metody wykrywania kaszlu i zapalenia dróg oddechowych u myszy

Poznaj odwracalną intubację doustną myszy do pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego. Ta metoda umożliwia wielokrotne badania fizjologii oddechowej.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania próbek płynu z płukania oskrzelowo-pęcherzykowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Przeglądaj więcej filmów