Name: Zasady chirurgii gryzoni dla nowego chirurga (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-06T20:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 29 s
Description: Poznaj zasady aseptycznej chirurgii gryzoni dla nowych badaczy. Naucz się przygotowywać pole sterylne, dezynfekować instrumenty i zapewniać opiekę pooperacyjną zwierzętom.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Przed przeprowadzeniem zabiegu chirurgicznego należy zapoznać się z wymogami prawnymi i etycznymi dotyczącymi wykorzystania zwierząt w badaniach i nauczaniu
<ol>
	<li>Wszystkie procedury chirurgiczne muszą zostać zatwierdzone przez lokalny organ etyczny lub prawny (IACUC, komisję etyczną, Home Office itp.).</li>
	<li>Przed rozpoczęciem prac należy upewnić się, że stosowne zatwierdzenie zostało uzyskane.</li>
	<li>W przypadku jakichkolwiek wątpliwości co do zatwierdzenia operacji lub zgody na wykorzystanie zwierząt, nie należy kontynuować procedury.</li>
</ol>
2. Zrozumienie techniki aseptycznej<ol>
	<li>Koncepcja sterylności
	<ol>
		<li>Celem techniki aseptycznej jest ograniczenie lub, jeśli to możliwe, całkowite usunięcie naturalnego obciążenia bakteryjnego występującego na ciele zwierzęcia i w środowisku przed rozpoczęciem operacji. Oznacza to, że instrumenty są sterylizowane, chirurgiczna powierzchnia robocza jest dezynfekowana, a zwierzę oraz dłonie chirurga podlegają dezynfekcji.</li>
		<li>Operacja przeprowadzona prawidłowo nie wymaga antybiotykoterapii profilaktycznej ani żadnych innych zabiegów, poza uśmierzaniem bólu.</li>
		<li>Nawet przy doskonałej technice aseptycznej bakterie pochodzące z organizmu obiektu operowanego mogą przedostać się do rany operacyjnej. Prawidłowa technika aseptyczna ogranicza ryzyko wprowadzenia czynników zakaźnych, przede wszystkim bakterii, do pola operacyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pole sterylne
	<ol>
		<li>Pole sterylne obejmuje obszar operacyjny, przygotowany obszar na ciele zwierzęcia oraz przód chirurga.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Naruszenia sterylności
	<ol>
		<li>Naruszenia sterylności występują, gdy chirurg dotknie czegoś poza polem sterylnym. Może to być jego twarz, oprawa oświetleniowa, nieprzygotowany obszar ciała zwierzęcia lub niesterylny instrument.</li>
		<li>Jest to powód, dla którego można stosować antybiotyki profilaktycznie.</li>
		<li>Należy pamiętać, że odbywa się czynność specjalna. Należy zachować spokój, rozwagę i precyzję.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie do operacji<ol>
	<li>Operacje na gryzoniach nie wymagają dedykowanego bloku operacyjnego. Idealnie byłoby, gdyby zabiegi przeprowadzano w wydzielonej strefie w laboratorium, np. w dygestorium lub komorze z laminarnym przepływem powietrza. Niezależnie od tego, wybrany obszar powinien być uporządkowany, dobrze oświetlony i oddalony od ciągów komunikacyjnych. Zabiegi na gryzoniach często wykonuje się na blacie laboratoryjnym. Przed przygotowaniem stanowiska operacyjnego należy dokładnie oczyścić blat środkiem dezynfekującym.</li>
	<li>Pomocnikiem chirurga powinna być osoba asystująca. Asystent może pomagać przy znieczulaniu, przygotowywaniu zwierząt i monitorowaniu stanu po zabiegu. Dzięki temu chirurg może przygotować się w czasie, gdy przygotowywane są zwierzęta, co skraca czas ich przebywania pod wpływem znieczulenia i może pozwolić na przeprowadzenie większej liczby operacji.</li>
	<li>Zorganizuj obszar operacyjny tak, aby składał się z trzech odrębnych stref: przygotowania, operacji i rekonwalescencji.</li>
	<li>W strefie przygotowania zgromadź niezbędne materiały:
	<ol>
		<li>Nawilżająca maść do oczu</li>
		<li>Trymer lub brzytwa</li>
		<li>Gaza</li>
		<li>Roztwory do mycia chirurgicznego
		<ol>
			<li>Najczęściej stosowanymi roztworami do mycia chirurgicznego są jodofory lub chlorheksydyna</li>
			<li>70% alkohol izopropylowy jest również stosowany jako element mycia chirurgicznego.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W strefie operacyjnej zgromadź i odpowiednio rozmieść niezbędne materiały.
	<ol>
		<li>Źródło ciepła w celu utrzymania temperatury ciała gryzonia
		<ol>
			<li>Idealnym źródłem ciepła jest recyrkulacyjna mata grzewcza wodna. Elektryczne maty grzewcze nie są dopuszczalne do operacji. Można również stosować chirurgiczne rękawiczki wypełnione ciepłą wodą lub chemiczne ogrzewacze do rąk. W przypadku stosowania którejkolwiek z tych dwóch ostatnich metod, temperaturę obiektu należy starannie monitorować podczas operacji.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Platforma operacyjna
		<ol>
			<li>Może to być sterylna, wodoodporna podkładka umieszczona nad źródłem ciepła.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Materiały jednorazowe
		<ol>
			<li>Mogą one obejmować: sterylne obłożenia chirurgiczne, gazę, aplikatory bawełniane, płyny do podawania gryzoniowi, roztwór do irygacji tkanek.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Sterylne narzędzia
		<ol>
			<li>Zestaw narzędzi będzie się różnić w zależności od rodzaju operacji, ale zazwyczaj obejmuje skalpele, rozwieracze do tkanek, pęsety, kleszczyki hemostatyczne i nożyczki.</li>
			<li>Sterylizator do narzędzi lub roztwór sterylizujący, jeśli te same narzędzia mają być użyte u więcej niż jednego obiektu operacyjnego
			<ol>
				<li>Powszechnie stosuje się sterylizator koralikowy do sterylizacji narzędzi pomiędzy zwierzętami.</li>
			</ol>
			</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Materiał do zamknięcia rany operacyjnej.
		<ol>
			<li>Stosowane materiały będą zależały od miejsca operowanego i zastosowania, ale mogą obejmować: nici i igły, zszywki i aplikator do zszywek lub klej tkankowy</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wszelki inny niezbędny specjalistyczny sprzęt (aparat stereotaktyczny, implanty, mikroskop operacyjny)</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przygotowanie instrumentów do operacji<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem zabiegu instrumenty powinny być czyste i sterylne. Często osiąga się to poprzez przygotowanie kompletnych zestawów chirurgicznych, które są autoklawowane.</li>
	<li>Instrumenty mogą być używane do więcej niż jednego zabiegu u gryzoni bez konieczności ponownego autoklawowania i pakowania, jednak pomiędzy kolejnymi zwierzętami muszą zostać oczyszczone i wysterylizowane.
	<ol>
		<li>W przypadku użycia sterylizatora koralikowego należy odczekać, aż instrumenty ostygną po sterylizacji. Można je schłodzić, zanurzając w sterylnej wodzie.</li>
		<li>Można również stosować chemiczne środki sterylizujące, które wymagają jednak dłuższego czasu kontaktu (~10 minut – może to być 30–60 minut, wymagane płukanie). Alkohol nie jest środkiem sterylizującym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozmieścić instrumenty na sterylnym, wodoodpornym polu operacyjnym w kolejności, w jakiej będą używane.</li>
</ol>
5. Przygotowanie zwierzęcia do zabiegu chirurgicznego<ol>
	<li>Przed operacją podaje się trzy rodzaje preparatów: środki znieczulające, przeciwbólowe oraz antybiotyki.
	<ol>
		<li>Znieczulenie jest niezbędne do przeprowadzenia operacji. Środki znieczulające mogą być podane drogą wziewną lub wstrzyknięte.
		<ol>
			<li>Najczęściej stosowanym środkiem znieczulającym do podania wziewnego jest obecnie izofluran.</li>
			<li>Najczęściej stosowanym znieczuleniem wstrzykiwanym jest kombinacja ketaminy i ksylazyny, ewentualnie z dodatkiem innego środka uspokajającego.</li>
			<li>W celu ustalenia odpowiednich dawek należy skonsultować się z personelem weterynaryjnym placówki.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Zaleca się stosowanie wyprzedzających środków przeciwbólowych, które powinny zostać podane przed rozpoczęciem operacji.
		<ol>
			<li>Powszechnie stosowane niesteroidowe leki przeciwzapalne obejmują fluniksynę i karprofen.</li>
			<li>Dostępne opioidy mogą obejmować buprenorfinę, morfinę lub fentanyl.</li>
			<li>W celu ustalenia odpowiednich dawek i dróg podania należy skonsultować się z personelem weterynaryjnym placówki.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przy prawidłowo przeprowadzonym zabiegu antybiotyki zazwyczaj nie są potrzebne, z wyjątkiem niektórych operacji przewodu pokarmowego o wysokim stopniu ryzyka.
		<ol>
			<li>W przypadku stosowania antybiotyków, należy je podać w okresie okołooperacyjnym (przed pierwszym nacięciem).</li>
			<li>W celu doboru odpowiednich antybiotyków, dawek i dróg podania należy skonsultować się z personelem weterynaryjnym placówki.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Chirurgiczne przygotowanie miejsca nacięcia
	<ol>
		<li>Wygolić miejsce nacięcia. Zazwyczaj golony jest obszar około 3 razy większy niż planowane nacięcie. Wielkość wygolonego i przygotowanego obszaru może być ograniczona rozmiarem zwierzęcia lub specyfiką danej okolicy ciała zwierzęcia.</li>
		<li>Wygolony obszar dezynfekuje się poprzez wielokrotne nakładanie chirurgicznego roztworu myjącego i alkoholu izopropylowego. Zazwyczaj najpierw stosuje się środek myjący, a następnie alkohol. Zabieg kończy się ostatnim nałożeniem roztworu myjącego.</li>
		<li>Mycie chirurgiczne wykonuje się kolistymi ruchami, zaczynając od środka i kierując się spiralnie na zewnątrz, a w przypadku mniejszych zwierząt – w sposób jednokierunkowy.
		<ol>
			<li>Przy myciu jednokierunkowym należy umieścić jałową gazę na przednim brzegu wygolonego obszaru, przykrywając sierść zwierzęcia. Należy delikatnie chwycić i ustabilizować zwierzę przez jałową gazę. Roztwór myjący i alkohol należy nakładać jednokierunkowo, oddalając się od jałowej gazy.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przenoszenie zwierzęcia do strefy operacyjnej
	<ol>
		<li>Przenieść zwierzę tak, aby przygotowane miejsce operacyjne znajdowało się u góry, unikając kontaktu z tym obszarem.</li>
		<li>Ułożyć zwierzę w strefie operacyjnej w taki sposób, aby miejsce operacyjne było skierowane do góry, przodem do chirurga.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zakładanie sterylnych obłożeń
	<ol>
		<li>Jeśli obłożeń zakłada asystent, musi on pamiętać, że zewnętrzna powierzchnia obłożenia jest uznawana za część pola sterylnego i nie może być przez niego dotykana. Zakładanie obłożeń często pozostawia się chirurgowi; obłożenia znajdują się w zestawie chirurgicznym.</li>
		<li>Zazwyczaj zaleca się stosowanie standardowych wodoodpornych jednorazowych obłożeń papierowych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Przygotowanie chirurga do operacji<ol>
	<li>Przygotowanie chirurga powinno podkreślać fakt, że odbywa się czynność specjalna, podczas której chirurg musi być świadomy każdego swojego ruchu przy wchodzeniu w pole sterylne i wychodzeniu z niego.</li>
	<li>Włosy i twarz są zazwyczaj zakrywane odpowiednio czepką i maską. Powinny być one nowe na początku sesji chirurgicznej, ale nie muszą być wymieniane pomiędzy zwierzętami.</li>
	<li>Chirurdzy powinni nosić jednorazowy fartuch chirurgiczny, czysty jednorazowy fartuch laboratoryjny lub co najmniej czysty fartuch laboratoryjny. Nie musi być on zmieniany pomiędzy zwierzętami, ale powinien być wymieniony pomiędzy sesjami chirurgicznymi.</li>
	<li>Ręce należy dokładnie umyć przed operacją. Należy stosować rękawiczki chirurgiczne lub diagnostyczne. W przypadku użycia rękawiczek diagnostycznych, należy je przed użyciem przemyć środkiem do dezynfekcji chirurgicznej. Rękawiczki należy zmieniać pomiędzy zwierzętami.</li>
</ol>
7. W trakcie operacji<ol>
	<li>Utrzymanie pola sterylnego.
	<ol>
		<li>Po wysterylizowaniu dłoni i pola operacyjnego należy poruszać się ostrożnie i pamiętać o zachowaniu sterylności. Obejmuje to zapewnienie sterylnego pola, na którym można odłożyć instrumenty, pamiętanie o tym, by nie dotykać nosa oraz przekazywanie pacjenta chirurgicznego wyłącznie przez sterylne pole operacyjne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Postępowanie z tkankami
	<ol>
		<li>Tkanki należy traktować delikatnie. Należy utrzymywać je w stanie wilgotnym, zwłaszcza w przypadku przedłużonej operacji. Należy minimalizować tworzenie kieszeni tkankowych i niepotrzebną dyssekcję.</li>
		<li>Właściwe postępowanie z tkankami zmniejsza ryzyko wystąpienia infekcji pooperacyjnych, przyspiesza gojenie i redukuje ból pooperacyjny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uzupełnianie utraconych płynów
	<ol>
		<li>Typowymi drogami podawania płynów u gryzoni są droga podskórna lub doszpikowa. W przypadku małych zwierząt należy stosować małe objętości – na przykład 1-2 ml wewnątrzbrzusznie u myszy.</li>
		<li>Podgrzane płyny mogą pomóc zapobiec spadkowi temperatury ciała. Temperatura ciała myszy i szczurów jest wyższa niż u ludzi, dlatego płyny muszą być cieplejsze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrzymanie ciepłoty ciała
	<ol>
		<li>Standardowym sposobem utrzymania temperatury ciała zwierzęcia jest umieszczenie mata grzewczego pod zwierzęciem podczas operacji oraz pod klatką podczas rekonwalescencji.
		<ol>
			<li>Należy zachować ostrożność przy stosowaniu mat grzewczych – używać wyłącznie tych przeznaczonych do zabiegów chirurgicznych. Inne mogą spowodować oparzenia termiczne.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Podawanie podgrzanych płynów wewnątrzbrzusznie może również pomóc w ogrzaniu zwierząt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mikroskop operacyjny – może ułatwić niektóre procedury (chirurgia mikro naczyniowa, w przypadku starszych chirurgów itp. Można również zastosować powiększacze, np. lupy itp.)</li>
</ol>
8. Uwagi dotyczące rekonwalescencji pooperacyjnej<ol>
	<li>Zwierzęta powinny dochodzić do siebie na płaskiej ściółce papierowej (sterylne ręczniki papierowe itp.), a nie na standardowej ściółce hodowlanej.</li>
	<li>Należy zapewnić zwierzęciu ciepło, co przyspieszy rekonwalescencję. Często osiąga się to poprzez umieszczenie klatki rekonwalescencyjnej częściowo na podkładce grzewczej, tak aby zwierzęta mogły samodzielnie wybrać preferowaną temperaturę podczas wybudzania.</li>
	<li>Nie należy przenosić zwierząt ani klatek z powrotem do pomieszczenia hodowlanego, dopóki wszystkie zwierzęta nie będą wyglądać normalnie. Każde zwierzę po zabiegu chirurgicznym musi odzyskać zdolność do samodzielnego prostowania się w klatce oraz zdolność do normalnego poruszania się przed powrotem do pomieszczenia hodowlanego.</li>
	<li>Po operacji należy monitorować zwierzęta pod kątem nieoczekiwanych objawów choroby lub infekcji. Zwierzęta zazwyczaj tracą niewielką ilość masy ciała po operacji, jednak przy odpowiednim leczeniu przeciwbólowym i zapewnieniu pożywienia powinny szybko ją odzyskać.</li>
</ol>
9. Monitorowanie pooperacyjne jest ostatnim etapem udanej operacji<ol>
	<li>Przez pięć do siedmiu dni po operacji monitoruj stan ogólny zwierzęcia.
	<ol>
		<li>Po zabiegu zwierzęta powinny być rześkie, czujne i aktywne. Powinny normalnie wchodzić w interakcje z współlokatorami z klatki, jeść, pić i być w stanie przyjmować typowe dla danego gatunku postawy.</li>
		<li>Zwierzęta apatyczne, z anoréksją lub o spowolnionych reakcjach powinny zostać zbadane w celu ustalenia przyczyny tych zmian. Należy rozważyć możliwość nieleczonego bólu lub infekcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobór pokarmu i płynów jest również istotny dla rekonwalescencji.
	<ol>
		<li>Po operacji wystąpi pewien spadek spożycia. Można go zniwelować, ułatwiając dostęp do pokarmu i wody.
		<ol>
			<li>Przydatne mogą być dłuższe rurki poidełek.</li>
			<li>Codzienne dostarczanie namoczonego pokarmu na dno klatki może również zachęcić zwierzęta do jedzenia.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Niektóre leki przeciwbólowe u szczurów powodują pikacyzm, dlatego należy pamiętać, że zwierzęta mogą zjadać nieodpowiednie przedmioty (np. ściółkę), co może prowadzić do urazów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Monitoruj zwierzęta pod kątem objawów infekcji w miejscu nacięcia. Okres największego ryzyka przypada na pierwsze 7 dni; zwierzęta należy sprawdzać codziennie.
	<ol>
		<li>Objawy infekcji obejmują zaczerwienienie, obrzęk, wysięk (ropny lub surowiczy), ból lub otwarcie się rany (rozejście się brzegów nacięcia).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
10. Po zakończeniu operacji ostatnim krokiem jest ocena sukcesu zabiegu
<ol>
	<li>Czy model został wywołany/część usunięta/funkcjonalność przywrócona?</li>
	<li>Czy ból był zminimalizowany do najniższego możliwego poziomu?</li>
	<li>Czy nie wystąpiła infekcja?</li>
	<li>Sukces!</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22American+College+of+Laboratory+Animal+Medicine+Position+on+Rodent+Surgery%22">American College of Laboratory Animal Medicine Position on Rodent Surgery</a>. , Forthcoming.</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Animal+Welfare%2C+9+CFR%2C+Parts+1%2C+2%2C+and+3%22">Animal Welfare, 9 CFR, Parts 1, 2, and 3</a>. , Forthcoming.</li>
<li>Bradfield, J. F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+physiologic+effects+of+inapparent+wound+infection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats.</a> Lab Anim Sci. 42, 572-578 (1992).</li>
<li>Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+animal+surgery+in+research+and+teaching.+AVMA+Panel+on+Animal+Surgery+in+Research+and+Teaching%2C+and+the+ASLAP+%28American+Society+of+Laboratory+Animal+Practitioners%29%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Guidelines for animal surgery in research and teaching. AVMA Panel on Animal Surgery in Research and Teaching, and the ASLAP (American Society of Laboratory Animal Practitioners).</a> Am J Vet Res. 54, 1544-1559 (1993).</li>
<li>Brown, P. A., Hoogstraten-Miller, S. Principles of Aseptic Rodent Survival Surgery: Parts I & 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrown%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Medicine+and+Management%22">Laboratory Animal Medicine and Management</a>. Reuter, J. D., Suckow, M. A. , International Veterinary Information Service. Ithaca. (2004).</li>
<li>Institute of Laboratory Animal Resources, National Research Council. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , National Academy Press. Washington, DC. 556-570 (1996).</li>
<li>Popp, M. B., Brennan, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+vascular+access+in+the+rat%3A+importance+of+asepsis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Long-term vascular access in the rat: importance of asepsis.</a> Am J Physiol. 241, H606-H612 (1981).</li>
<li>Rutala, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((APIC+guideline+for+selection+and+use+of+disinfectants%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Infect+Control%22%5BJournal%5D)">APIC guideline for selection and use of disinfectants.</a> Am J Infect Control. 24, 313-342 (1996).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy są pracownikami firmy Charles River, głównego dostawcy zwierząt poddanych modyfikacjom chirurgicznym do celów badawczych.

Chirurgia eksperymentalna u gryzoni rzadko jest przeprowadzana przez lekarzy weterynarii lub medycyny. Zamiast tego często wykonują ją badacze biomedyczni, którzy posiadają niewielkie lub żadne formalne przeszkolenie w zakresie zasad chirurgii i techniki aseptycznej. W warunkach badawczych chirurgii uczy się zazwyczaj od współpracowników, którzy sami również nie przeszli formalnego szkolenia. Zabiegi chirurgiczne wykonywane w laboratorium badawczym mogą być postrzegane przede wszystkim jako metoda przygotowania modelu zwierzęcego w celu wygenerowania grupy zwierząt do badania. Chociaż każda konkretna operacja jest zazwyczaj kwestią koordynacji ręka-oko oraz umiejętności technicznych, które można nabyć poprzez praktykę, zasady i umiejętności związane z koncepcją techniki aseptycznej (a tym samym chirurgią bez powikłań infekcyjnych) nie mogą zostać nabyte wyłącznie poprzez praktykę i często nie są w pełni przekazywane badaczom.
Brak formalnego przeszkolenia w zakresie zasad chirurgii może prowadzić do niezrozumienia faktu, że technicznie poprawny zabieg oraz opieka przed- i pooperacyjna nad zwierzętami są równie istotne. Uwzględnienie zarówno samej operacji, jak i opieki okołoperacyjnej przyczyni się do poprawy dobrostanu zwierząt oraz jakości danych uzyskanych z modelu chirurgicznego. Przykładowo, podkliniczna infekcja pooperacyjna może zakłócić wyniki, podobnie jak zmiany w zachowaniu i fizjologii wywołane bólem. Jako gatunki zdobyczy, większość gryzoni jest zaskakująco stoicka i mimo cierpienia z powodu bólu lub infekcji pooperacyjnej może wykazywać niewiele objawów klinicznych. Subtelne oznaki bólu lub stresu u gryzoni są dodatkowo maskowane przez ogólny brak przeszkolenia badaczy biomedycznych w rozpoznawaniu takich symptomów u tych zwierząt. Co więcej, gryzonie są najbardziej aktywne podczas cyklu ciemnego, kiedy personel zazwyczaj nie ma możliwości obserwacji klinicznych i behawioralnych oznak bólu po operacji. Niniejsze wideo nie zastępuje właściwego szkolenia chirurgicznego, które w idealnych warunkach powinno być praktyczne i zapewnione przez instytucję, lecz ma na celu przedstawienie badaczom przeglądu powszechnych problemów oraz wizualną prezentację przyjętych procedur aseptycznych i technik niezbędnych do osiągnięcia minimalnych kompetencji w wykonywaniu chirurgii przeżyciowej u gryzoni.

A correction to author list has been made for article Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.

Erratum: Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.

zasady chirurgii gryzoni dla początkującego chirurga

Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

Zarówno z powodów naukowych, jak i ze względu na dobrostan zwierząt, szkolenie w zakresie podstawowych koncepcji i technik chirurgicznych powinno zostać przeprowadzone przed podjęciem jakichkolwiek prób wykonania operacji na gryzoniu. Studenci, stażyści podoktorscy oraz inne osoby zainteresowane przeprowadzaniem operacji na gryzoniach w ramach protokołu badawczego mogli nie przejść formalnego szkolenia chirurgicznego w ramach wymaganego programu nauczania. Sama chirurgia jest umiejętnością techniczną, która ulega poprawie wraz z praktyką. Zasady techniki aseptycznej często pozostają jednak niewyjaśnione lub niepoduczone. Dla większości początkujących chirurgów te kluczowe informacje są przekazywane w sposób fragmentaryczny lub przyswajane w trakcie pracy, co nie jest rozwiązaniem idealnym. Może to również utrudnić naukę konkretnego zabiegu operacyjnego, ponieważ początkujący chirurg musi jednocześnie opanować technikę chirurgiczną oraz zasady aseptyki. Niniejszy artykuł podsumowuje i przedstawia zalecenia dotyczące podstawowych umiejętności i technik chirurgicznych niezbędnych do skutecznego przeprowadzenia operacji u gryzoni. Artykuł ten ma na celu uzupełnienie praktycznego szkolenia organizowanego przez instytucję użytkownika.

Przed przystąpieniem do operacji nowy chirurg powinien przejść szkolenie z zakresu podstawowych technik i koncepcji chirurgicznych. Niniejszy artykuł przedstawi podstawowe zagadnienia chirurgiczne ze szczególnym uwzględnieniem gryzoni.

Zasady chirurgii gryzoni dla początkującego chirurga

Zarówno z przyczyn naukowych, jak i ze względu na dobrostan zwierząt, szkolenie w zakresie podstawowych koncepcji i technik chirurgicznych powinno zostać przeprowadzone przed podjęciem jakichkolwiek prób wykonania...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest przedstawienie zasad i praktyk stosowanych podczas aseptycznej chirurgii u gryzoni. W pierwszej kolejności wprowadzony zostaje koncept pola sterylnego. Następnie zaprezentowano prawidłowe przygotowanie obszaru roboczego, które umożliwi sprawne przeprowadzenie prac oraz utrzymanie sterylności pola.Następnie opisano kroki niezbędne do przygotowania zwierzęcia i chirurga, które zminimalizują wprowadzenie zanieczyszczeń środowiskowych oraz ból u gryzonia. Na koniec omówiono proste kwestie chirurgiczne, takie jak obchodzenie się z tkankami i opieka pooperacyjna nad badanym zwierzęciem. Zazwyczaj badacze rozpoczynający naukę chirurgii napotykają trudności, ponieważ jednocześnie uczą się techniki aseptycznej oraz technicznie wymagającego zabiegu chirurgicznego.Wizualna demonstracja techniki aseptycznej jest istotna, ponieważ umiejętności te są często nowe dla osób, które nie posiadają formalnego wykształcenia medycznego. Przed rozpoczęciem jakiejkolwiek procedury chirurgicznej musi ona zostać zatwierdzona przez lokalny organ prawny lub etyczny. Może to być instytucjonalna komisja ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania, komisja etyczna lub odpowiedni urząd administracyjny.Niniejszy film ma służyć jako wprowadzenie lub uzupełnienie praktycznego szkolenia prowadzonego w Państwa instytucji. Celem zabiegów chirurgicznych u gryzoni jest zapobieganie sepsie lub uniknięcie infekcji po operacji. Aby to osiągnąć, dłonie chirurga muszą zostać zdezynfekowane, instrumenty wysterylizowane, a obszar operacyjny zsanitowany.Nawet przy zastosowaniu doskonałej techniki aseptycznej, do rany mogą nadal dostać się bakterie pochodzące od pacjenta. Prawidłowa technika aseptyczna ogranicza ryzyko wprowadzenia czynników zakaźnych, przede wszystkim bakterii, do ran i miejsc operacyjnych. Pole sterylne obejmuje obszar, na którym rozmieszczone są instrumenty, oraz obszar przygotowany na ciele zwierzęcia do zabiegu chirurgicznego.Pole sterylne to obszar powyżej, poniżej i wokół zwierzęcia, w którym znajduje się chirurg oraz wszystkie materiały i sprzęt niezbędne do przeprowadzenia operacji. Jeśli sprzęt, materiały lub chirurg znajdą się poza polem sterylnym, chirurg musi natychmiast przerwać pracę i zareagować na naruszenie techniki sterylności, aby uniknąć ryzyka infekcji. Operacje na gryzoniach nie wymagają dedykowanych sal operacyjnych, lecz idealnie powinny być przeprowadzane pod wyciągiem lub w szafie z laminarnym przepływem powietrza.Obszar ten powinien być uporządkowany, dobrze oświetlony i znajdować się poza ciągiem komunikacyjnym. Jeśli zabiegi mają być przeprowadzane na blacie laboratoryjnym, powinien on zostać dokładnie wyczyszczony środkiem dezynfekcyjnym. Przed przygotowaniem obszaru chirurgicznego należy go zorganizować w taki sposób, aby wydzielić trzy wyraźne strefy.Przygotowanie, operacja i rekonwalescencja. W obszarze przygotowawczym należy zgromadzić niezbędne przybory, takie jak środek smarujący, maść oftalmiczna, strzygacz lub gumka do usuwania futra oraz roztwory do szorowania chirurgicznego. W obszarze operacyjnym należy przygotować i rozmieścić wymagane materiały, takie jak podgrzewana mata wodna z recyrkulacją do utrzymania ciepłoty ciała gryzonia oraz sterylna mata wodoodporna. Jeśli w jednej sesji planowane są kolejne operacje, dostępny powinien być również sterylizator narzędzi, np. sterylizator koralikowy. Na koniec należy przygotować materiały niezbędne do zamknięcia rany operacyjnej: szwy i igły, zszywacz chirurgiczny ze zszywkami lub klej tkankowy.Należy również przygotować wszelki inny niezbędny sprzęt, taki jak aparat stereotaksyczny, implanty lub mikroskop operacyjny. Obszar rekonwalescencji powinien zawierać dużą klatkę umieszczoną na macie grzewczej, która na początku operacji powinna być zazwyczaj wyłożona płaską podściółką papierową. Wszystkie instrumenty muszą być czyste i sterylne.Często osiąga się to poprzez przygotowanie kompletnych zestawów chirurgicznych poddawanych autoklawowaniu. Instrumenty stereotaktyczne powinny być dokładnie czyszczone pomiędzy zabiegami, a elementy mające kontakt z zwierzętami, takie jak uchwyty uszne lub siekaczy, a także elementy używane przez chirurga, np. pokrętła, powinny być dezynfekowane przed użyciem oraz pomiędzy zwierzętami. Pokrętła można owinąć sterylną folią, aby zapewnić sterylność podczas operacji.Instrumenty można wykorzystywać do więcej niż jednego zabiegu chirurgicznego u gryzoni bez konieczności autoklawowania i ponownego pakowania, jednak należy je czyścić i sterylizować pomiędzy zwierzętami, na przykład za pomocą sterylizatora koralikowego. Należy odczekać, aż instrumenty ostygną po sterylizacji, zanim zetkną się z tkanką. Ponownie, instrumenty można schładzać, zanurzając je w sterylnej wodzie; alkohol nie jest środkiem sterylizującym.Przed operacją gryzoniom zazwyczaj podaje się trzy rodzaje leków: środki znieczulające, przeciwbólowe oraz antybiotyki. Znieczulenie może być podane drogą wziewną lub w formie zastrzyku. Najczęściej stosowanym anestetykiem wziewnym u gryzoni jest izofluran.Do powszechnie stosowanych środków znieczulających w formie iniekcji należą ketamina i ksylazyna, podawane samodzielnie lub w połączeniu z innym lekiem uspokajającym. Wiele środków znieczulających znosi odruch mrugania. Przed rozpoczęciem jakiejkolwiek procedury zawsze należy zastosować sterylną maść oftalmiczną w celu ochrony oczu.Zaleca się stosowanie leków przeciwbólowych w ramach profilaktyki, w tym niesteroidowych leków przeciwzapalnych, takich jak flunixon, oraz opioidów, takich jak buprenorfina lub morfina. W celu przygotowania pola operacyjnego należy najpierw ogolić sierść. Sierść może przenieść zanieczyszczenia do rany operacyjnej, dlatego należy ogolić obszar większy niż planowane cięcie, zachowując szerokie marginesy.Na przykład w przypadku cięcia o długości jednego centymetra często przygotowuje się obszar o szerokości trzech centymetrów. Może to być ograniczone rozmiarem zwierzęcia lub regionem anatomicznym. Wykonaj trzy naprzemienne aplikacje środka do mycia chirurgicznego i 70% alkoholu izopropylowego, stosując ruchy okrężne lub jednokierunkowe, kończąc ostatnią aplikacją roztworu do mycia, a nie alkoholu.Następnie ustaw zwierzę tak, aby miejsce operacyjne było skierowane ku górze. Na koniec chirurg wykonuje ucisk palca stopy, aby zweryfikować, czy zwierzę znajduje się w głębokiej narkozie. Przygotowanie chirurga powinno kłaść nacisk na fakt, że odbędzie się specjalna czynność, podczas której chirurg musi być świadomy każdego swojego ruchu przy wchodzeniu w pole sterylne i wychodzeniu z niego. Włosy i twarz są zazwyczaj przykryte odpowiednio czepkiem i maseczką.Rękawiczki powinny być nowe na początku sesji chirurgicznej, ale nie muszą być wymieniane między zwierzętami. Przed operacją należy dokładnie umyć ręce. Podczas zabiegu chirurgicznego należy używać sterylnych rękawiczek chirurgicznych.Rękawiczki należy zmieniać pomiędzy zwierzętami lub w przypadku ich uszkodzenia lub zanieczyszczenia podczas procedury. W idealnym przypadku chirurdzy powinni nosić jednorazowy fartuch chirurgiczny, jednak dopuszczalny jest czysty fartuch laboratoryjny, jednorazowy lub niedawno wyprany. Fartucha laboratoryjnego nie trzeba zmieniać pomiędzy zwierzętami, ale należy go zmienić pomiędzy sesjami chirurgicznymi.Aby rozpocząć zabieg chirurgiczny, należy założyć sterylną, wodoodporną draperię. Okresowo monitoruj zwierzęta pod kątem prawidłowego natlenienia i głębokości znieczulenia. Jeśli monitorowanie głębokości znieczulenia wiąże się z naruszeniem sterylności, zadanie to powinien wykonać asystent chirurgiczny.Naruszenia sterylności należy niezwłocznie korygować. Do częstych naruszeń w procedurach należą m.in. dotykanie twarzy lub przedmiotów znajdujących się poza polem sterylnym, np. źródła światła; w przypadku utraty sterylności należy natychmiast zmienić rękawiczki. Dodatkowe wsparcie dla zwierzęcia powinno obejmować podawanie do jamy otrzewnej, podskórnie lub dożylnie ciepłych, sterylnych, fizjologicznie zrównoważonych roztworów, takich jak 0.9%Sodium chloride. Zwierzęta powinny dochodzić do siebie w ciepłych klatkach wyłożonych ręcznikami papierowymi lub innym płaskim podłożem papierowym, a nie standardową ściółką stosowaną w hodowli zwierząt.Klatkę rekonwalescencyjną można umieścić częściowo na podkładce grzewczej, aby zwierzę mogło przejść do chłodniejszej strefy po odzyskaniu sprawności ruchowej. Zwierzęta po zabiegu należy przenieść do pomieszczenia przechowalniczego dopiero wtedy, gdy będą w stanie normalnie poruszać się po klatce po operacji. Należy zapewnić łatwiejszy dostęp do pokarmu i wody.Do pożywienia dodaje się wodę w celu jego zmiękczenia, aby ułatwić zwierzętom jedzenie. Należy monitorować zwierzęta pod kątem objawów bólu; mogą one wymagać pooperacyjnego leczenia przeciwbólowego. Należy również monitorować rany pooperacyjne pod kątem stanu zapalnego lub infekcji.Szwy chirurgiczne należy usunąć od 10 do 14 dni po operacji. Operację uznaje się za udaną, jeśli nie wystąpił stan zapalny, ból jest minimalny, a cel badawczy zaplanowany dla zabiegu został osiągnięty.Konkretne zabiegi chirurgiczne i ich cele mogą różnić się w zależności od laboratorium, jednak zawsze wskazane jest stosowanie techniki aseptycznej. Zabiegi chirurgiczne to umiejętności, których należy się nauczyć. Im więcej operacji wykonasz, tym większa będzie Twoja pewność siebie i skuteczność w utrzymywaniu techniki aseptycznej.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo wiedzieć, w jaki sposób zasady techniki aseptycznej odnoszą się do chirurgii gryzoni. Każdy zabieg chirurgiczny wiąże się ze specyficznymi wymaganiami technicznymi, jednak zasady aseptyki są zawsze aktualne.

principles-of-rodent-surgery-for-the-new-surgeon

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zasady chirurgii gryzoni dla nowego chirurga

Chirurgia stereotaktyczna u gryzoni umożliwia celowane podawanie leków lub stymulację elektryczną i rejestrację sygnałów u czuwających zwierząt podczas wykonywania określonych zachowań. W niniejszej prezentacji wideo zademonstrujemy niedawne udoskonalenia tej ugruntowanej procedury, które skutecznie zwiększyły przeżywalność i zmniejszyły utratę masy ciała po operacji.

Chirurgia stereotaktyczna gryzoni i poprawa dobrostanu zwierząt w neuronauce behawioralnej

Ten protokół demonstruje wstrzyknięcie wstecznie transportowalnego wektora wirusowego do tkanki rdzenia kręgowego szczura. Wektor jest wychwytywany w synapsie i transportowany do ciała komórkowego docelowych neuronów. Model ten nadaje się do wstecznego śledzenia ważnych ścieżek rdzeniowych lub celowania w komórki do zastosowań w terapii genowej.

Bezpośrednie wstrzyknięcie wektora lentiwirusowego uwydatnia wiele ścieżek motorycznych w rdzeniu kręgowym szczura

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Opisana tutaj jest procedura stereotaktyczna, która może celować w trudne i trudno dostępne obszary mózgu (ze względu na ograniczenia przestrzenne) przy użyciu kątowego podejścia koronalnego. Protokół ten można dostosować zarówno do modeli mysich, jak i szczurzych i może być stosowany do różnych zastosowań neuronaukowych, w tym implantacji kaniuli i mikroiniekcji konstruktów wirusowych.

Adaptacyjne kątowe podejście stereotaktyczne dla wszechstronnych technik neurobiologicznych

Do tej pory rozwój metod identyfikacji przytarczyc (PG) jest ograniczony przez brak modeli zwierzęcych w badaniach przedklinicznych. W tym miejscu tworzymy prosty i skuteczny model szczura do śródoperacyjnego obrazowania PG i oceniamy jego skuteczność, wykorzystując nanocząstki tlenku żelaza jako nowy środek kontrastowy PG.

Opracowanie prostego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc

Naprawa tętnicy wewnątrzszyjnej w modelu mysim po wstrzyknięciu przywraca przepływ krwi do tętnicy bez negatywnego wpływu na dystrybucję wstrzykniętego materiału. Naprawa miejsca wstrzyknięcia ułatwia kolejne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i zapobiega niedokrwieniu mózgu u szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa.

Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia

Ten manuskrypt wprowadza ustandaryzowany protokół dla nefrektomii 5/6 poprzez ostrą bipolektomię poprzez laparotomię w linii środkowej na modelu szczurzym, mający na celu wywołanie stanu niewydolności nerek poprzez redukcję miąższu nerki z dużą precyzją metodyczną i niskim ryzykiem błędu technicznego.

5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów

Tutaj prezentujemy dwa protokoły do rejestracji mikro-elektrokortykografii o wysokiej gęstości (μEcoG) u szczurów i myszy, w tym metody chirurgiczne, implantacyjne i rejestracyjne. Zapisy μECoG są wykonywane w połączeniu z zapisem laminarnej politrody w korze słuchowej szczura lub z optogenetycznym manipulowaniem aktywnością neuronalną w korze somatosensorycznej myszy.

Wieloskalowe badania przetwarzania kory mózgowej poprzez integrację politrod laminarnych i optogenetyki z mikroelektrokortykografią u gryzoni

Wprowadzenie technologii rekombinaz specyficznych dla miejsca (SSR) oraz systemu Cre/lox doprowadziło do licznych osiągnięć w biologii molekularnej i okazało się cennym narzędziem do oceny funkcji genów u zwierząt transgenicznych. W niniejszym wywiadzie omówiono mechanizm rekombinacji specyficznej dla miejsca za pomocą rekombinazy cyklizacyjnej (Cre) oraz sposób, w jaki zastosowanie tego enzymu doprowadziło do opracowania mutagenezy warunkowej, która wykazuje znaczące zalety w porównaniu z...

Zasady technologii rekombinaz specyficznych dla miejsca (SSR)

Wsparte płaskie dwuwarstwy są potężnymi narzędziami, które mogą być wykorzystywane do modelowania oddziaływań molekularnych w synapsie immunologicznej. W niniejszej pracy przedstawiamy metody zakotwiczenia białek adhezyjnych komórek, o których wiadomo, że modulują one tworzenie synaps, w górnej warstwie dwuwarstwy lipidowej oraz wizualizacji procesu tworzenia synapsy za pomocą mikroskopii TIRF.<br...

Wspierane dwuwarstwy płaskie do tworzenia i badania synaps immunologicznych oraz kinaps

Poznaj zasady aseptycznej chirurgii gryzoni dla nowych badaczy. Naucz się przygotowywać pole sterylne, dezynfekować instrumenty i zapewniać opiekę pooperacyjną zwierzętom.

Zasady chirurgii gryzoni dla początkującego chirurga

Przeglądaj więcej filmów