Name: Hodowla zarodków płuc myszy, system do oceny molekularnych mechanizmów rozgałęziania (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-06-30T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Poznaj metodę hodowli zarodkowych płuc myszy do badania interakcji nabłonkowo-mięzysnowych. Technika umożliwia obserwację rozgałęziania i wzrostu tkanek w odpowiedzi na leczenie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsza praca została sfinansowana z grantu Saban Research Institute Pre-doctoral Award (PMDM) oraz z NIH RO1 HL75773 (DW).

Hodowla organów to bardzo użyteczna i wszechstronna technika służąca do badania ekspresji genów i białek. Te metody hodowli ex vivo mogą być stosowane jako wstępne badania lub uzupełnienie badań in vivo.
1. Izolacja płuc zarodkowych
<ol>
 <li>Myszy w ciąży są uśmiercane w 1,5 lub 12,5 dobie po zapłodnieniu (E1,5-12,5) poprzez narkozę CO2 zgodnie z wytycznymi NIH i OLAW. Zwierzę umieszcza się w komorze, do której wprowadza się 10% CO2. Po utracie przytomności przez zwierzę zwiększa się przepływ CO2. Należy upewnić się, że nastąpiła śmierć kliniczna zwierzęcia.</li>
 <li>Wszystkie kolejne kroki muszą być wykonane w warunkach sterylnych pod laminarnym przepływem powietrza. Macicę usuwa się z ciężarnych samic. Aby usunąć macicę z organizmu, ciężarne samice kładzie się na plecach i spryskuje 70% etanolem. Wykonuje się nacięcie w okolicy brzucha, a skórę usuwa się, odciągając ją do góry przy jednoczesnym trzymaniu tylnych łap zwierzęcia. Otwiera się jamę otrzewnową i usuwa macicę z organizmu zwierzęcia.</li>
 <li>Krew jest wypłukiwana poprzez umieszczenie macicy w probówce stożkowej o pojemności 50 ml wypełnionej zimnym zrównoważonym roztworem soli Hanksa (HBSS), a probówką delikatnie kołysze przez 2 minuty.</li>
 <li>Następnie macicę umieszcza się w szalce Petriego pod stereomikroskopem sekcyjnym, a embriony uwalnia z macicy poprzez nacięcie ściany macicy nożyczkami sprężynowymi. Embriony zbiera się za pomocą łyżki perforowanej i umieszcza na lodzie w nowej szalce Petriego zawierającej HBSS.</li>
 <li>Pod stereomikroskopem sekcyjnym płuca embrionalne są wycinane pojedynczo w szalce Petriego zawierającej zimny HBSS (Rycina 1).</li>
 <li>Wyizolowane płuco embrionalne przenosi się za pomocą sterylnej pipety transferowej na lód do szalki Petriego zawierającej HBSS.</li>
</ol>
2. Hodowla płuc zarodkowych
<ol>
 <li>Do płytki polistyrenowej Nunclon dodaje się od 500 µL do 1 mL na dołek pożywki D-MEM/F-12 uzupełnionej o 50 jednostek/ml penicyliny-streptomycyny.</li>
 <li>Na powierzchni pożywki umieszcza się membranę poliwęglanową z trawionymi otworami Nuclepore. Podczas aplikacji membrany poliwęglanowej z trawionymi otworami Nuclepore należy upewnić się, że strona błyszcząca przylega do pożywki, a strona chropowata jest skierowana do góry.</li>
 <li>Za pomocą sterylnej pipety transferowej na membranę poliwęglanową z trawionymi otworami Nuclepore nakłada się wypreparowane płuco embrionalne.</li>
 <li>Za pomocą pęsety koryguje się położenie płuca embrionalnego. Płuco embrionalne umieszczone na filtrze powinno mieć nienaruszoną tchawicę, która musi być ułożona prosto, aby wszystkie płuca miały takie samo ciśnienie wewnętrzne.</li>
 <li>Płytkę polistyrenową Nunclon przenosi się do inkubatora komórkowego na wymagany czas hodowli (Rycina 2).</li>
</ol>
3. Materiały
1. Izolacja całych płuc embrionalnych
<ol>
 <li>Myszy w ciąży (typ dziki C57BL6 lub transgeniczne), przeznaczone do uboju od 1,5 do 13,5 dnia po zapłodnieniu (E1,5-13,5).</li>
 <li>Zrównoważony roztwór soli Hanksa (HBSS) (1X), płynny, bez chlorku wapnia, chlorku magnezu lub siarczanu magnezu (Invitrogen, Carlsbad, CA), uzupełniony o 50 jednostek/ml penicyliny-streptomycyny (Invitrogen, Carlsbad, CA). HBSS przechowywać w temperaturze pokojowej oraz w temperaturze 4°C po otwarciu. Penicylinę-streptomycynę rozdzielić na aliquoty i przechowywać w temperaturze -20°C.</li>
 <li>Stereomikroskop sekcyjny (Leica, Wetzlar, Germany).</li>
 <li>Narzędzia sekcyjne, w tym pęsety Dumont, cienkie nożyczki irydowe (proste), nożyczki sprężynowe Noyes oraz łyżeczka Moria® (perforowana) (Fine Science Tools, Foster City, CA).</li>
</ol>
2. Hodowla całych płuc zarodkowych
<ol>
 <li>Modyfikowane pożywką Eagle'a Dulbecco: Mieszanka odżywcza F-12 (D-MEM/F-12) (1X), ciecz, 1:1. Zawiera L-glutaminę, ale nie zawiera buforu HEPES. (Invitrogen, Carlsbad, CA) uzupełnione o 50 jednostek/ml penicyliny i streptomycyny (Invitrogen, Carlsbad, CA). Butelkę z DMEM/F-12 należy przechowywać w ciemności (np. owiniętą folią aluminiową) w temperaturze 4°C. Penicylinę i streptomycynę należy podzielić na alikwoty i przechowywać w temperaturze -20°C.</li>
 <li>Membrana poliwęglanowa Nuclepore z trawionymi kanałami, 8.0-m, 13mm (Whatman Nuclepore Track-Etch membrane (Whatman, Florham Park, NJ).</li>
 <li>Szalka polistyrenowa Nunclon z pokrywkami, 4 dołki (Rochester, NY).</li>
 <li>Jednorazowe pipety transferowe, sterylne (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA).</li>
</ol>
<img src="/files/ftp_upload/2035/2035fig1.jpg" alt="Etapy rozwoju zarodkowego, E12.5, schemat: usunięcie kończyn, identyfikacja narządów, analiza gardła i tchawicy." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rysunek 1. Disekcja płuc embrionalnych w 12. dniu rozwoju (E12). (A) Cały embrion w stadium E12.5 widziany z prawej strony. (B) Prawe przedramię zostało usunięte z zarodka. (C) Pinceta trzymana w lewej ręce stabilizuje embrion w naczyniu. Strzałki wskazują plan sekcji. (D) Zarodek płuca znajduje się za sercem (usuniętym) i przed kręgosłupem. Rysunek ten przedstawia płuca po usunięciu skóry i serca. (EUsunięcie gardła umożliwia oddzielenie nienaruszonego płuca od zarodka. (F) Usunięto zbędną tkankę gardła i przełyku. Przedstawiono wypreparowaną płuco embrionalne w stadium E12.5 z nienaruszoną tchawicą i krtanią. (Cr) Płat kranialny, (Med) Płat przyśrodkowy, (Ca) Płat kaudalny, (Acc) Płat dodatkowy, (Le) Płat lewy.
<img src="/files/ftp_upload/2035/2035fig2.jpg" alt="Wzrost organoidów płuc w ciągu 48 h, kontrola vs FGF9; obrazy mikroskopowe przedstawiające zmiany strukturalne." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. FGF9 indukuje ekspansję mezenchymy oraz rozszerzenie nabłonka w płucach hodowanych in vitro. (A-C) Płuco w stadium E12.5 hodowano przez 48 godzin wobec braku FGF9. Zwróć uwagę na zwiększone rozgałęzienie. (D-F) Płuco w stadium E12.5 hodowane przez 48 godzin w obecności FGF9. Zwróć uwagę na rozszerzenie nabłonka i mezenchymy już po 24 godzinach hodowli (E)Po 48 godzinach (F), wpływ na nabłonek jest jeszcze bardziej wyraźny. Pasek skali: A-F 400 μm 4.
Pełny protokół tekstowy dla tego podejścia eksperymentalnego jest dostępny w <a href="http://springerprotocols.com/Abstract/doi/10.1007/978-1-59745-019-5_5">Springer Protocols</a>.

<ol><li>Alescio, T., Cassini, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+in+vitro+of+tracheal+buds+by+pulmonary+mesenchyme+grafted+on+tracheal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Zool%22%5BJournal%5D)">Induction in vitro of tracheal buds by pulmonary mesenchyme grafted on tracheal epithelium.</a> J Exp Zool. 150, 83-94 (1962).</li>
<li>Warburton, D., Schwarz, M., Tefft, D., Flores-Delgado, G., Anderson, K. D., Cardoso, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+basis+of+lung+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Mech+Dev%22%5BJournal%5D)">The molecular basis of lung morphogenesis.</a> Mech Dev. 92, 55-81 (2000).</li>
<li>Spooner, B. S., Hardman, P., Paulsen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gravity+in+mammalian+organ+development%3A+differentiation+of+cultured+lung+and+pancreas+rudiments+during+spaceflight%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Zool%22%5BJournal%5D)">Gravity in mammalian organ development: differentiation of cultured lung and pancreas rudiments during spaceflight.</a> J Exp Zool. 269, 212-222 (1994).</li>
<li>Moral, del, M, P., De Langhe, S. P., Sala, F. G., Veltmaat, J. M., Tefft, D., Wang, K., Warburton, D., Bellusci, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+role+of+FGF9+on+epithelium+and+mesenchyme+in+mouse+embryonic+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Differential role of FGF9 on epithelium and mesenchyme in mouse embryonic lung.</a> Dev Biol. 293, 77-89 (2006).</li>
<li>Moral, D. el, M, P., Sala, F. G., Tefft, D., Shi, W., Keshet, E., Bellusci, S., Warburton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGF-A+signaling+through+Flk-1+is+a+critical+facilitator+of+early+embryonic+lung+epithelial+to+endothelial+crosstalk+and+branching+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">VEGF-A signaling through Flk-1 is a critical facilitator of early embryonic lung epithelial to endothelial crosstalk and branching morphogenesis.</a> Dev Biol. 290, 177-188 (2006).</li>
<li>Jaskoll, T. F., Don-Wheeler, G., Johnson, R., Slavkin, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+mouse+lung+morphogenesis+and+type+II+cytodifferentiation+in+serumless%2C+chemically+defined+medium+using+prolonged+in+vitro+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Differ%22%5BJournal%5D)">Embryonic mouse lung morphogenesis and type II cytodifferentiation in serumless, chemically defined medium using prolonged in vitro cultures.</a> Cell Differ. 24, 105-117 (1988).</li>
<li>Seth, R., Shum, L., Wu, F., Wuenschell, C., Hall, F. L., Slavkin, H. C., Warburton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+epidermal+growth+factor+expression+in+early+mouse+embryo+lung+branching+morphogenesis+in+culture%3A+antisense+oligodeoxynucleotide+inhibitory+strategy%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Role of epidermal growth factor expression in early mouse embryo lung branching morphogenesis in culture: antisense oligodeoxynucleotide inhibitory strategy.</a> Dev Biol. 158, 555-559 (1993).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

kultura zarodkowych płuc myszy – system do oceny molekularnych mechanizmów rozgałęziania

Mouse Embryonic Lung Culture, A System to Evaluate the Molecular Mechanisms of Branching

Specyfikacja pierwotnych struktur płuc oraz morfogeneza rozgałęzania, a także formowanie się różnych linii komórkowych płuc wymagają specyficznej interakcji endodermy płuc z otaczającym ją mezenchymem i mezotelium. Wykazano, że mezenchym płuc jest źródłem sygnałów indukcyjnych dla morfogenezy rozgałęzania płuc. Interakcje nabłonkowo-mezenchymalno-mezotelialne są również kluczowe dla morfogenezy płuc w okresie embrionalnym. Hodowla organowa wczesnych płuc embrionalnych jest bardzo użytecznym systemem do badania interakcji nabłonkowo-mezenchymalnych. Zarówno morfogeneza nabłonkowa, jak i mezenchymalna przebiega w specyficznych warunkach, które można łatwo manipulować w tym systemie (przy braku wpływu organizmu matki i przepływu krwi). Co ważniejsze, technikę tę można z łatwością przeprowadzić w bezserwatkowych, chemicznie zdefiniowanych pożywkach hodowlanych. Funkcje typu gain-of-function i loss-of-function można osiągnąć przy użyciu ekspresowanych białek, rekombinowanych wektorów wirusowych i/lub analizy transgenicznych szczepów myszy, antysensownego RNA, a także wyciszania genów za pomocą interferencji RNA.

Hodowla organów płuc wczesnego embrionu jest bardzo użytecznym systemem do badania oddziaływań nabłonkowo-mezenchymalnych. Zarówno morfogeneza nabłonka, jak i mezenchymy przebiegają w specyficznych warunkach, które można łatwo manipulować w tym systemie.

Kultura zarodkowych płuc myszy – system do oceny molekularnych mechanizmów rozgałęziania

Specyfikacja prymordialna płuc, a także morfogeneza rozgałęziona i powstawanie różnych linii komórkowych płuc wymagają specyficznej interakcji...

W niniejszym filmie zaprezentowano metodę wyobcowania i hodowli zarodkowych płuc myszy. Procedura rozpoczyna się od pobrania embrionów w stadium E 11.5 lub E 12.5. Następnie embriony są otwierane, a płuca wyobcowywane.Następnie płuca są wysiewane na granicy fazy ciecz-powietrze i inkubowane po zakończeniu hodowli. Zmiany we wzroście i rozgałęzianiu mezenchymy oraz nabłonka zarodkowego płuca w odpowiedzi na specyficzne zabiegi można obserwować za pomocą stereomikroskopu. Witajcie, jestem David War Burton.Kieruję programem biologii rozwoju i medycyny regeneracyjnej w Ban Research Institute Children's Hospital w Los Angeles. A ja jestem Jan Carro, starszy stażysta podoktorski w laboratorium dr. War Burtona. Dzisiaj zaprezentujemy technikę izolacji zarodkowych płuc myszy i umieszczania ich w hodowli organowej.Technika ta ewoluowała z pierwotnego opisu autorstwa Tiny Jaco Halkin i Pablo Bringas z USC School of Dentistry sprzed około 20 lat. W naszym laboratorium stosujemy tę procedurę do badania morfologii rozgałęzień pąków. Zacznijmy zatem.W 11,5 lub 12,5 dniu po zapłodnieniu, uśpioną za pomocą dwutlenku węgla ciężarną mysz o określonym czasie rozwoju zarodka umieść na plecach pod dygestorium z laminarnym przepływem powietrza. Spryskaj 70% etanolem. Wykonaj nacięcie w obrębie jamy brzusznej.Następnie, trzymając zwierzę za tylne kończyny, usuń skórę, odciągając ją do góry. Otwórz jamę otrzewną i wyjmij macicę. Umieść macicę w probówce stożkowej o pojemności 50 ml wypełnionej zimnym zrównoważonym roztworem soli Hanksa lub HBSS i delikatnie kołysz przez dwie minuty, aby wypłukać krew.Następnie należy przenieść macicę na szalkę Petriego pod stereomikroskop sekcyjny. Za pomocą nożyczek sprężynowych należy rozciąć ścianę macicy, aby uwolnić zarodki. Następnie, używając łyżeczki perforowanej, należy zebrać zarodki i umieścić je w szalce Petriego zawierającej HBSS, a następnie pozostawić na lodzie.Kontynuuj pracę pod stereomikroskopem sekcyjnym i przystąp do sekcji płuc embrionalnych. Rozpocznij od ułożenia embrionu na lewym boku. Używając pęsety trzymanej w lewej ręce, usuń prawą kończynę przednią.Przetnij embrion, zaczynając od otworu kończyny, i usuń skórę. Ten krok pozwoli na obejrzenie organów wewnętrznych oraz zlokalizowanie serca i płuc przed kolejnym etapem. Usuń serce.Zarodkowe płuca znajdują się za sercem i przed kręgosłupem. Następnie oddziel nienaruszone płuco od zarodka. Po tym odetnij nadmiar tkanki oraz przełyk.Po usunięciu płuc należy za pomocą sterylnej pipety transferowej przenieść je do szalki Petriego zawierającej zimny roztwór HBSS w lodzie. Do każdego dołka naczynia polistyrenowego typu „no clone delta” należy dodać od 0,5 do 1 ml pożywki D-M-E-M-F 12 uzupełnionej o 50 j./ml penicyliny i streptomycyny. Następnie na powierzchni pożywki należy umieścić membranę poliwęglanową z trawionymi ścieżkami (track etch), stroną błyszczącą do dołu, a stroną chropowatą do góry.Używając sterylnej pipety transferowej, umieść wypreparowaną zarodkową tkankę płuca na powierzchni nukleoporanowej membrany poliwęglanowej. Korzystając z mikroskopu stereoskopowego, skoryguj położenie zarodkowego płuca. Zarodkowe płuco powinno posiadać nienaruszoną tchawicę, ułożoną prosto, zgodnie z przedstawionym schematem.Aby zapewnić takie samo ciśnienie wewnętrzne we wszystkich płucach, przenieś szalkę do inkubatora komórkowego i inkubuj przez wymagany czas. W tym przypadku płuca E 12.5 były hodowane w obecności lub w nieobecności FGF9. FGF9 jest członkiem rodziny czynników wzrostu fibroblastów, który indukuje ekspansję mezenchymy oraz rozszerzenie nabłonka w płucach hodowanych in vitro po 48 godzinach.W przypadku braku FGF 9 obserwuje się zwiększone rozgałęzianie. Przedstawione obrazy to fotografie płuca zarodkowego wykonane pod stereomikroskopem. W przeciwieństwie do nich, płuca hodowane przez 48 godzin w obecności FGF 9 wykazują rozszerzone nabłonk i mechy.Po 24 godzinach hodowli. Po 48 godzinach wpływ na nabłonek jest jeszcze bardziej wyraźny. W ten sposób zaprezentowaliśmy sposób przygotowania hodowli organowych z płuc myszy zarodkowej.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby jak najszybciej usunąć płuco z zarodka, aby ograniczyć degradację tkanki. Dziękujemy za obejrzenie materiału. Mamy nadzieję, że ta technika okaże się dla Państwa przydatna.Powodzenia w eksperymentach.

mouse-embryonic-lung-culture-system-to-evaluate-molecular-mechanisms

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Kultura Płodowego Płuca Mysiego, System Oceny Mechanizmów Molekularnych Rozgałęziania

W niniejszej pracy opisujemy protokół izolacji i hodowli mysich komórek śródbłonka płuc. Metoda ta obejmuje mechaniczną i enzymatyczną dysocjację tkanki płucnej oraz dwuetapowy proces oczyszczania z wykorzystaniem przeciwciał anty-PECAM-1 oraz anty-ICAM-2 sprzężonych z kuleczkami magnetycznymi, co pozwala na uzyskanie czystej populacji komórek śródbłonka pochodzenia głównie naczyniowego mikroskopowego.

Izolacja i hodowla komórek śródbłonka płuc noworodków myszy

Siły mechaniczne odgrywają kluczową rolę w rozwoju płuc oraz w ich uszkadzaniu. W niniejszej pracy opisujemy metodę izolacji komórek nabłonkowych typu II oraz fibroblastów z płuc płodowych gryzoni i poddawania ich stymulacji mechanicznej przy użyciu systemu in vitro.

Układ eksperymentalny do badania mechanotransdukcji w komórkach płuc płodu

Prezentujemy system hodowli erytroblastów wątroby in in vitro u myszy płodowej, który analizuje wczesne i późne stadia końcowej erytropoezy. System ten ułatwia analizę funkcjonalną określonych genów na różnych etapach rozwoju.

System hodowli wątroby płodu myszy do analizy funkcji genów docelowych we wczesnych i późnych stadiach erytropoezy terminalnej

Użycie myszy reporterowych w połączeniu z barwieniem całego wierzchowca i sekcji, mikroskopią i testami in vivo ułatwia analizę mechanizmów leżących u podstaw normalnego wzorca dróg oddechowych. Tutaj opisujemy, w jaki sposób techniki te przyczyniły się do analizy sygnalizacji Wnt podczas rozwoju tchawicy.

Badanie sygnalizacji Wnt podczas wzorcowania przewodzenia dróg oddechowych

Ten protokół skutecznie kieruje endodermę pochodzącą z embrionalnych komórek macierzystych myszy do dojrzałych komórek nabłonka dróg oddechowych. Ta technika różnicowania wykorzystuje trójwymiarowe, zdecelularizowane rusztowania płuc do kierowania specyfikacją linii płuc w zdefiniowanych, wolnych od surowicy warunkach hodowli.

Generowanie komórek nabłonka dróg oddechowych myszy pochodzących z ESC przy użyciu bezkomórkowych rusztowań płuc

Artykuł opisuje stopniowe różnicowanie indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych do trójwymiarowych organoidów całego płuca zawierających zarówno proksymalne, jak i dystalne komórki nabłonkowe płuc wraz z mezenchymą.

Generowanie 3D organoidów całych płuc z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych do modelowania biologii i chorób rozwojowych płuc

Protokół opisuje bioreaktor z obsługą obrazowania, który pozwala na selektywne usuwanie endogennego nabłonka z tchawicy szczura i jednorodne rozmieszczenie komórek egzogennych na powierzchni światła, a następnie długoterminową hodowlę in vitro konstruktu komórka-tkanka.

Bioreaktor sterowany obrazowaniem do generowania bioinżynieryjnych tkanek dróg oddechowych

Protokół przedstawia metodę pozyskiwania ludzkich organoidów płucnych z pierwotnych tkanek płuc, rozszerzania organoidów płuc i wywoływania różnicowania proksymalnego w celu wygenerowania organoidów dróg oddechowych 3D i 2D, które wiernie kopiują nabłonek ludzkich dróg oddechowych.

Ustalanie ludzkich organoidów płuc i różnicowanie proksymalne w celu wytworzenia dojrzałych organoidów dróg oddechowych

Tutaj opisujemy prosty i ekonomiczny protokół do przeprowadzenia bezstronnej kwantyfikacji gęstości mikrokrążenia płuc dla całej tkanki płucnej myszy za pomocą pojedynczego barwienia izolektyny B4.

Kwantyfikacja gęstości mikronaczyniowej płuc u myszy w poprzek zrazików

W niniejszym raporcie opisujemy metodę izolacji i hodowli niszy komórek progenitorowych z embrionalnej nerki myszy, która może być wykorzystana do badania szlaków sygnalizacyjnych regulujących komórki macierzyste/progenitorowe rozwijającej się nerki. Hodowane komórki są bardzo podatne na traktowanie małymi cząsteczkami i białkami rekombinowanymi, a co istotne, również na transdukcję wirusową, co umożliwia efektywną manipulację badanymi szlakami.

Izolacja i hodowla komórek ze strefy nefrogennej embrionalnej nerki myszy

Poznaj metodę hodowli zarodkowych płuc myszy do badania interakcji nabłonkowo-mięzysnowych. Technika umożliwia obserwację rozgałęziania i wzrostu tkanek w odpowiedzi na leczenie.

Kultura zarodkowych płuc myszy – system do oceny molekularnych mechanizmów rozgałęziania

Przeglądaj więcej filmów