$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
- Chemioterapia nowotworów jest na ogół ukierunkowana na komórki o wysokiej proliferacji, pozostawiając niewielką podgrupę populacji komórek macierzystych, co prowadzi do rekapitulacji guza. Te komórki macierzyste nazywane są populacją boczną. Ponieważ populacja boczna nie ma specyficznych markerów komórkowych, używamy testu wypływu barwnika, aby wyizolować je od innych komórek nowotworowych.
Na początek dodaj barwnik Hoechst do izolowanych komórek nowotworowych danio pręgowanego. Hoechst dostaje się do jądra i wiąże się z regionem bogatym w A-T w mniejszym rowku DNA. Populacja boczna komórek ma wyższe stężenie transporterów ABC na powierzchni, co prowadzi do szybkiego wypływu barwnika na zewnątrz komórki, wykazując niską fluorescencję.
Weź kolejną fiolkę z komórkami nowotworowymi leczonymi Hoesctem i dodaj do niej werapamil. Ta fiolka działa jako kontrola, ponieważ werapamil blokuje transportery ABC, powodując zmniejszenie wypływu hoechst, zwiększając w ten sposób fluorescencję w populacji bocznej.
Inkubować zarówno komórki kontrolne, jak i próbki w ciemności. Następnie przeciwdziałaj barwieniu komórek jodkiem propidyny, które dostają się wyłącznie do jądra martwych komórek i interkalują między zasadami DNA, barwiąc martwe komórki na czerwono. Na koniec posortuj komórki za pomocą sortera komórek aktywowanego fluorescencją. W poniższym protokole wyizolujemy boczną populację komórek nowotworowych od danio pręgowanego.
- Przed barwieniem komórek rozcieńczyć barwnik Hoechst w wodzie wolnej od nukleaz, aby uzyskać jeden miligram na mililitr roztworu roboczego. Przygotowany roztwór należy przechowywać przykryty folią aluminiową w temperaturze 4 stopni Celsjusza, a następnie rozpuścić 49,1 miligrama werapamilu w jednym mililitrze DMSO, aby uzyskać 100 mikromolowy roztwór inhibitora.
Następnie przygotuj próbkę, dodając FBS / PBS 2,5 mikrolitra DMSO, 15 mikrolitrów jednego miligrama na mililitr barwnika Hoechst i 10 do sześciu komórek nowotworowych do probówki FACS o końcowej objętości jednego mililitra.
Aby przygotować kontrolę, dodać FBS/PBS, 2,5 mikrolitra 100 milimolowej werapamilu, 15 mikrolitrów jednego miligrama na mililitr barwnika Hoechst. Dodaj 10 do 6 komórek nowotworowych, z końcową objętością jednego mililitra.
Inkubować próbkę i kontrolę w łaźni wodnej o temperaturze 28 stopni Celsjusza w ciemności przez 120 minut. Po inkubacji umieść komórki natychmiast na lodzie i trzymaj je w ciemności.
Odwiruj komórki w temperaturze 300 razy G, 4 stopnie Celsjusza przez sześć minut. Następnie usuń supernatant i przemyj komórki jednym mililitrem FBS/PBS. Wiruj komórki w temperaturze 300 razy G, 4 stopnie Celsjusza przez sześć minut jeszcze raz.
Po granulowaniu komórek usuń supernatant i ponownie zawieś komórki w jednym mililitrze FBS/PBS. Próbki należy przechowywać w temperaturze 4 stopni Celsjusza, aż do sortowania komórek. 15 minut przed sortowaniem komórek dodać dwa mikrolitry po jednym miligramie na mililitr roztworu podstawowego jodku propidyny na każdy mililitr zawiesiny komórek. Następnie dobrze zwiruj próbki.
Przeanalizuj barwione zawiesiny komórek T-ALL danio pręgowanego za pomocą sortera komórek aktywowanego fluorescencją. Wzbudzaj próbki za pomocą lasera UV do analizy barwnika Hoechst i lasera 488-nanometrowego do wykrywania komórek T-ALL z dodatnim jodkiem propidyny lub GFP.
- Liczba komórek, stężenie barwnika, temperatura inkubacji i długość inkubacji mogą wymagać optymalizacji dla każdego użytego typu komórek, a zmiany w każdym z tych warunków mogą drastycznie zmienić wyniki testu.