Name: Ambulatoryjny zapis EKG u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-05-27T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min
Description: Poznaj metodę telemetrii EKG u myszy do długoterminowego monitorowania aktywności serca. Technika ta umożliwia badanie arytmii i nagłych zgonów sercowych w modelach zwierzęcych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Mark McCauley jest wspierany przez grant szkoleniowy NIH 5T32HL066991-07
Xander Wehrens jest wspierany przez granty NIH/NHLBI 1R01HL091947-01A209 oraz 3R01HL089598-03S109

1. Przygotowanie telemetru do implantacji chirurgicznej
<ol>
 <li>Przed wprowadzeniem telemetru EKG do organizmu myszy należy upewnić się, że urządzenie jest sterylne i sprawne. Nowe urządzenia telemetryczne są zazwyczaj dostarczane przez producenta w stanie sterylnym. Telemetry EKG można ponownie wykorzystać, pod warunkiem, że urządzenie zostanie oczyszczone w 1% roztworze Tergazyme przez co najmniej 4 godziny. Po czyszczeniu w Tergazyme telemetr można przepłukać sterylną wodą. Dodatkowo należy zastosować środek dezynfekcyjny Wavicide-01 przez całą noc, aby wysterylizować telemetr EKG. Należy pamiętać o spłukaniu środka dezynfekcyjnego sterylną wodą na 48 godzin przed implantacją u myszy. Przechowywać w sterylnym pojemniku.</li>
 <li>Należy sprawdzić integralność przewodów telemetru, zarówno w odniesieniu do drutów przewodzących, jak i osłonki izolacyjnej. Nadajnik telemetryczny włącza się, przesuwając magnes w odległości do 5 cm od telemetru; sygnał należy przetestować za pomocą radia AM na częstotliwości 530. Sygnał powinien być silny i wyraźny, a jego intensywność i wysokość powinny zmieniać się podczas manipulacji przewodami. Należy zapisać numer modelu, numer seryjny telemetru oraz wartość kalibracji EKG. Producenci często zalecają, aby telemetr był włączony przez 24 godziny przed implantacją; szczegóły znajdują się w instrukcji obsługi konkretnego modelu urządzenia. W niniejszym przykładzie do implantacji wykorzystany zostanie telemetr firmy Data Sciences International (DSI).</li>
 <li>Przygotowanie przewodów telemetru polega na przycięciu przewodu ujemnego (białego) do długości około 3,5 cm oraz przewodu dodatniego (czerwonego) do 2,5 cm. Są to optymalne długości dla implantacji przewodu ujemnego w prawej części klatki piersiowej oraz przewodu dodatniego w lewej części brzucha (patrz ryc. 2). Następnie należy usunąć osłonkę izolacyjną, aby odsłonić 7 mm drutu. Końcówkę metalowego przewodu należy pokryć sterylnym superklejem, np. Vet-Bond, a następnie przymocować nakładki do metalowych końcówek. Zapobiegnie to erozji skóry spowodowanej obecnością przewodów. W celu elektrycznego wykrywania naturalnego rytmu serca odsłonięty powinien pozostać odcinek metalowego drutu o długości około 2-3 mm.</li>
</ol>
2. Chirurgiczne wszczepienie telemetru
 <ol>
 <li>W celu zastosowania techniki sterylnej w chirurgii myszy będą potrzebne sterylne rękawiczki, sterylny obłoż, a także szwy Prolene 6-0. Niezbędne będą również 2 pary wysterylizowanych pęset, 1 para nożyczek tępych, skalpel oraz igłotrzymacz. Instrumenty chirurgiczne można wysterylizować w sterylizatorze perłowym rozgrzanym do 250 °C. Przed użyciem należy wysterylizować i umyć telemetr zgodnie z wcześniejszym opisem.</li>
 <li>Mysz przygotowuje się do operacji, najpierw poddając ją znieczuleniu w komorze indukcyjnej przy użyciu 3% izofluranu w przepływie 0,5 L/min 100% O2. Aby utrzymać temperaturę znieczulonej myszy, należy zastosować matę grzewczą, np. pompę T, która cyrkuluje ciepłą wodę. Jeśli jest to konieczne, temperaturę można monitorować za pomocą sondy rektalnej. Po odpowiednim uspokojeniu myszy należy całkowicie ogolić brzuch i klatkę piersiową za pomocą strzyżarki elektrycznej. Przed przeniesieniem myszy do rurki o stałym przepływie należy ją ponownie znieczulić izofluranem; mysz układa się na plecach, głową w stronę przeciwną, a ogonem w stronę operatora. Łapy myszy należy przymocować taśmą do podgrzewanego stołu operacyjnego. Brzuch należy przetrzeć gazikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć pozostałości sierści i oczyścić pole operacyjne. Za pomocą gazików należy nanieść trzy oddzielne warstwy betadyny w celu dezynfekcji brzucha i klatki piersiowej. Prawidłowy poziom znieczulenia weryfikuje się poprzez ucisk łożyska paznokcia myszy. Po przygotowaniu myszy do operacji należy założyć sterylne rękawiczki i założyć sterylny obłoż na pole operacyjne.</li>
 <li>Implantacja telemetru do jamy otrzewnowej daje korzyść w postaci możliwości prowadzenia eksperymentów z zakresu fizjologii wysiłku. W przypadku implantacji do jamy otrzewnowej zabieg rozpoczyna się od wykonania skalpelem pionowego cięcia w linii pośrodkowej skóry nad brzuchem o długości około 2,5 cm. Należy ostrożnie oddzielić skórę od leżących poniżej tkanek łącznych za pomocą nożyczek tępych. Następnie wykonuje się pionowe cięcie w linii pośrodkowej w obrębie linea alba nad otrzewną o długości około 1,5 cm. Dodatkowo, powyżej (głowowo) cięcia otrzewnej należy wykonać mały otwór w otrzewnej, który będzie służył jako wyjście dla prowadników podskórnych. Podczas operacji należy utrzymywać pole operacyjne w wilgotnym stanie, okresowo zakraplając je sterylnym roztworem soli fizjologicznej.</li>
 <li>Telemetr należy wprowadzić do prawej jamy otrzewnowej. Do otworu znajdującego się powyżej telemetru wprowadza się pęsetę i wyciąga oba prowadniki przez otwór na prowadniki tak, aby wystawały one z otrzewnej. Należy użyć ciągłych szwów Prolene 6-0 do zamknięcia 1,5 cm pionowego cięcia w linii pośrodkowej otrzewnej.</li>
 </ol>
3. Implantacja elektrod i zamknięcie powłok brzusznych
 <ol>
 <li>Elektrody EKG są rozmieszczane w konfiguracji odprowadzenia II. Elektroda z białą/przezroczystą izolacją jest ujemna i zostaje umieszczona w lewej górnej części brzucha. Najpierw wykonaj nacięcie skóry o długości 0,5 cm w prawej górnej części klatki piersiowej myszy. Następnie, za pomocątępych nożyczek, utwórz tunel prowadzący z powrotem do nacięcia brzusznego. Przeciągnij elektrodę przez tunel i użyj szwy Prolene 6-0, aby przymocować elektrodę do mięśnia piersiowego. Upewnij się, że szew znajduje się nad odsłoniętą częścią elektrody i zapewnia dobry kontakt elektrody z leżącym pod nią mięśniem. Użyj drugiego szwu proksymalnie względem wspomnianego wcześniej, aby unieruchomić elektrodę w mięśniu. Zamknij nacięcie skóry za pomocą szwy Prolene 6-0.</li>
 <li>Elektrodę dodatnią (czerwona izolacja) umieść w lewej części brzucha, poniżej lewej przepony i poniżej serca. Elektroda zostaje przymocowana do podścielającej tkanki otrzewnej szwem Prolene 6-0 i powinna mieć dobry kontakt z tkanką otrzewną. Dodatkowe nacięcie na tym etapie nie jest konieczne, ponieważ miejsce implantacji elektrody znajduje się blisko pionowego nacięcia po linii środkowej, zatem można do niego łatwo dotrzeć w obrębie istniejącego pola operacyjnego. Należy pamiętać, że tkankę otrzewną należy unieść, aby uniknąć perforacji leżącego poniżej jelita.</li>
 <li>Zamknij powięź brzuszną i skórę kolejno warstwami za pomocą szwy Prolene 6-0.</li>
 </ol>
4. Opieka pooperacyjna
 <ol>
 <li>Niezwłocznie po operacji podaj myszy 0,1 mL buprenorfiny w stężeniu [1 mg/mL] w celu zapewnienia analgezji. Pozostaw mysz na podgrzewanej podkładce do czasu wybudzenia z narkozy. Jeśli operacja trwała dłużej niż &gt; 30 min lub jeśli mysz wydaje się odwodniona, można wstrzyknąć 0,2-0,3 mL jałowej soli fizjologicznej do otrzewnej w celu nawodnienia. W ramach standardowej procedury analgezji pooperacyjnej myszom podaje się buprenorfinę dwa razy dziennie przez trzy dni, a następnie co osiem godzin w razie potrzeby.</li>
 <li>Usuń betadynę za pomocą gazika nasączonego alkoholem, aby uniknąć podrażnień pooperacyjnych. Pamiętaj o zapisaniu masy ciała po operacji w celu późniejszej oceny stanu zdrowia zwierzęcia.</li>
 <li>Od 8 do 24 godzin po operacji podaj myszy dodatkową dawkę buprenorfiny w razie potrzeby; pozwoli to zmniejszyć ból oraz zredukować ryzyko przemieszczenia elektrody spowodowane drapaniem przez mysz miejsca operowanego.</li>
 </ol>
5. Reprezentatywne wyniki
Przy prawidłowym wykonaniu nacięcia brzuszne u myszy powinny być zamknięte, a pod skórą powinny znajdować się elektrody podskórne. Zazwyczaj mysz potrzebuje od 10 do 30 minut na wybudzenie z narkozy. Pełna rekonwalescencja po zabiegu trwa około 7-10 dni, co potwierdza odzyskanie utraconej pooperacyjnie masy ciała oraz normalizacja ruchomości.
Najczęstszym powikłaniem pooperacyjnym jest przerwanie ciągłości skóry przez elektrody kończyn w ciągu pierwszych 10 dni po zabiegu. Tego powszechnego powikłania można uniknąć poprzez trwałe przymocowanie elektrod podskórnych do tkanek podskórnych lub otrzewnej. Technika ta zapobiega powstawaniu luzów w przewodach, które podczas poruszania się myszy powodują ucisk i tarcie skóry. Choć zdarza się to rzadziej, z powodu błędów w technice sterylnej lub niepełnego oczyszczenia używanych telemetrów mogą wystąpić infekcje i sepsa.
Wyniki EKG mogą być rejestrowane przez macierz odbiorczą połączoną z oprogramowaniem do akwizycji danych, takim jak Data Sciences International (DSI). Wyniki przebiegu fali powinny zawierać wyraźnie zdefiniowaną załamkę P, oznaczającą depolaryzację przedsionków, a także zespół QRS, który oznacza depolaryzację komór, jak pokazano na poniższej Rysunku 3. Wysokiej jakości zapis EKG powinien charakteryzować się wyraźnie zdefiniowaną załamką P poprzedzającą wyraźnie zdefiniowany zespół QRS w stosunku 1:1. W przypadku myszy typu dzikiego sygnał tła powinien być niski, a odstępy R-R regularne. Zapis EKG złej jakości może wykazywać niewyraźne załamki P lub QRS bądź silny sygnał tła, co może utrudnić późniejszą analizę komputerową. Wadliwy zapis EKG można naprawić poprzez ponowną implantację elektrod telemetrii, zazwyczaj po jednej. Aby ponownie zaimplantować elektrodę telemetrii, należy podać myszy anestezję i za pomocą techniki chirurgicznej wykonać nacięcie skóry bezpośrednio nad odpowiednią elektrodą. Po uzyskaniu dostępu do elektrody należy przeciąć szew ją mocujący, przenieść elektrodę w pożądane miejsce, a następnie ponownie ją zamocować. Na koniec miejsce operacyjne należy zamknąć szwem 6-0 Prolene.
<img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Schemat telemetru EKG; oznaczone osłona, przewód, zaślepka; urządzenie do monitorowania pracy serca." data-altupdatedat="1761735611000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1: Przykład telemetru dla małych zwierząt z elektrodami dodatnią i ujemną. Zazwyczaj czerwony przewód jest elektrodą dodatnią, a biały przewód jest elektrodą ujemną. Każdy przewód powinien posiadać izolacyjną osłonę, 5-7 mm odsłoniętego drutu oraz plastikową zaślepkę na końcówce, która zapobiega przetracaniu się przewodu przez skórę.
<img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Schemat modelu gryzoni, urządzenie implantowalne, eksperyment neuromodulacyjny, układ elektrod." data-altupdatedat="1761735611000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2: Schemat przedstawiający prawidłowe miejsca implantacji telemetru u myszy. Biały przewód (ujemny) jest implantowany w prawej górnej części klatki piersiowej myszy, a czerwony przewód (dodatni) jest umieszczany w lewym brzuchu, tak aby telemetr rejestrował sygnał w konfiguracji „lead two”.
<img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Schemat prawidłowego przebiegu EKG, kompleks QRS, załamki P, analiza cyklu serca, interwały 0,25 s." data-altupdatedat="1761735611000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3: Reprezentatywny zapis EKG myszy w rytmie zatokowym. Załamki P reprezentują depolaryzację przedsionków, a kompleks QRS reprezentuje depolaryzację komór. Wysokiej jakości zapis powinien charakteryzować się wyraźnym załamkiem P poprzedzającym każdy kompleks QRS w stosunku 1:1.

<ol><li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li>
<li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2%2B+leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li>
<li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li>
<li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regul+Integr+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li>
<li>Costa-Goncalves, da, C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li>
<li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+electrocardiography%3A+an+interval+of+thirty+years%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li>
</ol>

Kluczowymi etapami tej procedury są właściwe oczyszczenie i przygotowanie myszy przed operacją z zachowaniem życia zwierzęcia. Prawidłowe oczyszczenie telemetru oraz miejsca operacyjnego u myszy znacząco poprawia wyniki pooperacyjne. Ponadto szczególną uwagę poświęconą rozmieszczeniu elektrod udaje się ograniczyć erozję skóry po operacji. Możliwe modyfikacje tej techniki obejmują alternatywne konfiguracje do oceny funkcji bocznej ściany LV (konfiguracja odprowadzenia I) lub wykorzystanie telemetru nie tylko do analizy pr...

<table><tbody><tr><td>Sterylizator do koralików Steri 250</td><td>Inotech</td><td>IS-250</td><td></td></tr><tr><td>Nożyce z tępymi końcami</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5980</td><td></td></tr><tr><td>Pincety z tępymi końcami (x2)</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS-5138</td><td></td></tr><tr><td>Weterynaryjny parownik do znieczulenia</td><td>Surgivet</td><td>Isotec 4</td><td></td></tr><tr><td>Pompa T/Pump</td><td>Gaymar Industries</td><td>P/N11184-000</td><td></td></tr><tr><td>Monofilamentowa nić chirurgiczna Propylene Blue</td><td>Ethicon Inc.</td><td>8718</td><td></td></tr><tr><td>Powlidon jodowy, 10%</td><td>Equate</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Gaziki nasączone alkoholem</td><td>PDI</td><td>B339</td><td></td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox, Inc.</td><td>21837-118</td><td></td></tr><tr><td>Wavidicde-01</td><td>Medical Chemical Corporation</td><td>Wavicide-01</td><td></td></tr><tr><td>Telemetr EKG</td><td>DataSciences International</td><td>EA-F20</td><td></td></tr></tbody></table>

ambulatoryjne zapisy ekg u myszy

Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetryjne rejestrowanie EKG u myszy jest niezbędne do zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw arytmii, zaburzeń przewodzenia oraz nagłego zgonu sercowego. Choć powierzchniowe EKG jest wykorzystywane do krótkotrwałych pomiarów odstępów w zapisie fali, nie jest ono praktyczne w przypadku długoterminowych badań zmienności rytmu serca lub rejestracji rzadkich epizodów arytmii. Implantowalne telemetry EKG oferują zalety w postaci prostej implantacji chirurgicznej, długoterminowej rejestracji elektrogramów u myszy w warunkach wolnego poruszania się oraz skalowalności poprzez jednoczesny zapis z wielu zwierząt. W niniejszej pracy przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą implantacji telemetrów do rejestracji EKG u myszy w warunkach wolnego poruszania się. Ścisłe przestrzeganie technik aseptyki jest wymagane dla uzyskania korzystnych wyników przeżywalności, umożliwiając implantację i rejestrację danych od kilku tygodni do kilku miesięcy. Tym samym implantowalna telemetria EKG stanowi cenne narzędzie do wykrywania krytycznych informacji na temat elektrofizjologii serca w ambulatoryjnych modelach zwierzęcych, takich jak mysz.

Telemetry EKG stała się niezbędnym narzędziem w ocenie modeli zwierzęcych pod kątem arytmii serca i nagłej śmierci sercowej. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą rejestracji telemetrycznego EKG w celu długoterminowego ambulatoryjnego monitorowania EKG u myszy.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

Telemetryjne rejestrowanie EKG u myszy jest niezbędne do zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw arytmii, zaburzeń przewodzenia oraz nagłej śmierci sercowej. Chociaż...

Przed rozpoczęciem zabiegu należy ogolić mysz, podać jej znieczulenie oraz wysterylizować brzuch i klatkę piersiową w planowanym miejscu operacyjnym. Za pomocą skalpela należy wykonać pionowe cięcie pośrodku brzucha, aby odsłonić otrzewną. Następnie należy wykonać kolejne pionowe cięcie w linii środkowej w obrębie otrzewnej w celu wprowadzenia telemetru. Wprowadź TER do prawej strony jamy brzusznej pod otrzewną, pozostawiając odsłonięte jedynie elektrody.Następnie zamknięto otrzewną, implantując podskórnie elektrody TER w taki sposób, aby elektroda ujemna (biała) została umieszczona w górnej części prawej klatki piersiowej, a elektroda dodatnia (czerwona) nad lewą górną częścią brzucha. Na koniec zamknięto skórę za pomocą szwów. Witam, nazywam się Mark McCauley i pochodzę z laboratorium Xandry Wearan w Departamencie Medycyny w Baylor College of Medicine.Dzisiaj zaprezentuję technikę implantacji telemetrii EKG u myszy. Stosujemy tę metodę do badania zmian częstotliwości oraz rytmu serca u myszy. Zacznijmy zatem.Przed wprowadzeniem nadajnika EKG TER do organizmu myszy należy upewnić się, że urządzenie jest sterylne i sprawne. Jest to przykład telemetru dla małych zwierząt firmy Data Sciences International z czerwonym przewodem dodatnim i białym przewodem ujemnym. Każdy przewód posiada izolacyjną osłonkę, dwa milimetry odsłoniętego drutu oraz plastikową końcówkę, która zapobiega przebiciu się przewodu przez skórę.Nowe urządzenia telemetryczne są zazwyczaj dostarczane przez producenta w stanie sterylnym, jednak TER-y mogą być ponownie wykorzystywane pod warunkiem oczyszczenia powietrznego przy użyciu roztworu zyme 1% przez ponad cztery godziny. Dodatkowo, w celu wysterylizowania telemetru EKG, należy zastosować środek dezynfekcyjny WA OFI O przez całą noc. Przed implantacją u myszy należy upewnić się, że środek dezynfekcyjny został spłukany sterylną wodą.Sprawdzić przewody telemetryczne pod kątem spójności zarówno przewodzących żył, jak i osłony izolacyjnej. Włączyć nadajnik telemetryczny za pomocą magnesu i przetestować sygnał za pomocą radia AM o częstotliwości 530. Sygnał powinien być silny i wyraźny, a jego intensywność i wysokość powinny zmieniać się podczas manipulowania przewodami.Zanotuj numer modelu, numer seryjny TER oraz wartość kalibracji EKG. Jeśli dotyczy, producenci często zalecają, aby urządzenie TER było włączone przez 24 godziny przed implantacją. Zapoznaj się z instrukcją obsługi konkretnego urządzenia TER.Aby przygotować elektrodę TER, utnij przewód ujemny (biały) do długości około 3,5 centymetra, a przewód dodatni (czerwony) do 2,5 centymetra. Są to optymalne długości przy implantacji elektrody ujemnej w prawej klatce piersiowej i elektrody dodatniej w lewej części brzucha. Następnie usuń izolacyjną osłonkę, aby odsłonić siedem milimetrów drutu.Końce metalnego prowadnika pokryj superglue, a następnie przymocuj kapturki do metalowych końcówek. Kapturki te zapobiegną erozji skóry spowodowanej obecnością prowadnika. Około dwóch do trzech milimetrów metalowego drutu powinno pozostać odsłonięte w celu elektrycznego wykrywania natywnego rytmu serca.Stosowanie technik sterylnych jest kluczowe podczas zabiegu chirurgicznego. Do implantacji telemetru potrzebne będą sterylne rękawiczki, sterylna obłożnica oraz sześć szwów Prolene O. Wszystkie narzędzia chirurgiczne należy wysterylizować w sterylizatorze szklanych kulek rozgrzanym do 250 °C.Zestaw ten zawiera dwie pary pęset, jedną parę nożyczek tępych, skalpel oraz igłotrzymacz. Należy pamiętać o wysterylizowaniu i umyciu TER zgodnie z opisem podanym wcześniej. Narzędzia te służą do przygotowania myszy do operacji.Najpierw podaj zwierzęciu znieczulenie w komorze indukcyjnej. Po potwierdzeniu za pomocą ucisku palca, że mysz jest odpowiednio uspokojona, całkowicie ogol brzuch i klatkę piersiową myszy za pomocą strzygarki elektrycznej. Ponownie znieczul mysz izofluranem, a następnie przenieś ją do rurki z anestezją o stałym przepływie.Umieść zwierzę w pozycji na plecach, z głową skierowaną w przód, a ogonem w stronę badacza. Przyklej łapy myszy do podgrzewanego stołu operacyjnego. Użyj mata grzewczego, aby utrzymać temperaturę znieczulonego zwierzęcia w wąskim zakresie 37 ± 1 °C.Do monitorowania temperatury można użyć sondy odbytniczej. Przetrzyj brzuch zwierzęcia wacikiem nasączonym alkoholem, aby usunąć ogolone włosy i oczyścić pole operacyjne. Trzykrotnie przemyj brzuch i klatkę piersiową wacikami z Betadyną w celu dezynfekcji. Na brzuch myszy nałóż jałową draperię w celu implantacji totera do jam ciała (dojścia otrzewnowego).Zacznij od wykonania skalpelem pionowego nacięcia w linii środkowej skóry nad brzuchem o długości około 2,5 centymetrów, używając tępych nożyczek chirurgicznych. Ostrożnie oddziel skórę od leżących poniżej tkanek łącznych. Następnie wykonaj pionowe nacięcie w linii środkowej w obrębie powłok brzusznych, nad otrzewną, o długości około 1,5 centymetrów.Dodatkowo należy wykonać niewielki otwór w otrzewnej, tuż głową w stosunku do nacięcia otrzewnej, który będzie służył jako wylot dla prowadników podskórnych. Podczas przeprowadzania operacji należy utrzymywać miejsce operacyjne w stanie wilgotnym, okresowo zakraplając sterylną sól fizjologiczną na pole operacyjne. Wprowadź TER do prawej jamy otrzewnej.Wprowadzić pęsetę do otworu powyżej TER i wyciągnąć oba przewody przez otwór na przewody tak, aby wystawały one poza otrzewną. Użyć szwów ciągłych z proliny 6-0 do zamknięcia 1,5 centymetrowego pionowego nacięcia w linii środkowej otrzewnej. Aby umieścić elektrody EKG w konfiguracji odprowadzenia II.Ujemny elektrod z białą przezroczystą osłoną zostanie umieszczony w prawym obszarze klatki piersiowej. Najpierw należy wykonać nacięcie skóry o długości 0,5 centymetra w górnej prawej części klatki piersiowej myszy. Następnie, za pomocą tępych nożyczek, należy utworzyć tunel prowadzący z powrotem do nacięcia brzusznego.Przeciągnij ujemny przewód przez tunel i użyj szwu Prolene o rozmiarze 6-0, aby przymocować przewód do mięśnia piersiowego. Upewnij się, że szew znajduje się nad odsłoniętą częścią przewodu i zapewnia dobry kontakt między odsłoniętym metalowym drutem a znajdującym się pod nim mięśniem. Użyj drugiego szwu proksymalnie względem poprzedniego, aby unieruchomić przewód w mięśniu.Zamknąć nacięcie skóry za pomocą dwóch szwów z polipropylenu. Elektrodę dodatnią umieszcza się w lewej części jamy brzusznej, poniżej lewej przepony i poniżej serca. W tym miejscu dodatkowe nacięcie nie jest konieczne, ponieważ miejsce implantacji elektrody znajduje się blisko pionowego nacięcia w linii środkowej.Użyj szwu z prolenu 6-0, aby przymocować elektrodę do leżącego pod nią mięśnia brzucha, upewniając się, że ma on dobry kontakt z tkanką. Na koniec kolejno zamknij mięsień brzucha i skórę warstwowo, używając szwów z prolenu 6-0. Zapewnij myszy odpowiednią opiekę pooperacyjną, zgodnie z opisem w tekście naszego protokołu.Teraz przedstawimy reprezentatywne wyniki prawidłowego zapisu EKG. Prawidłowe EKG myszy typu dzikiego wyraźnie pokazuje załamkę P, która reprezentuje depolaryzację przedsionków, a następnie zespół QRS, który reprezentuje depolaryzację komór. Zauważcie, że załamki P i QRS są wyraźnie odróżnialne od niewielkiego szumu tła oraz że każdej załamce P towarzyszy dokładnie jeden zespół QRS.Zauważmy również, że odległość między poszczególnymi załamaniami R, nazywana odstępem R-R, oraz odległość między poszczególnymi załamaniami P, nazywana długością cyklu zatokowego, są regularne, co wskazuje na to, że mysz znajduje się w prawidłowym rytmie zatokowym. Przedstawiliśmy zatem sposób implantacji elektrody ECG TER u myszy w celu ambulatoryjnego zapisu EKG. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby odpowiednio oczyścić elektrodę TER przed wprowadzeniem, umieścić wyprowadzenia w odpowiednich pozycjach, całkowicie zamknąć jamę brzuszną, a na koniec podać myszy odpowiednie leki przeciwbólowe po zabiegu.To już wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ambulatoryjny zapis EKG u myszy

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

Przedstawiono technikę chirurgiczną implantacji dostępnych komercyjnie nadajników telemetrycznych służących do ciągłego pomiaru biopotencjału (jednokanałowe EKG), częstotliwości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała oraz aktywności ruchowej u swobodnie poruszających się myszy. Zaprezentowano również zalecenia i protokoły dotyczące opieki pooperacyjnej i uśmierzania bólu w celu poprawy procesu rekonwalescencji, dobrostanu oraz przeżywalności zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.

Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej

Poniższy protokół opisuje metodologię pozyskiwania i analizy obrazów echokardiograficznych używanych do uzyskania objętości lewego przedsionka (LAV), średnicy aorty (Ao) i średnicy tętnicy płucnej (PA) u myszy. Technika ta jest nieinwazyjnym, nieterminalnym zabiegiem, który umożliwia ocenę funkcji krążeniowo-oddechowej.

Echokardiografia mysia lewego przedsionka, aorty i tętnicy płucnej

Ten artykuł przedstawia metodę wielokrotnych pomiarów wentylacji i aktywności mięśni oddechowych w swobodnie zachowującym się modelu myszy ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS) podczas postępu choroby za pomocą pletyzmografii całego ciała i elektromiografii za pomocą wszczepionego urządzenia telemetrycznego.

Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Tutaj prezentujemy protokół nieinwazyjnej elektrokardiografii (EKG), zoptymalizowany dla myszy po urodzeniu, który nie wymaga stosowania środków znieczulających.

Nieinwazyjna elektrokardiografia u myszy okołoporodowej

Prezentujemy protokół EKG, który jest technicznie łatwy, tani, szybki i przystępny cenowo dla małych myszy, i może być wykonywany z większą czułością. Sugerujemy tę metodę jako podejście przesiewowe do badania czynników farmakologicznych, modyfikacji genetycznych i modeli chorób u myszy.

Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II

Baroreflex to mechanizm regulacji tętna przez autonomiczny układ nerwowy w odpowiedzi na zmiany ciśnienia krwi. Opisujemy technikę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu nadajników telemetrycznych do ciągłego i jednoczesnego pomiaru elektrokardiogramu i ciśnienia krwi u myszy. Może to określać spontaniczną wrażliwość baroodruchową, ważny marker prognostyczny chorób sercowo-naczyniowych.

Implantacja połączonych telemetrycznych przetworników EKG i ciśnienia krwi w celu określenia spontanicznej wrażliwości barorefleksu u przytomnych myszy

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dla półautomatycznego podejścia do analizy mysich danych z długoterminowej elektrokardiografii (EKG) dla podstawowych parametrów EKG i częstych zaburzeń rytmu serca. Dane są uzyskiwane przez wszczepialne nadajniki telemetryczne u żywych i przytomnych myszy i analizowane za pomocą Ponemah i jego modułów analitycznych.

Analiza długoterminowych zapisów elektrokardiograficznych w celu wykrycia arytmii u myszy

Elektrokardiogram (EKG) jest kluczową zmienną do zrozumienia elektrofizjologii serca. Ćwiczenia fizyczne mają korzystne działanie, ale mogą być również szkodliwe w kontekście chorób układu krążenia. Manuskrypt ten przedstawia metodę rejestrowania EKG w czasie rzeczywistym podczas ćwiczeń, która może służyć do zbadania jego wpływu na elektrofizjologię serca u myszy.

Monitorowanie elektrokardiogramu w czasie rzeczywistym podczas treningu na bieżni u myszy

Poznaj metodę telemetrii EKG u myszy do długoterminowego monitorowania aktywności serca. Technika ta umożliwia badanie arytmii i nagłych zgonów sercowych w modelach zwierzęcych.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

Przeglądaj więcej filmów