Name: Ogólnoustrojowe i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 51 s
Description: Poznaj metody ogólnoustrojowego i miejscowego dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego w modelach myszy, w tym wstrzyknięcia dożylne, dootrzewnowe, przezprzewodowe oraz infuzję z wykorzystaniem CED.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01426 Pragniemy podziękować Raquel Santos za pomoc techniczną.

1. Metody podaży systemowej
Choć systemiczne podawanie leków nie jest najskuteczniejszą metodą osiągania wysokich stężeń preparatów w OUN, jest ono wygodne i dobrze tolerowane przez pacjentów. W niniejszym materiale zaprezentujemy prawidłowe procedury dla trzech rutynowo stosowanych metod podawania systemicznego: iniekcji dożylnej, iniekcji dosmaxWidth peritonealnej oraz zgłębnika doustnego.
A. Iniekcja dożylna (iniekcja do żyły ogonowej)
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem procedury należy zapisać masę ciała każdej myszy. Podobnie jak we wszystkich badaniach przedklinicznych, masę ciała należy monitorować regularnie (co najmniej dwa razy w tygodniu), aby ocenić potencjalną toksyczność leku. Jednorazowo nie należy wstrzykiwać objętości przekraczającej 1% masy ciała myszy. Na przykład w przypadku myszy o masie 20g nie należy wstrzykiwać więcej niż 0,2mL płynu. Wszystkie płyny wstrzykiwane dożylnie powinny zostać wysterylizowane odpowiednią metodą.</li>
	<li>Mysz należy ogrzewać przez 5-10 minut za pomocą mata grzewczego lub lampy grzewczej w celu rozszerzenia żyły ogonowej. W przypadku stosowania lampy grzewczej należy przez cały czas monitorować mysz, aby uniknąć hipertermii.</li>
	<li>Mysz przenosi się do urządzenia stabilizującego, które unieruchamia zwierzę, zapewniając jednocześnie dostęp do żyły ogonowej (patrz wideo). W ogonie myszy widoczne są cztery naczynia: naczynia po stronie grzbietowej i bocznych to żyły, a naczynie po stronie brzusznej to tętnica. Aby uzyskać dostęp do żyły ogonowej, ogon myszy należy chwycić w najbardziej dystalnym punkcie i obrócić o 90 stopni tak, aby żyła była skierowana do góry. Miejsce wstrzyknięcia należy oczyścić gazikiem nasączonym alkoholem, a następnie wprowadzić strzykawkę insulinową 28g do żyły, skierowując ścięcie igły do góry (patrz wideo). Jeśli igła jest prawidłowo umieszczona w żyle, powinna przesuwać się swobodnie i bez oporu. Lek należy wstrzykiwać powoli, przy stałym nacisku, przez 5-10 sekund. Jeśli na ogonie pojawi się pęcherz, należy przerwać wstrzykiwanie, ponieważ oznacza to, że igła nie znajduje się już w żyle.</li>
	<li>Po wstrzyknięciu należy delikatnie uciskać miejsce wkłucia, aż krwawienie ustanie. Zazwyczaj trwa to 30-60 sekund. Mysz należy monitorować przez 5-10 minut po iniekcji, aby upewnić się, że nie występuje dalsze krwawienie.</li>
</ol>
B. Iniekcja dosytronnicza
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem iniekcji należy pobrać lek do strzykawki z igłą 28g. Należy upewnić się, że w strzykawce jest miejsce na cofnięcie tłoka przed iniekcją (np. w przypadku iniekcji 200μL, należy upewnić się, że pojemność strzykawki wynosi 300μL lub więcej).</li>
	<li>Wyjąć mysz z klatki za ogon i umieścić ją na teksturowanej powierzchni, aby mysz miała się czego chwycić. Zazwyczaj wystarczająca jest pokrywa klatki. Pozwolić myszy wyprostować ciało, a następnie niedominującą ręką chwycić skórę na grzbiecie myszy, dbając o to, by lekko uścisnąć jak najwięcej skóry między kciukiem, palcem wskazującym a środkowym (patrz wideo). Przewrócić mysz tak, aby brzuch był skierowany do góry. Jeśli mysz może swobodnie poruszać głową, należy puścić chwyt i spróbować ponownie, aby uniknąć ugryzienia podczas iniekcji.</li>
	<li>Dominującą ręką podnieść strzykawkę i wprowadzić igłę pod kątem 30 stopni w dolny lewy kwadrant brzucha myszy (patrz wideo). Trzymanie myszy w lekkim odwróceniu pomoże odsunąć organy od miejsca iniekcji. Aby upewnić się, że igła znajduje się w jamie otrzewnowej, należy delikatnie odciągnąć tłok strzykawki. Jeśli w strzykawce pojawi się jakikolwiek płyn lub krew, oznacza to, że igła nie znajduje się w jamie otrzewnowej i należy ją wyciągnąć. Jeśli do strzykawki nie zostanie zassany żaden płyn, należy wstrzyknąć zawartość strzykawki równomiernym naciskiem w czasie 1-5 sekund i wypuścić mysz.</li>
	<li>Obserwować mysz przez 5-10 minut po iniekcji, aby upewnić się, że powróci ona do normalnego poziomu aktywności.</li>
</ol>
C. Podanie doustne (gavage)
<ol>
	<li>Przed przystąpieniem do iniekcji zmierz masę ciała myszy. Maksymalna objętość, jaką można podać drogą zgłębnika (gavage), wynosi 10mL na kilogram masy ciała. Na przykład maksymalna objętość dla myszy o masie 20g wyniosłaby 200μL. Próba podania większych objętości może spowodować refluks, co doprowadzi do niepełnego podania leku. Jeśli konieczne jest podanie objętości większych niż wskazano powyżej, w ciągu 24 godzin można podać do trzech dawek.</li>
	<li>Aby uniknąć przebicia przełyku, ważne jest zmierzenie długości igły zgłębnika dla każdej myszy. Przyłóż zakrzywioną igłę do zgłębnika z zaokrąglonym końcem o rozmiarze 18g do ostatniego żebra myszy, a następnie zaznacz długość na wysokości czubka głowy myszy za pomocą niezmywalnego markera (patrz wideo). Podczas podawania preparatu zaznaczenie to będzie punktem zatrzymania podczas wprowadzania igły do pyska myszy.</li>
	<li>Utrzymaj mysz, stosując ten sam chwyt dłonią, co przy iniekcji doszpikowej. Wprowadź igłę zgłębnika do pyska, nad język, a następnie przesuń igłę przez gardło. Nie wprowadzaj igły poza punkt zatrzymania. Igła powinna wchodzić gładko, bez żadnego oporu (patrz wideo). Jeśli poczujesz opór, przerwij procedurę i wycofaj igłę, aby uniknąć wstrzyknięcia płynu do płuc.</li>
	<li>Po umieszczeniu igły w odpowiedniej pozycji naciśnij tłok w ciągu 1-5 sekund, a następnie wyjmij igłę pod tym samym kątem, pod którym została wprowadzona. Obserwuj mysz przez 5-10 minut, zwracając szczególną uwagę na wszelkie oznaki trudności w oddychaniu, które mogą wskazywać na dostanie się płynu do płuc.</li>
</ol>
2. Dostarczanie miejscowe
Ostra konwekcyjna metoda dostarczania leków (CED)
A. Konstrukcja sondy
Kaniula do CED dla gryzoni, odporna na refluks, nie jest jeszcze dostępna w sprzedaży. W niniejszej pracy zaprezentujemy metodę konstrukcji kaniuli, która została zaadaptowana z metody opisanej po raz pierwszy przez Krauze et al (Krauze 2005).
<ul>
	<li>Kaniula składa się z trzech części (Rysunek 1): rurki krzemionkowej o średnicy 100uM, przez którą przepływa infuzat, sztywnej metalowej igły zapewniającej wsparcie strukturalne oraz elastycznej rurki teflonowej służącej do ładowania infuzatu.</li>
	<li>Aby uzyskać sztywną metalową igłę, należy użyć otwartego płomienia do stopienia plastiku w cewniku Surflo IV (stilet 24g), a następnie za pomocą pęsety wyjąć metalową igłę. Reszta cewnika może zostać zutylizowana. Za pomocą żyletki należy odciąć odcinek rurki krzemionkowej (OD 0,163mm), nieco dłuższy niż metalowa igła. Rurkę krzemionkową należy zanurzyć w małej kropli szybkoutwardzalnego kleju na bazie cyjanoakrylanu (np. Krazy Glue), dbając o to, aby nie doprowadzić do kontaktu kleju z końcami rurki. Następnie należy wsunąć rurkę krzemionkową do metalowej igły i pozostawić do wyschnięcia na 5 minut.</li>
	<li>Po wyschnięciu rurka krzemionkowa powinna być mocno przymocowana do igły. Końce krzemionki należy przyciąć tak, aby 2mm rurki krzemionkowej wystawał z ostrza igły, a 3mm rurki krzemionkowej wystawał z jej płaskiego końca (patrz wideo).</li>
	<li>Należy odciąć odcinek rurki teflonowej o długości 20 cm. Metalową igłę należy zanurzyć w małej kropli kleju, ponownie dbając o to, aby nie dostał się on na końce rurki krzemionkowej, co mogłoby zapchać kaniulę. Igłę należy wsunąć do rurki teflonowej na głębokość 1cm. Pozostawić do wyschnięcia na 1 minutę. Za pomocą pistoletu do kleju należy nanieść kroplę kleju na gorąco na połączenie metalowej igły i rurki teflonowej (patrz wideo). Należy upewnić się, że całe połączenie jest pokryte z każdej strony i pozostawić do wyschnięcia na co najmniej 1 godzinę. Kaniule można przygotować z tygodniowym wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze pokojowej.</li>
</ul>
B. Procedura infuzji
<ul>
	<li>Aby przygotować obszar operacyjny, wszystkie powierzchnie należy spryskać środkiem dezynfekującym, np. 2% roztworem chlorheksydyny. Podczas procedury należy stosować sterylne rękawice chirurgiczne. Następnie powierzchnie należy przykryć chłonnymi obłożeniami. W obszarze operacyjnym należy przygotować następujące materiały:
 <ul>
 	<li>Mata grzewcza do utrzymania temperatury ciała myszy</li>
		<li>Dwie małe szalki Petriego; jedna zawierająca 3% nadtlenek wodoru, a druga zawierająca 2% chlorheksydynę</li>
		<li>Sterylna gaza i patyczki bawełniane</li>
		<li>Sterylne skalpele jednorazowe (numer 21)</li>
		<li>Sterylne igły 22G</li>
		<li>Stereotaktyczny przyrząd do myszy</li>
		<li>Strzykawkowy pompa do dozowania z kontrolowaną prędkością</li>
		<li>Autoklawowany zszywacz do skóry myszy, zszywki i usuwacz zszywek</li>
 </ul>
 </li>
	<li>Aby przygotować kaniulę CED, należy podłączyć strzykawkę o pojemności 1 ml do rurki teflonowej za pomocą zestawu plastikowych adapterów do strzykawek. Kaniulę należy przymocować do zestawu stereotaksycznego w taki sposób, aby była prostopadła do powierzchni operacyjnej (patrz wideo). W celu dezynfekcji kaniuli należy napełnić strzykawkę 1 ml 70% etanolem i nacisnąć tłok, aby przepuścić etanol przez kaniulę. Proces ten należy powtórzyć, używając sterylnej soli fizjologicznej, a następnie sprawdzić, czy w miejscach połączeń kaniuli nie występują żadne wycieki. Aby zdezynfekować zewnętrzną część kaniuli, należy ją delikatnie przetrzeć gazikiem nasączonym 70% etanolem.</li>
	<li>Wypełnij kaniulę sterylnym roztworem soli fizjologicznej, a następnie odciągnij tłok strzykawki tak, aby do kaniuli dostał się niewielki pęcherzyk powietrza. Pęcherzyk ten oddzieli wlew od soli fizjologicznej znajdującej się w kaniuli. Następnie nabierz wlew do strzykawki (patrz wideo). Podłącz strzykawkę do pompy infuzyjnej i zapowietrz pompę, uruchamiając kaniulę na krótki czas.</li>
	<li>Uspokój mysz, podając w zastrzyku środek anestetyczny, a następnie przygotuj skórę, przecierając ją kilkukrotnie (przez 5–10 sekund) sterylną gazą nasączoną 2% roztworem chlorheksydyny. Aby zapewnić odpowiednie nawilżenie podczas zabiegu, do oka myszy należy nanieść maść oftalmiczną. Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj nacięcie strzałkowe wzdłuż centrum czaszki o długości około 1,5 cm (patrz wideo). Następnie oczyść powierzchnię czaszki za pomocą patyczka kosmetycznego nasączonego 3% roztworem nadtlenku wodoru. Należy uważać, aby nadtlenek wodoru nie dostał się do oczu myszy. Na tym etapie linie szwów czaszki powinny być widoczne; jeśli nie są, delikatnie przemyj czaszkę nowym patyczkiem nasączonym 3% roztworem nadtlenku wodoru.</li>
	<li>Zidentyfikuj bregma (Rysunek 2) następnie odmierzyć 2 mm w prawo i 1 mm tylnie od tej struktury, aby zlokalizować miejsce infuzji. Za pomocą sterylnej igły 22G delikatnie wykonać otwór w czaszce w tym punkcie, obracając igłę przy kontakcie z kością (patrz w filmie). Należy unikać forsownego wciskania igły w głąb czaszki.</li>
	<li>W tym momencie mysz należy umieścić w aparacie stereotaktycznym i rozpocząć podawanie anestetyku drogą wziewną (patrz. wideo). Anestetyk należy podawać w niskim stężeniu (1%), uważnie monitorując częstość oddechów myszy i odpowiednio dostosowując dawkę środka anestetycznego.</li>
	<li>Umieść kaniulę nad otworem w czaszce, a następnie opuść ją na 3 mm poniżej powierzchni czaszki. Rozpocznij infuzję, stosując następujące szybkości i czasy trwania:
 <table border="0">
		<tbody>
			<tr>
				<td>0.1 μL/min przez 5 minut</td>
				<td rowspan="5"><img src="/files/ftp_upload/1992/1992tablefigure.png" alt="Równanie objętości całkowitej, 10 µL, ilustracja wzoru, notacja pomiaru naukowego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Objętość całkowita 10 µl"></td>
 		</tr>
 		<tr>
				<td>0.2 μL/min przez 5 minut</td>
			</tr>
 		<tr>
				<td>0.5 μL/min przez 5 minut</td>
			</tr>
 <tr>
				<td>.8 μL/min przez 7,5 minuty</td>
			</tr>
			<tr>
 	<td>WYŁ. przez 1 minutę</td>
			</tr>
	</tbody>
</table>
</li>
	<li>Po zakończeniu infuzji powoli usuń kaniulę i przemyj czaszkę 3% nadtlenkiem wodoru. W miejsce otworu nałóż sterylny wosk kostny (patrz wideo). Za pomocą pęsety zbliż brzegi skóry nad czaszką i zamknij ranę za pomocą zszywek. W celu pooperacyjnego uśmierzenia bólu należy podać buprenorfinę.</li>
	<li>Monitoruj mysz po zabiegu, aż odzyska ona przytomność i sprawność ruchową. Ze względu na czas trwania procedury, pełny powrót do aktywności może potrwać do jednej godziny. W tym czasie umieść klatkę z myszą na podkładce grzewczej, aby zapobiec hipotermii; nie umieszczaj myszy w trakcie rekonwalescencji w jednej klatce z innymi aktywnymi myszami.</li>
 <li>Zszywki skórne należy usunąć tydzień po operacji.</li>
</ul>
C. Obrazowanie in vivo
Infuzat znakowany fluorescencyjnie może być obrazowany po podaniu metodą CED, a zmiany w intensywności oraz lokalizacji sygnału mogą być monitorowane. Zazwyczaj najlepiej jest odczekać 2-3 godziny po infuzji przed przystąpieniem do obrazowania, aby mysz mogła dojść do siebie po zabiegu.
<ul>
	<li>Do znieczulenia podczas obrazowania należy zastosować niskie stężenie anestetyku wziewnego. Mysz należy umieścić grzbietem do góry w stacji obrazowania (np. IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). Obraz należy zarejestrować, stosując odpowiednie ustawienia filtra dla obrazowanego fluoroforu. W przypadku CED prawidłowa infuzja powinna wykazać obecność większości materiału w mózgu w pobliżu miejsca infuzji (Rysunek 3).</li>
</ul>
3. Reprezentatywne wyniki
Brak reakcji niepożądanej po podaniu terapii jest istotnym wskaźnikiem prawidłowego wykonania wstrzyknięcia. Na przykład po wstrzyknięciu do żyły ogonowej nie powinno nastąpić żadna zmiana w wyglądzie (np. rozmiarze, kolorze) ogona. Pojawienie się pęcherzyka lub obrzęku po wstrzyknięciu do żyły ogonowej wskazywałoby na podanie terapii drogą podskórną, a nie dożylną. W przypadku wstrzykiwań doszpikowych, wybrzuszenie skóry lub odbarwienie brzucha może wskazywać na wstrzyknięcie podskórne lub uszkodzenie struktur wewnętrznych. Podczas zgłębnikowania przełykowego u myszy trudności w oddychaniu lub kaszel mogą wskazywać na to, że płyn został wstrzyknięty do płuc, a nie do żołądka.
W przypadku CED funkcji neurologicznych ma się kluczowe znaczenie dla oceny powodzenia podania terapii. Mysz wykazująca drgawki lub hemiparezę mogła zostać poddana nieprawidłowej infuzji. Jeśli zastosowano fluorescencyjny infuzat, do oceny powodzenia podania można wykorzystać obrazowanie in vivo (Rycina 3). Jeśli infuzat nie zlokalizował się w miejscu wstrzyknięcia, infuzja nie powiodła się.
<img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig1.jpg" alt="Układ jonizacji elektrorsprajowej; rurka krzemionkowa, igła; schemat, sprzęt do spektrometrii mas." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> Rysunek 1: Kaniula CED i zestaw chirurgiczny. Przedstawiono podstawowe elementy zestawu chirurgicznego do dostarczania wspomaganego konwekcją. Pompa do mikroinfuzji (A) jest podłączona do kaniuli infuzyjnej (B, pokazana w powiększeniu u góry). Rama stereotaktyczna (C) służy do pozycjonowania sondy. Na obrazie nie przedstawiono sprzętu do ogrzewania i znieczulania, który jest również stosowany podczas procedury.
<img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig2.jpg" alt="Schemat przedstawiający miejsce wstrzyknięcia celujące w obszary mózgu, z zaznaczonymi szwami i współrzędnymi bregma." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> Rysunek 2: Linie szwów czaszki myszy. Miejsce infuzji CED (czerwona gwiazdka) można zlokalizować poprzez zidentyfikowanie przecięcia szwu strzałkowego i czołowego (bregma), a następnie odmierzenie 2 mm bocznie i 1 mm tylnie od bregma.
<img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig3.jpg" alt="Eksperyment z infuzją do mózgu, rozkład na mapie ciepła, widoki od góry i boczne, analiza obrazowania." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> Rysunek 3: Reprezentatywne wyniki skutecznej CED. Liposomy znakowane dalekoczerwonym barwnikiem fluorescencyjnym zostały wprowadzone do mózgu myszy za pomocą CED i obrazowane zarówno in vivo, jak i ex vivo. Skuteczna infuzja objawia się sygnałem fluorescencyjnym zlokalizowanym w miejscu infuzji zarówno in vivo (A), jak i ex vivo (B). Sygnał powinien być zlokalizowany w infuzowanej półkuli bez wycieku do półkuli przeciwległej.
<img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig4.jpg" alt="Analiza miejsca infuzji w modelu mózgu; widoki od góry i boczne podkreślają eksperymentalne lokalizacje infuzji." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> Rysunek 4: Reprezentatywny obraz udanej CED do pnia mózgu szczura. Do pnia mózgu szczura wprowadzono liposomy znakowane fluorescencyjnie. U szczurów można wprowadzić do 20μL. Zwiększona grubość czaszki szczura oraz głębokość iniekcji uniemożliwiły obrazowanie in vivo, lecz prawidłową lokalizację infuzji można było zweryfikować za pomocą obrazowania ex vivo wypreparowanego mózgu.

<ol><li>Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).</li>
<li>Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+convection-enhanced+delivery+of+gemcitabine+or+carboplatin+in+a+malignant+glioma+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats.</a> J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).</li>
<li>Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canine+model+of+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+containing+CPT-11+monitored+with+real-time+magnentic+resonance+imaging%3A+laboratory+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation.</a> J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).</li>
<li>Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+brain+infusion+of+glial+cell+line-derived+neurotrophic+factor+in+Parkinson+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.</a> Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).</li>
<li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+novel+therapeutic+agents+in+tumors%3A+physiological+barriers+and+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Inst%22%5BJournal%5D)">Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies.</a> J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).</li>
<li>Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reflux-free+cannula+for+convection-enhanced+high-speed+delivery+of+therapeutic+agents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents.</a> J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).</li>
<li>Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+of+real-time+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+to+primate+brain%3A+a+long-term+retrospective%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective.</a> Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).</li>
<li>Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time%2C+image-guided%2C+convection-enhanced+delivery+of+interleukin+13+bound+to+pseudomonas+exotoxin%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin.</a> Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 Forthcoming.</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOzawa%2C+T+%22CNS+Cancer%3A+Models%2C+Markers%2C+Prognostic+Factors%2C+Targets%2C+and+Therapeutic+Approaches%22">CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches</a>. Van Meir, E. , Humana Press-Springer. New York, NY. 147-162 (2009).</li>
<li>Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+convection-enhanced+delivery+of+viruses+and+virus-sized+particles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles.</a> J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).</li>
<li>UCSF Animal Care & Use Program - Standard Procedures & Guidelines [Internet]. , University of California, San Francisco. San Francisco, California. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.iacuc.ucsf.edu/Policies/awStandardProcedures.asp">http://www.iacuc.ucsf.edu/Policies/awStandardProcedures.asp</a> Forthcoming.</li>
<li>Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection-enhanced+delivery+of+a+topoisomerase+I+inhibitor+%28nanoliposomal+topotecan%29+and+a+topoisomerase+II+inhibitor+%28pegylated+liposomal+doxorubicin%29+in+intracranial+brain+tumor+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Neuro+Oncol%22%5BJournal%5D)">Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts.</a> Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).</li>
</ol>

Wszystkie przedstawione tutaj procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt UCSF.

Przedkliniczna ocena skuteczności każdego środka terapeutycznego musi uwzględniać właściwości farmakologiczne substancji oraz charakterystykę docelowej tkanki. Choć systemowe metody podawania są zazwyczaj łatwiejsze w zastosowaniu i lepiej tolerowane przez pacjentów, selektywność bariery krew-mózg często wymusza miejscowe dostarczanie terapii w leczeniu chorób OUN. W niniejszej pracy zaprezentowaliśmy jedną z metod bezpośredniego dostarczania leków do mózgu: CED. Inne formy miejscowego podawania do mózgu obejmują bezpośrednią administrację do płynu mózgowo-rdzeniowego, wtryskiwanie bolusa bezpośrednio do guza oraz iniekcje dokomorowe. W przypadku tych metod krytyczne znaczenie ma zdolność dyfuzji preparatu terapeutycznego, przy czym słaba dyfuzja ogranicza obszar pokrycia do kilku milimetrów od miejsca wstrzyknięcia (Jain 1989, Bobo 1994). W przeciwieństwie do nich, CED wykorzystuje nadciśnienie w celu zwiększenia obszaru dystrybucji leku (Bobo 1994), umożliwiając jednocześnie celowane dostarczenie substancji terapeutycznej do konkretnych struktur neuroanatomicznych. W naszym laboratorium z powodzeniem przeprowadziliśmy procedurę CED w pniu mózgu, a także w jądrze ogoniastym i skorupie u gryzoni (Rysunek 4).
Zdolność do przeprowadzania CED w modelach gryzoni stała się coraz bardziej istotna w związku z rosnącym zainteresowaniem maksymalizacją skuteczności terapeutycznej przy leczeniu różnych typów chorób OUN. CED można wykorzystać do dostarczania różnych substancji, w tym oczyszczonych białek, leków małocząsteczkowych oraz wirusów (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007). Zakres chorób, które mogą być leczone za pomocą CED, obejmuje nowotwory OUN (Yamashita 2007), a także choroby neurodegeneracyjne, takie jak choroba Parkinsona (Gill 2003). W miarę rozwoju badań nad CED wzrasta analogicznie zapotrzebowanie na obrazowanie in vivo terapii podawanej tą metodą. Choć obrazowanie fluorescencyjne zaprezentowane w niniejszym materiale prawdopodobnie nie byłoby widoczne przez ludzką czaszkę, inne metody wykorzystujące jednoczesną infuzję środków kontrastowych do MRI (Dickinson 2008) budzą zainteresowanie pod kątem oceny możliwości monitorowania infuzatów u pacjentów z chorobami OUN.

<table><tbody><tr><td>2% Chloreksydyna</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9756995</td><td>znana jako Nolvasan&amp;#8221;</td></tr><tr><td>Igła 20g</td><td>BD Biosciences</td><td>305175</td><td></td></tr><tr><td>Igła 28g (ze strzykawką)</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-004-270</td><td>znana jako strzykawka insulinowa</td></tr><tr><td>3% Nadtlenek wodoru</td><td>Fisher Scientific</td><td>H312P-4</td><td>Przechowywać z dala od światła</td></tr><tr><td>Patyczki bawełniane</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-100</td><td>Autoklawować przed użyciem</td></tr><tr><td>Klej na bazie cyjanoakrylanu</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9592632</td><td>znany jako Krazy Glue&amp;#8221;</td></tr><tr><td>Skalpele jednorazowe</td><td>Feather Safety Razor Co, Ltd.</td><td>2975</td><td>Nr 21</td></tr><tr><td>Gaza</td><td>Fisher Scientific</td><td>22028563</td><td>Autoklawować przed użyciem</td></tr><tr><td>Podkładka grzewcza</td><td>Dunlap</td><td>HP950</td><td></td></tr><tr><td>Kaniula dożylna</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-841-20</td><td></td></tr><tr><td>Pompa infuzyjna</td><td>BASi</td><td>MD-1000, MD-1001</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie Living Image</td><td>Caliper Life Sciences</td><td>Kontakt w celu uzyskania wyceny</td><td></td></tr><tr><td>Maść oftalmiczna</td><td>Cardinal Health</td><td>1272830</td><td>znana jako Akwa Tears&amp;#8221;</td></tr><tr><td>Plastikowe adaptery do strzykawek</td><td>Upchurch Scientific</td><td>P-604, P-200NX, P-215X, P-630</td><td>Pasują do strzykawek z Luer Lock</td></tr><tr><td>Przewody krzemionkowe</td><td>Polymicro Technologies</td><td>2000020</td><td></td></tr><tr><td>Zszywacz do skóry, zszywki, usuwacz</td><td>Stoelting Co.</td><td>59020</td><td></td></tr><tr><td> Rama stereotaktyczna</td><td>Stoelting Co.</td><td>51725</td><td></td></tr><tr><td>Przewody teflonowe</td><td>Upchurch Scientific</td><td>1520</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Lumina</td><td>Caliper Life Sciences</td><td>Kontakt w celu uzyskania wyceny</td><td></td></tr></tbody></table>

systemiczne i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Gruntowne badania przedkliniczne leków ukierunkowanych na ośrodkowy układ nerwowy (OUN) obejmują analizę dróg podania oraz biodystrybucji substancji w celu oceny skuteczności terapeutycznej. Spośród dwóch głównych klasyfikacji podawania leków — miejscowego i ogólnoustrojowego — podejścia ogólnoustrojowe są często preferowane ze względu na łatwość aplikacji. Jednak podawanie ogólnoustrojowe może skutkować osiągnięciem nieoptymalnego stężenia leku w OUN, co może prowadzić do błędnych wniosków dotyczących skuteczności substancji. Metody miejscowego podawania leków są bardziej inwazyjne, lecz mogą być niezbędne do osiągnięcia terapeutycznych poziomów leku w OUN. W niniejszym materiale prezentujemy prawidłową technikę trzech dróg ogólnoustrojowego podawania leków: wstrzyknięć dożylnych, wstrzyknięć doszprownych oraz zgłębnika dożołądkowego. Dodatkowo przedstawiamy metodę miejscowego podawania leku do mózgu: konwekcyjną metodę dostarczania (CED). W celu obrazowania in vivo oraz weryfikacji prawidłowego podania leku wykorzystano związki znakowane fluorescencyjnie. Metody są zaprezentowane na modelach mysich, ale można je łatwo dostosować do zastosowania u szczurów.

Gruntowne testy przedkliniczne leków działających w ośrodkowym układzie nerwowym często obejmują ocenę i porównanie biodystrybucji leku w zależności od konkretnych dróg podania. W niniejszym materiale zaprezentowano na myszach trzy powszechnie stosowane metody podania ogólnoustrojowego (dożylne, dosytnieniowe oraz doustne), a także metodę podania miejscowego (podanie wspomagane konwekcją).

Systemiczne i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni

Gruntowne badania przedkliniczne leków skierowanych do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) obejmują analizę dróg podania oraz biodystrybucji substancji czynnej...

W niniejszym artykule wideo zaprezentowano cztery metody podawania leków do ośrodkowego układu nerwowego. Pierwsze trzy metody to wtryskiwanie dożylne, wtryskiwanie dosmaxWidthtrzpewnowe oraz zgłębnikowanie przełyku. Wszystkie trzy metody te prowadzą do systemowego podania leku.Ostatnią metodą jest miejscowa infuzja leku do mózgu myszy. W tej metodzie wykorzystuje się obrazowanie optyczne in vivo w celu weryfikacji prawidłowej infuzji. Trzy techniki podaży systemowej są standardowymi procedurami powszechnie stosowanymi w badaniach przedklinicznych.Technika podania miejscowego jest nieco trudniejsza, ale pozwala na bezpośrednie wprowadzenie środka do mózgu z pominięciem bariery krew-mózg. Metody te mogą pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w nowej onkologii, takie jak skuteczność i dystrybucja nowoczesnych terapeutyków, a tym samym mogą dostarczyć cennych informacji na temat innowacyjnego leczenia guzów mózgu.Metody te można zastosować również w przypadku innych chorób ośrodkowego układu nerwowego, takich jak zaburzenia neurodegeneracyjne i psychiatryczne. Aby rozszerzyć żyłę ogonową, należy ogrzewać mysz lampą grzewczą przez 5 do 10 minut, uważnie monitorując zwierzę przez cały czas w celu uniknięcia hipertermii podczas ogrzewania. Następnie należy pobrać lek do strzykawki insulinowej o rozmiarze 28 G.Jednorazowo należy wstrzyknąć objętość nieprzekraczającą 1% masy ciała myszy. Po upływie od pięciu do 10 minut należy przenieść mysz do urządzenia ustalającego; w ogonie myszy widoczne są cztery naczynia.Naczynia grzbietowe i boczne są żyłami. Naczynie brzuszne jest tętnicą. Aby uzyskać dostęp do bocznej żyły ogonowej, należy chwycić ogon myszy w jego najbardziej dystalnym punkcie i obrócić go o 90 stopni tak, aby żyła była skierowana do góry. Miejsca wstrzyknięcia należy oczyścić gazikiem nasączonym alkoholem.Następnie wprowadź przygotowaną strzykawkę do żyły ścięciem igły skierowanym do góry. Jeśli igła zostanie prawidłowo umieszczona w naczyniu, powinna przesuwać się swobodnie i bez oporu. Powoli wstrzyknij lek, przykładając równomierny nacisk przez 5 do 10 sekund.Jeśli ogon spuchnie, należy przerwać wstrzykiwanie, ponieważ świadczy to o tym, że igła nie znajduje się już w żyle. Po iniekcji należy delikatnie ucisnąć miejsce wkłucia, aż krwawienie ustanie. Zazwyczaj trwa to od 30 do 60 sekund.Obserwuj mysz przez od 5 do 10 minut, aby upewnić się, że nie występuje dalsze krwawienie. Przygotuj się do procedury, nabierając lek do strzykawki z igłą o rozmiarze 28 G. Wyjmij mysz z klatki, chwytając ją za ogon, i umieść na chropowatej powierzchni, np. na pokrywie klatki, aby zwierzę miało za co się chwycić.Pozwól myszy wyprostować ciało. Następnie uchwyć skórę na grzbiecie myszy, starając się lekko pochwycić kciukiem, palcem wskazującym i środkowym jak największy płat skóry. Odwróć mysz tak, aby jej brzuch był skierowany do góry.Jeśli mysz może swobodnie poruszać głową, zwolnij uścisk i spróbuj ponownie. Aby uniknąć ugryzienia podczas iniekcji, trzymaj mysz lekko odwróconą, co pomoże odsunąć organy od miejsca wstrzyknięcia. Wprowadź igłę przygotowanej strzykawki pod kątem 30 stopni w dolny lewy kwadrant ciała myszy, aby upewnić się, że igła znajduje się w przestrzeni doodbrzusznej.Odciągnij tłok strzykawki. Jeśli do strzykawki nie zostanie zassany żaden płyn, wstrzyknij jej zawartość równomiernym naciskiem w czasie od jednej do pięciu sekund. Wypuść mysz.Obserwuj mysz przez pięć do 10 minut po wstrzyknięciu, aby upewnić się, że powróciła do normalnego poziomu aktywności. Rozpocznij gavage doustne, określając, jak głęboko można wprowadzić igłę do pyska myszy. Przytrzymaj zakrzywioną igłę do gavage o rozmiarze 18 G z kulistym końcem na wysokości ostatniego żebra.Zaznaczyć długość za pomocą niezmywalnego markera. Zważyć mysz w celu określenia objętości iniekcji. Maksymalna objętość, jaką można podać drogą zgłębnikową (gavage), wynosi 10 milliliters na kilogram masy ciała.Następnie należy nabrać roztwór do igły. Dalej, unieruchom mysz, stosując ten sam chwyt, który pokazano przy iniekcji doszpikowej. Wprowadź igłę do zgłębnika do pyska nad język i przesuń ją przez gardło, aby uniknąć przebicia przełyku.Nie należy wprowadzać igły poza znacznik zatrzymania. Igła powinna wchodzić gładko, bez oporu. Po umieszczeniu igły należy powoli nacisnąć tłok.Wyjmij igłę pod tym samym kątem, pod którym została wprowadzona. Nie należy próbować wstrzykiwać objętości większych niż zalecane, ponieważ może to spowodować cofanie się płynu i niepełne podanie leku.Umieść mysz z powrotem w klatce i monitoruj ją przez 5 do 10 minut. Zwróć szczególną uwagę na wszelkie oznaki trudnego oddychania, które mogą wskazywać na przedostanie się płynu do płuc. Powtórz tę procedurę w razie potrzeby.W ciągu 24 godzin można podać do trzech dawek, ponieważ kaniula CED do gryzoni odporna na refluks nie jest jeszcze dostępna w sprzedaży. Należy skonstruować kaniulę składającą się z trzech części. Wykorzystuje się fragment rurki krzemianowej o średnicy 100 mikronów, przez którą przepływa infuzat.Sztywna metalowa igła służąca do wsparcia strukturalnego oraz elastyczna rurka teflonowa do wprowadzania infuzatu. Aby przygotować pole operacyjne, należy spryskać wszystkie powierzchnie 2% roztworem dezynfekcyjnym chlorheksydyny. Następnie powierzchnie należy przykryć chłonnymi obłożeniami.W obszarze operacyjnym należy przygotować następujące materiały. Należy wybrać więcej szalek Petriego, w tym jedną zawierającą 3% nadtlenek wodoru oraz jedną zawierającą 2% chlorheksydynę, sterylne gazy i patyczki bawełniane. Sterylne jednorazowe skalpele nr 21, autoklaw, zszywacz do skóry mysiej, zszywki oraz usuwacz zszywek.Sterylne igły 20G, mata grzewcza do utrzymania temperatury ciała myszy, stereotaktyczna rama dla myszy oraz pompa strzykawkowa z kontrolowanym tempem podawania. Aby przygotować kaniulę, należy podłączyć strzykawkę o objętości 1 ml do rurki teflonowej. Za pomocą zestawu plastikowych adapterów do strzykawek przymocuj kaniulę do ramy stereotaktycznej w taki sposób, aby była prostopadła do powierzchni operacyjnej.Używając strzykawki o pojemności 1 ml, zdezynfekuj kaniulę, przepuszczając przez nią 70% ethanol. Powtórz ten proces, używając sterylnej soli fizjologicznej. Następnie sprawdź, czy w okolicach połączeń kaniuli nie występują żadne nieszczelności.Odciągnij tłok strzykawki tak, aby do kaniuli dostał się mały pęcherzyk powietrza. Pęcherzyk ten oddzieli infuse eight od soli fizjologicznej. Następnie wciągnij infuse eight.Zapełnij pompę, krótko uruchamiając kaniulę. Przetrzyj skórę znieczulonej myszy sterylnym gazikiem nasączonym 2% Chlorhexidine, a następnie nałóż maść oftalmiczną, aby zapewnić odpowiednie nawilżenie oczu podczas procedury. Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj cięcie strzałkowe wzdłuż środka czaszki o długości około 1,5 centymetra.Oczyść powierzchnię czaszki za pomocą patyczka kosmetycznego nasączonego 3% roztworem nadtlenku wodoru. W tym momencie linie szwów czaszki powinny być widoczne. Jeśli nie, delikatnie przemyj czaszkę nowym patyczkiem kosmetycznym nasączonym 3% roztworem nadtlenku wodoru.Zidentyfikuj bgma, a następnie odmierz dwa milimetry w prawo i jeden milimetr ku tyłowi, aby wyznaczyć miejsce infuzji. Używając sterylnej igły o rozmiarze 20 G, ostrożnie wykonaj otwór w czaszce w tym punkcie, obracając igłę przeciwko kości. Należy unikać forsownego wciskania igły w dół w stronę czaszki.W tym momencie przenieś mysz do zestawu stereotaktycznego i rozpocznij podawanie anestetyku wziewnego. Stosuj niską dawkę. Uważnie monitoruj częstotliwość oddychania myszy, odpowiednio dostosowując dawkę anestetyku.Kolejny krok jest prawdopodobnie najtrudniejszym elementem całej metody. Podczas umieszczania kaniuli należy upewnić się, że jest ona wycentrowana nad otworem. W tym celu należy sprawdzić położenie kaniuli z każdej strony.Następnie umieść kaniulę nad otworem w czaszce, a następnie opuść ją o trzy milimetry poniżej powierzchni czaszki. Rozpocznij infuzję, włączając pompę strzykawkową zgodnie z prędkościami i czasami trwania podanymi tutaj na koniec infuzji. Powoli wyjmij kaniulę i przemyj czaszkę 3% nadtlenkiem wodoru.Za pomocą pęsety nanieś sterylny wosk kostny do otworu. Ściągnij brzegi skóry i zamknij ranę za pomocą zszywek. Podaj buprenorfinę podskórnie w celu uśmierzenia bólu pooperacyjnego.Umieść mysz w klatce na podkładce grzewczej, aby zapobiec hipotermii. Nie trzymaj rekonwalescentnej myszy z innymi aktywnymi myszami. Monitoruj mysz po operacji aż do momentu odzyskania przez nią przytomności i zdolności poruszania się.Ze względu na czas trwania procedury, mysz może potrzebować do godziny na odzyskanie pełnej aktywności. W przypadku planowanego obrazowania najlepiej odczekać od dwóch do trzech godzin przed obrazowaniem fluorescencyjnie znakowanego infuse.Eight. Po podaniu metodą CED umieść znieczuloną mysz w stacji obrazowania grzbietem do góry, stosując odpowiednie ustawienia filtra dla obrazowanej fluorescencji.Należy wykonać obrazowanie do CED. Poprawna infuzja powinna wykazać obecność większości materiału w czaszce w pobliżu miejsca podania. Brak niepożądanej reakcji po podaniu terapii jest istotnym wskaźnikiem prawidłowego wykonania iniekcji.Wskaźnikami nieprawidłowego wykonania iniekcji do ogona są: zmiana wyglądu, rozmiaru lub koloru ogona, a także pojawienie się pęcherzyka lub pęcherza w ogonie, co świadczy o podaniu podskórnym zamiast dożylnego. W przypadku iniekcji doszpikowych (dootrzewnowych), uwypuklenie skóry lub odbarwienie brzucha może wskazywać na iniekcję podskórną lub uszkodzenie struktur wewnętrznych.W przypadku zgłębnika doustnego utrudniony oddech lub kaszel u myszy mogą wskazywać na to, że płyn został wstrzyknięty do płuc, a nie do żołądka. W przypadku CED kluczowe dla oceny skuteczności podania terapii są funkcje neurologiczne. Mysz wykazująca drgawki lub hemiparezę mogła zostać poddana nieprawidłowemu wlewowi.W tym przypadku wykonano obrazowanie in vivo u myszy z udaną infuzją CED, pokazaną po lewej stronie, oraz nieudaną infuzją, pokazaną po prawej stronie. Należy zauważyć, że w przypadku udanej infuzji sygnał obrazowania jest zlokalizowany w mózgu, natomiast w przypadku nieudanej infuzji sygnał rozprzestrzenił się wzdłuż osi neuronowej.Jak Państwo widzieli, najtrudniejszym aspektem tej procedury jest właściwy wybór drogi podania. Podczas dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego ważne jest uwzględnienie właściwości farmakologicznych leków w celu wybrania optymalnej drogi podania. To wszystko.Mam nadzieję, że ta prezentacja okazała się przydatna. Powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

systemic-local-drug-delivery-for-treating-diseases-central-nervous

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Terapia systemowa i miejscowa z zastosowaniem leków w leczeniu chorób układu nerwowego centralnego na modelach gryzoni

Zacznij od pobranego mózgu szczura zanurzonego w sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym na szalce Petriego.Umieść magnetycznego millirobota na korze mózgowej.Millirobot, nazwany MANiAC, składa się z magnetycznie ustawionych nanoprętów niklu osadzonych w mikrokapsułce złożonej z biokompatybilnego alginianu hydrożelu i załadowanej barwnikiem jako modelowym lekiem.Umieść zewnętrzny generator pola magnetycznego pod szalką Petriego, aby wytworzyć równomierne wirujące pole magnetyczne.Nanopręty niklu...

Miliroboty magnetyczne do specyficznego dla regionu dostarczania leków w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

Źródło: Poland, R. i wsp. Mikroiniekcja mózgu gryzoni w celu zbadania molekularnych substratów umotywowanego zachowania. J. Vis. Exp. (2015)W tym filmie zestaw do mikroiniekcji wypełniony wodą, składający się ze strzykawki i rurki do mikrowstrzykiwaczy, służy do precyzyjnego dostarczania leku. Szczur z wszczepioną kaniulą prowadzącą jest poddawany celowanej mikroiniekcji mózgu, umożliwiającej dokładne podawanie środków terapeutycznych obudzonym zwierzętom przy minimalnym uszkodzeniu tkanek.

Oparte na mikroiniekcjach dostarczanie środka terapeutycznego do obudzonego mózgu gryzonia

Źródło: Li, D., et al. Bezpośrednie wstrzyknięcie dooponowe rekombinowanych wirusów związanych z adenowirusami u dorosłych myszy. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film przedstawia procedurę dokanałowego wstrzykiwania wirusów związanych z adenowirusem (AAV) do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) obudzonej myszy, obejmującą przygotowanie strzykawki, wyrównanie kręgosłupa i precyzyjne wprowadzenie igły. Metoda ta weryfikuje celowane dostarczanie genów, potwierdzając jej potencjał w terapiach OUN.

Dokanałowe podawanie wirusów w modelu mysim w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego

Opisujemy metodę kierowania leków do ośrodkowego układu nerwowego poprzez wszczepienie cewnika lub wykonanie wstrzyknięcia bolusa do prawej bocznej komory u myszy. Skupiamy się w szczególności na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych. Technika ta można łatwo dostosować do innych leków i szczurów.

Bezpośrednie dokomorowe dostarczanie leków do ośrodkowego układu nerwowego gryzoni

Obecny protokół opisuje technikę infuzji mikrochirurgicznej u myszy, która skutecznie dostarcza substancje bezpośrednio do mózgu przez tętnicę szyjną wewnętrzną.

Technika infuzji mikrochirurgicznej myszy do celowanego dostarczania substancji do OUN przez tętnicę szyjną wewnętrzną

Tutaj prezentujemy protokół wykorzystujący urządzenie do pozycjonowania myszy, który umożliwia odpowiednie rozmieszczenie myszy do donosowego podawania preparatu peptydowo-siRNA ukierunkowanego na mózg, umożliwiając skuteczne wyciszanie genów w ośrodkowym układzie nerwowym.

Urządzenie pozycjonujące do umieszczania myszy podczas donosowego dostarczania siRNA do ośrodkowego układu nerwowego

Tutaj opisujemy metodę dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego szczura poprzez wszczepienie cewnika w śródoponową przestrzeń lędźwiową kręgosłupa. Koncentrujemy się na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych, chociaż ta metoda nadaje się również do dostarczania innych metod terapeutycznych.

Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

Zgłaszana jest metoda dostarczania nerwowych komórek macierzystych, przystosowanych do wstrzykiwania roztworów lub zawiesin, przez wspólną tętnicę szyjną (mysz) lub tętnicę szyjną zewnętrzną (szczur) po udarze niedokrwiennym. Wstrzyknięte komórki są szeroko rozmieszczone w miąższu mózgu i można je wykryć do 30 dni po porodzie.

Dotętnicze dostarczanie nerwowych komórek macierzystych do mózgu szczura i myszy: zastosowanie do niedokrwienia mózgu

Wstrzyknięcie dooponowe lędźwiowe stanowi translacyjnie istotną drogę podania dla dostarczania terapii genowej do ośrodkowego układu nerwowego. Ten kompleksowy, ustandaryzowany protokół wstrzyknięć dooponowych w odcinek lędźwiowy u noworodków, młodych i dorosłych myszy i szczurów ma na celu pomóc naukowcom w przyjęciu tej techniki do przedklinicznych badań nad terapią genową.

Lędźwiowe wstrzyknięcie dooponowe wektorów terapii genowej do celowania w ośrodkowy układ nerwowy u myszy i szczurów

Niniejszy artykuł opisuje zoptymalizowaną sekwencję zdarzeń dla obrazowania multimodalnego przeszczepów komórkowych w mózgu gryzoni z wykorzystaniem: (i) bioluminescencji in vivo i obrazowania rezonansem magnetycznym oraz (ii) pośmiertnej analizy histologicznej. Połączenie tych metod obrazowania u jednego zwierzęcia pozwala na ocenę przeszczepów komórkowych z wysoką rozdzielczością, czułością i swoistością.

Multimodalne obrazowanie implantacji komórek macierzystych w ośrodkowym układzie nerwowym myszy

Poznaj metody ogólnoustrojowego i miejscowego dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego w modelach myszy, w tym wstrzyknięcia dożylne, dootrzewnowe, przezprzewodowe oraz infuzję z wykorzystaniem CED.

Systemiczne i miejscowe dostarczanie leków w leczeniu chorób ośrodkowego układu nerwowego w modelach gryzoni

Przeglądaj więcej filmów