$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Zacznij od dopasowanych do wieku, sterylnych, świeżo zabitych dorosłych robaków C. elegans z przepuszczalnymi skórkami, zawieszonymi w buforze.
Robaki te są zakażone bakteriami w przewodzie pokarmowym.
Weź płytkę z głęboką studnią zawierającą cząstki ścierne w buforze i przenieś pojedynczego robaka do każdej studzienki.
Przykryj płytkę folią uszczelniającą i pokrywką.
Inkubuj płytkę w niskiej temperaturze, aby zapobiec przegrzaniu podczas rozerwania tkanki.
Naciśnij pokrywę, aby uszczelnić studzienki.
Za pomocą środka zaburzającego tkanki mechanicznie potrząśnij płytką. Cząsteczki ścierne niszczą tkanki robaków, uwalniając bakterie jelitowe.
Postukaj w płytkę i odwiruj ją, aby granulować zawartość.
Wymieszaj zawartość, aby równomiernie rozprowadzić bakterie, a następnie przenieś je do świeżych studzienek.
Zawiesinę bakteryjną należy rozcieńczyć seryjnie w buforze.
Rozcieńczenia należy rozłożyć na płytkach agarowych i inkubować, aby umożliwić utworzenie kolonii.
Policz kolonie, aby określić ilościowo różnice w obciążeniu bakteryjnym jelit u poszczególnych robaków.
Aby przygotować się na mechaniczne rozerwanie robaków, zaopatrz się w sterylną dwumililitrową płytkę 96-dołkową i osłonę płytki silikonowej.
Użyj sterylnej szpatułki, aby dodać niewielką ilość sterylnego węglika krzemu z siatką 36 do każdej studzienki, tak aby siatka ledwo zakrywała dno studzienki. Dodaj 180 mikrolitrów buforu robaka M9 do każdej studzienki. Oznacz kolumny i wiersze, a następnie luźno przykryj płytkę osłoną płytki silikonowej.
Następnie przenieś przepuszczalne robaki na małą szalkę Petriego z M9TX-01 wypełnioną na głębokość jednego centymetra. Za pomocą mikroskopu preparacyjnego odpipetuj pojedyncze robaki w objętości 20 mikrolitrów i przenieś je do indywidualnych dołków 96-dołkowej płytki. Aby usunąć robaki przyklejone do pipety, należy odessać 20 mikrolitrów M9TX-01 z czystego obszaru szalki Petriego i uwolnić go z powrotem do naczynia. Po przeniesieniu wszystkich robaków przykryj 96-dołkową płytkę arkuszem elastycznej folii uszczelniającej stroną z papierowym spodem skierowaną w dół na dołki na próbkę.
Delikatnie umieść silikonową matę uszczelniającą na wierzchu elastycznej folii uszczelniającej, nie wciskając pokrywy w studzienki. Umieść talerz w temperaturze czterech stopni Celsjusza na 30 do 60 minut, aby zapobiec przegrzaniu podczas zakłóceń. Po schłodzeniu płytki mocno wciśnij silikonową matę uszczelniającą do dołków, aby je uszczelnić.
Następnie zabezpiecz płytki w urządzeniu zaburzającym tkankę. Potrząsaj talerzami przez minutę z częstotliwością 30 herców. Następnie obróć płytki o 180 stopni i powtarzaj potrząsanie przez minutę.
Uderz mocno płytkami o stół dwa lub trzy razy, aby usunąć piasek z elastycznej folii uszczelniającej. Odwirować płytki z prędkością 2 400 razy g przez dwie minuty, aby zebrać próbki na dnie studzienek. Następnie zdejmij silikonową pokrywę i zdejmij folię uszczelniającą.
Aby przygotować dziesięciokrotne seryjne rozcieńczenie trawień robaków, należy napełnić 180 mikrolitrów jednego X PBS w rzędach od B do D 96-dołkowej płytki. Używając pipetera wielodołkowego o pojemności 200 mikrolitrów, powoli wymieszaj trawienie ślimakowe przez pipetowanie. Przenieść maksymalną ilość płynu do rzędu A 96-dołkowej płytki zawierającej PBS.
Za pomocą pipety wielokanałowej wyjmij 20 mikrolitrów z górnego rzędu i dozuj do rzędu B, a następnie wymieszaj. Powtórz ten krok dla rzędów od B do C, a następnie od C do D, aby uzyskać 1000-krotne rozcieńczenie. W celu bakteryjnego oznaczania ilościowego monokolonizowanych robaków, należy rozlać od 10 do 20 mikrolitrów każdego rozcieńczenia na stałe płytki agarowe. W przypadku kolonizacji wielogatunkowej umieść 100 mikrolitrów każdego rozcieńczenia na 10-centymetrowych płytkach agarowych.