Name: Sekcja elementów ludzkiego ciała szklistego do analizy proteomicznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-23T17:45:00.000+00:00
Duration: 5 min 5 s
Description: Poznaj techniki sekcji ciała szklistego oka ludzkiego do analizy proteomicznej. Metoda obejmuje precyzyjne wycięcie przedniego odcinka, izolację podstawy szklistej i kory oraz przygotowanie próbek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie zostało zapewnione przez organizację Fight for Sight. Tkanki pozyskano z Iowa Lions Eye Bank.

1. Disekcja przedniego odcinka oka.
<ol>
<li>Rogówkę usuwa się, wykonując najpierw nacięcie w obrębie limbusa do komory przedniej za pomocą ostrza 15° (Rysunek 1). Następnie jedno ostrze zakrzywionych nożyczek rogówkowo-twardówkowych wprowadza się do komory przedniej. W rogówce, bezpośrednio przed limbusem, wykonuje się cięcia okrężne.</li>
<li>Do okrężnego wycięcia tęczówki przed ciałem rzęskowym używa się pęsety Colibri 0.12 oraz nożyczek Westcotta.</li>
<li>Jądro soczewki usuwa się pęsetą Colibri 0.12 lub ostrzem 15° (supersharp), a korę i torebkę pęsetą.</li>
</ol>
2. Aspiracja rdzenia ciała szklistego.
<ol>
<li>Igłę 23G osadzoną na strzykawce 5-cc wprowadza się do środkowej części ciała szklistego (Rycina 1).</li>
<li>Delikatnie aspiruje się około 1 mL lub więcej rdzenia ciała szklistego.</li>
<li>Próbkę umieszcza się w probówce do mikrowirówki, a następnie w ciekłym azocie.</li>
</ol>
3. Przednia sekcja ciała szklistego.
<ol>
<li>Przednią błonę szklistą widoczne jest jako półprzezroczysty pierścień po dostosowaniu światła padającego z oświetlenia mikroskopowego z tzw. „gęsiej szyi”. Wcześniejsza aspiracja rdzenia ciała szklistego oddziela przednią błonę szklistą od innych struktur, co ułatwia jej identyfikację.</li>
<li>Warstwę tkanki elastycznej ostrożnie oddziela się od ciała rzęskowego za pomocą pęsety Colibri lub pęsety anatomicznej, a następnie przecina nożyczkami Vannasa. Manewr ten należy powtórzyć.</li>
<li>Próbkę umieszcza się w probówce do wirówki, a następnie w ciekłym azocie.</li>
</ol>
4. Disekccja podstawy ciała szklistego.
<ol>
<li>Za pomocą pęsety 0,12 stabilizuje się oczkodopełniacz, a następnie używa się nożyczek Westcotta, aby „rozkwitnić” oko, wykonując cztery równomiernie rozmieszczone nacięcia odciążające od ciała rzęskowego w kierunku główki nerwu wzrokowego.</li>
<li>Z każdego z kwadrantów za pomocą nożyczek Westcotta usuwa się pars plicata ciała rzęskowego (Rysunek 2).</li>
<li>Następnie pęsetą chwyta się podstawę ciała szklistego po obu stronach ora serrata, nad pars plana i siatkówką (Rysunek 2).</li>
<li>Za pomocą pęsety wywiera się ciągły nacisk na podstawę ciała szklistego. Sekwencyjne cięcie nożyczkami Westcotta pozwala na wycięcie półprzezroczystej tkanki o wyglądzie „sznura pereł”.</li>
<li>Próbkę umieszcza się następnie w probówce do mikrowirówki, a potem w ciekłym azocie.</li>
</ol>
5. Usunięcie kory ciała szklistego.
<ol>
<li>Pars plana jest wycinana z każdego z kwadrantów za pomocą nożyczek Westcotta poprzez przecięcie płata w odległości około 3 mm za ora serrata (Rysunek 2).</li>
<li>Pomiędzy płatami tkanki kora ciała szklistego jest widoczna jako półprzezroczysta błona.</li>
<li>Elastyczna błona jest chwytana pęsetą 0.12 lub utrzymywana dzięki przyleganiu do gąbki chirurgicznej Weck-Cel. Następnie kora ciała szklistego jest odciągana od siatkówki i wycinana nożyczkami Westcotta (Rysunek 1).</li>
<li>Próbkę umieszcza się w probówce do mikrowirówki, a następnie w ciekłym azocie. Wszystkie próbki są przechowywane w temperaturze -80° C do czasu wykorzystania w eksperymentach.</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Próbki tkanek można przetwarzać za pomocą różnych metod w zależności od konkretnych eksperymentów. W naszym przypadku próbki przekazano do analizy białek metodą SDS-PAGE (Rysunek 3).
 <img src="/files/ftp_upload/2455/2455fig1.jpg" alt="Schemat anatomii oka: rogówka, soczewka i ciało szkłowate; edukacyjne słowa kluczowe z biologii." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Przekrój poprzeczny ludzkiego oka przedstawiający poszczególne podstruktury ciała szkłowatego. Przednia część ciała szkłowatego to cienka warstwa kolagenowa nazywana przednią błoną szkłowatą. Rdzeń ciała szkłowatego obejmuje cały obszar centralny ciała szkłowatego. Ta część ciała szkłowatego ma charakter bardziej wodnisty w przeciwieństwie do podstawy ciała szkłowatego, która jest na tyle lepka, że można ją uchwycić pęsetą, i jest silnie przytwierdzona do leżącego poniżej ciała rzęsowego oraz siatkówki. Rdzeń ciała szkłowatego jest otoczony bardzo cienką kolagenową powłoką zwaną korą ciała szkłowatego.
 <img src="/files/ftp_upload/2455/2455fig2.jpg" alt="Schemat anatomiczny ciała rzęskowego przedstawiający siatkówkę, ora serrata i strukturę podstawy ciała szklistego." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Anatomia podstawy ciała szklistego. Podstawa ciała szklistego to półprzezroczysta podstruktura ciała szklistego zlokalizowana wzdłuż ora serrata (białe strzałki), która stanowi linię podziału oddzielającą ciało rzęskowe od siatkówki. Przednia granica podstawy ciała szklistego rozciąga się nad pars plana (biała linia) ciała rzęskowego. Tylna granica podstawy ciała szklistego sięga 2-3 mm za ora serrata (biała przerywana linia). Aby wyciąć podstawę ciała szklistego, należy użyć pęsety do uchwycenia tkanki i odciągnięcia jej od leżącego poniżej ciała rzęskowego oraz siatkówki. Po uniesieniu tkanki używa się nożyczek Westcotta do cięcia wzdłuż podstawy.
 <img src="/files/ftp_upload/2455/2455fig3.jpg" alt="Wyniki elektroforezy żelowej białek ciała szklistego; markery masy cząsteczkowej po lewej stronie." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Jednowymiarowa elektroforeza SDS-PAGE elementów ciała szklistego. Całkowite stężenia białek dla przedniej błony szklistej, podstawy ciała szklistego, rdzenia ciała szklistego oraz kory ciała szklistego wynosiły odpowiednio 11,24, 20,1, 16,61 i 14,24 mg/mL. Elektroforezę żelową przeprowadzono przy napięciu 200 kV przez 45 minut, barwiono barwnikiem Flamingo (Bio-Rad) i wizualizowano za pomocą systemu obrazowania VersaDoc (Bio-Rad). Profile dla różnych tkanek wykazują kilka podobnych pręg, co wskazuje na obecność białek konserwowanych lub zanieczyszczeń krzyżowych, a także pręgi unikatowe (gwiazdka), wskazujące na białka zlokalizowane różnicowo.

<ol><li>Bishop, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+macromolecules+and+supramolecular+organisation+of+the+vitreous+gel%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel.</a> Prog Retin Eye Res. 19, 323-344 (2000).</li>
<li>Sebag, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+biology+of+pharmacologic+vitreolysis%5BTitle%5D)+AND+%22Trans+Am+Ophthalmol+Soc%22%5BJournal%5D)">Molecular biology of pharmacologic vitreolysis.</a> Trans Am Ophthalmol Soc. 103, 473-494 (2005).</li>
<li>Yoshimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+analysis+of+inflammatory+immune+mediators+in+vitreoretinal+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Comprehensive analysis of inflammatory immune mediators in vitreoretinal diseases.</a> PLoS One. 4, e8158-e8158 (2009).</li>
<li>Gao, B. B., Chen, X., Timothy, N., Aiello, L. P., Feener, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+vitreous+proteome+in+diabetes+without+diabetic+retinopathy+and+diabetes+with+proliferative+diabetic+retinopathy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Proteome+Res%22%5BJournal%5D)">Characterization of the vitreous proteome in diabetes without diabetic retinopathy and diabetes with proliferative diabetic retinopathy.</a> J Proteome Res. 7, 2516-2525 (2008).</li>
<li>Izuta, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+SOD+and+VEGF+are+increased+in+vitreous+bodies+from+proliferative+diabetic+retinopathy+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Vis%22%5BJournal%5D)">Extracellular SOD and VEGF are increased in vitreous bodies from proliferative diabetic retinopathy patients.</a> Mol Vis. 15, 2663-2672 (2009).</li>
<li>Azimzadeh, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formalin-fixed+paraffin-embedded+%28FFPE%29+proteome+analysis+using+gel-free+and+gel-based+proteomics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Proteome+Res%22%5BJournal%5D)">Formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) proteome analysis using gel-free and gel-based proteomics.</a> J Proteome Res. 9, 4710-4720 (2010).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Ciało szkliste jest półprzezroczystym żelem, którego skład molekularny jest słabo poznany, zwłaszcza na poziomie jego podstruktur: podstawy szklistej, rdzenia, kory oraz przedniego odcinka błony szklistej. Rdzeń ciała szklistego zawiera kolageny II, V, IX i XI, a także proteoglikany siarczanu chondroityny, proteoglikany siarczanu heparanu oraz kwas hialuronowy.1,2 Biomarkery białkowe w rdzeniu ciała szklistego powiązano z chorobami takimi jak retinopatia cukrzycowa.3-5 Nie wiadomo, w jaki sposób białka te wykazują różnicową ekspresję w każdej z podstruktur, a w wielu przypadkach nieznana jest tożsamość konkretnych białek. Szczegóły te mogą rzucić światło na pochodzenie białek związanych z konkretnymi chorobami witreoretinalnymi i pomóc w celowaniu w przyszłe terapie. Chociaż nie określono optymalnego odstępu czasu po śmierci dla sekcji tkanek, degradacja białek może wpłynąć na późniejsze eksperymenty. Na przykład immunohistochemia jest zaburzona w oczach po 12 godzinach od śmierci, a aktywność niektórych specyficznych enzymów może spaść w ciągu kilku godzin (obserwacja niepublikowana). Wszystkie tkanki w niniejszym badaniu pobrano od 2 do 8 godzin po śmierci, bez istotnych zmian w ekspresji białek lub przydatności do analiz proteomicznych. Metodę mrożenia w ciekłym azocie wybrano zamiast fiksacji, aby zapobiec niewielkim zmianom w strukturze białek spowodowanym sieciowaniem przez utrwalacz, co wykazano w innych tkankach za pomocą LC-MS/MS.6 Badania proteomiczne będą zależeć od zdolności do dokładnej sekcji różnych przedziałów ciała szklistego, co zaprezentowano w niniejszym eksperymencie wideo. Zweryfikowaliśmy technikę sekcji za pomocą 1-wymiarowej elektroforezy SDS-PAGE. Jak sugerują nasze wyniki, w różnych podstrukturach ciała szklistego występują białka o różnicowej ekspresji. Identyfikacja tych białek pozwoli na dokładniejsze zrozumienie kompartymentacji ciała szklistego.

<table><tbody><tr><td>pinceta 0,12</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>E1502</td><td></td></tr><tr><td>strzykawka 5 cc</td><td>BD Biosciences</td><td>309603</td><td></td></tr><tr><td>proste pincety opatrunkowe z ząbkami</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>E1400</td><td></td></tr><tr><td>igła 23 G</td><td>BD Biosciences</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>pinceta Colibri</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>2/132</td><td></td></tr><tr><td>kątowe nożyczki rogówkowe Castroviejo</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>E3223</td><td></td></tr><tr><td>zakrzywione nożyczki do kapsulotomii Vannas</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>E3387</td><td></td></tr><tr><td>chirurgiczne patyczki Weck-Cel</td><td>Medtronic Inc.</td><td>0008680</td><td></td></tr><tr><td>zakrzywione nożyczki do tenotomii Westcott</td><td>Storz Ophthalmics</td><td>E3320</td><td></td></tr></tbody></table>

disekcja elementów ludzkiego ciała szklistego do analizy proteomicznej

Dissection of Human Vitreous Body Elements for Proteomic Analysis

Ciało szkliste jest optycznie przejrzystą, kolagenową macierzą zewnątrzkomórkową, która wypełnia wnętrze oka i pokrywa siatkówkę. 1,2 Nieprawidłowe oddziaływania między podstrukturami ciała szklistego a siatkówką leżą u podstaw wielu chorób witreoretinalnych, w tym pęknięć i odwarstwienia siatkówki, zmarszczki plamki, otworu plamki, zwyrodnienia plamki związanego z wiekiem, trakcji witreomakularnej, proliferacyjnej witreoretinopatii, proliferacyjnej retinopatii cukrzycowej oraz dziedzicznych witreoretinopatii. 1,2 Skład molekularny podstruktur ciała szklistego nie jest znany. Ponieważ ciało szkliste jest przezroczyste i ma ograniczony dostęp chirurgiczny, badanie jego podstruktur na poziomie molekularnym było trudne. Opracowaliśmy metodę separacji i konserwacji tych tkanek do analiz proteomicznych i biochemicznych. Technika sekcji zaprezentowana w tym filmie eksperymentalnym pokazuje, jak wyizolować podstawę ciała szklistego, błonę hialoidową przednią, rdzeń ciała szklistego oraz korę ciała szklistego z pośmiertnych ludzkich oczu. Jednowymiarowe analizy SDS-PAGE każdego z komponentów ciała szklistego wykazały, że zastosowana technika sekcji pozwoliła na uzyskanie czterech unikalnych profili białkowych odpowiadających każdej podstrukturze ludzkiego ciała szklistego. Identyfikacja białek różnicowo rozmieszczonych w poszczególnych przedziałach pozwoli na wskazanie cząsteczek kandydackich leżących u podstaw różnych chorób witreoretinalnych.

Niniejszy film przedstawia skuteczną technikę różnicowania i preparowania poszczególnych półprzezroczystych struktur ciała szklistego ludzkiego oka w materiale pośmiertnym.

Disekcja elementów ludzkiego ciała szklistego do analizy proteomicznej

Ciało szkliste to optycznie przejrzysta, kolagenowa macierz pozakomórkowa, która wypełnia wnętrze oka i pokrywa siatkówkę. 1,2 Nieprawidłowe oddziaływania ...

Ciało szkliste to optycznie przejrzysta macierz zewnątrzkomórkowa wypełniająca wnętrze oka. Można je podzielić na kilka podstruktur, w tym przednią część błony szklistej za soczewką, podstawę ciała szklistego przy przedniej części siatkówki, korę ciała szklistego tworzącą elastyczną powłokę oraz rdzeń ciała szklistego w centrum. Aby wypreparować ciało szkliste, musimy najpierw usunąć segment przedni.Do nacięcia rogówki w obrębie limbusa używa się bardzo ostrego ostrza. Następnie za pomocą nożyczek do rogówki i twardówki wycina się rogówkę bezpośrednio przed limbusem. Tęczówkę oddziela się za pomocą zakrzywionych nożyczek, odciągając ją od jej powierzchni.Delikatny ucisk gałki ocznej może wypchnąć jądro soczewki. Aby usunąć rdzeń ciała szklistego, należy użyć igły 23G na strzykawce 5 cc i odessać w większości płynne ciało szkliste. Przednia błona szklista staje się widoczna jako cienka, przezroczysta struktura błoniasta, którą można uchwycić pęsetą.Jest to elastyczna struktura znajdująca się bezpośrednio za soczewką. Wewnętrzny krąg to więzadło zonularne. Do przecięcia ciała szklistego używa się nożyczek typu Van, podczas gdy pęsetą wywiera się trakcję.Tkankę boczna można przenieść do probówki afu i powtarzać ten zabieg do momentu wycięcia całej tkanki. Aby uzyskać dostęp do pozostałych podstruktur ciała szklistego, konieczne jest otwarcie oka za pomocą zakrzywionych nożyczek Westcotta. Każdy z płatów należy odsunąć pęsetą w szalce Petriego.Na tym obrazie przedstawiono anatomię podstawy ciała szklistego, cienkiej, przezroczystej tkanki rozciągającej się w obrębie ora serrata. Ora serrata stanowi linię podziału między ciałem rzęskowym z przodu a siatkówką z tyłu. W przeciwieństwie do innych części ciała szklistego, podstawa ciała szklistego przylega ściśle do leżącego pod nią ciała rzęskowego i siatkówki, w związku z czym pociągnięcie pęsetą spowoduje uniesienie tej tkanki.Aby wyizolować podstawę ciała szklistego, najpierw usuwamy pars plana za pomocą pęsety i nożyczek Westcotta. Pars plana to ten niewielki obszar z wypukłościami. Następnie, aby wyizolować podstawę ciała szklistego, wykonujemy cięcie nożyczkami Westcotta dwa do trzech milimetrów za ora serrata, stabilizując oko pęsetą; następnie chwytamy pęsetą podstawę ciała szklistego, wywieramy trakcję i wykonujemy sekwencyjne cięcia nożyczkami Westcotta.Podczas wycinania podstawy ciała szklistego pojawia się obraz przypominający sznur pereł, co pozwala zaobserwować, w jaki sposób ta macierz pozakomórkowa może kompartymentyzować białka. Do preparowania otoczki ciała szklistego można zastosować różne techniki. Kontakt z gąbką do komórek WEX spowoduje uniesienie kory.Krawędź kory można znaleźć pomiędzy listkami, tak jak pokazano tutaj. Ponownie należy użyć pęsety do wytworzenia trakcji, a następnie nożyczek VanNessa, aby sekwencyjnie wyciąć korę witrażu. Korę można również unieść z tarczy nerwu wzrokowego; w tym przypadku użyto większych nożyczek Westcotta, aby wypreparować korę podczas jej ostrożnego oddzielania od powierzchni siatkówki.Próbki można następnie umieścić w probówce typu micro i przechowywać do późniejszej analizy proteomicznej.

dissection-of-human-vitreous-body-elements-for-proteomic-analysis

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przekrojowanie elementów szklistego ciała ludzkiego w celu analizy proteomiki

Nieludzkie naczelne są istotnym gatunkiem translacyjnym dla naszego zrozumienia rozwoju i starzenia się. Organizacja anatomiczna siatkówki naczelnych może dostarczyć ważnych informacji na temat stanów prawidłowych i patologicznych u ludzi.

Brama do mózgu: sekcja oka naczelnych

Technika sekcji ilustruje proces usuwania ciała szklistego, siatkówki oraz soczewki z oka myszy, ich rozdzielenie za pomocą wirowania oraz charakterystykę z wykorzystaniem analiz białkowych.

Ewisceracja ciała szklistego i siatkówki myszy do analiz proteomicznych

Siatkówka nerwowa myszy w wieku 8 dni znajduje się na 4% bloku żelatyny. Po wyizolowaniu warstwy fotoreceptorów (200 μm) za pomocą wibratomu, fotoreceptory są wysiewane po dysocjacji mechanicznej i enzymatycznej do hodowli. Warstwa fotoreceptorowa może być wykorzystana do analiz molekularnych, biochemicznych lub transplantacji.

Cięcie wibratomem siatkówki myszy w celu przygotowania kultur fotoreceptorowych

Celem tego protokołu jest pokazanie skutecznej techniki izolowania całego, nienaruszonego rdzenia i kory ciała szklistego z pośmiertnych wyłuszczonych oczu świń.

Sekcja całego ciała szklistego do analizy witreodynamicznej

Ludzka siatkówka składa się z funkcjonalnie i molekularnie odrębnych regionów, w tym dołka, plamki żółtej i siatkówki obwodowej. W tym miejscu opisujemy metodę wykorzystującą biopsje stemplowe i ręczne usuwanie warstw tkanek z ludzkiego oka w celu wypreparowania i zebrania tych odrębnych obszarów siatkówki do dalszej analizy proteomicznej.

Rozwarstwienie ludzkiej siatkówki i naczyniówki RPE w celu analizy proteomicznej

Charakterystyka proteomu łożysk mikronaczyniowych oka jest kluczowa dla dogłębnego zrozumienia wielu patologii oczu u ludzi. Badanie to demonstruje skuteczną, szybką i solidną metodę ekstrakcji białek i przygotowania próbek z małych naczyń krwionośnych, wykorzystującą krótkie tylne tętnice rzęskowe świń jako naczynia modelowe do analiz proteomicznych opartych na spektrometrii mas.

Przygotowanie próbki do analizy proteomicznej mikronaczyń oka w oparciu o spektrometrię mas

Opisujemy metodę skutecznego oddzielania nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) od siatkówki w ludzkich oczach i generowania całych płaskich komórek RPE/naczyniówki do analiz histologicznych i morfometrycznych RPE.

Wydajne i spójne generowanie płaskich nabłonków barwnikowych siatkówki/naczyniówki z ludzkich oczu do analizy histologicznej

Ten protokół przedstawia zintegrowaną platformę biorepozytorium do standaryzowanego zbierania, opisywania i biobankowania wysokiej jakości ludzkich biopsji cieczy wodnistej i płynu szklistego do dalszych analiz molekularnych, w tym proteomiki, metabolomiki i glikomiki.

Biobankowanie płynnych biopsji ludzkich roztworów wodnych i ciała szklistego do analiz molekularnych

Siatkówka wykazuje złożoną organizację przestrzenną w całej swojej strukturze laminarnej. Nowoczesna transkryptomika przestrzenna i techniki sekwencjonowania wymagają wycinków tkanek o grubości &lt; 20 μm, co ogranicza ich zastosowanie w badaniach siatkówki. Ta świeżo zamrożona metoda kriosekcji pozwala uzyskać cienkie przekroje siatkówki myszy, zachowując jednocześnie płaskie relacje przestrzenne, umożliwiając kompleksowe mapowanie molekularne blaszek.

En face Kriosekcja siatkówki myszy w celu przeprowadzenia wielowymiarowej przestrzennej analizy molekularnej

Metoda ta wizualizuje rodzimą strukturę włókien kolagenowych w ciele szklistym za pomocą mikroskopii konfokalnej refleksji.

Przygotowanie oczu wieprzi do mikroskopii refleksyjnej konfokalnej w celu wizualizacji sieci włókien kolagenowych szklistych

Poznaj techniki sekcji ciała szklistego oka ludzkiego do analizy proteomicznej. Metoda obejmuje precyzyjne wycięcie przedniego odcinka, izolację podstawy szklistej i kory oraz przygotowanie próbek.

Disekcja elementów ludzkiego ciała szklistego do analizy proteomicznej

Przeglądaj więcej filmów