Name: Autologiczne wstrzyknięcie krwi w celu modelowania spontanicznego krwotoku śródmózgowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Poznaj model autologicznego wstrzyknięcia krwi do badania krwotoku śródmózgowego u myszy. Technika podwójnej iniekcji minimalizuje refluks krwi i umożliwia analizę patologii oraz zmian neurobehawioralnych in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Praca została sfinansowana ze stypendium Institute for Translational Medicine and Therapeutics oraz grantu szkoleniowego Institute for Medicine and Engineering (T32HL007954) na University of Pennsylvania, a także z grantu Marlene L. Cohen and Jerome H. Fleisch Scholar Grant w University of Connecticut Health Center (LHS) oraz NIH NS-029331(FAW).

1. Przygotowanie sprzętu
<ol>
<li>Przetrzyj ramę stereotaksyczną oraz pompę 75% etanolem, aby zminimalizować zanieczyszczenie bakteryjne.</li>
<li>Sterylizuj strzykawkę Hamiltona oraz igłę z topionej krzemionki. 
Uwaga: W przypadku zastosowania sterylizacji chemicznej należy kilkukrotnie wypłukać sprzęt w sterylnej wodzie przed użyciem.</li>
<li>Przetrzyj powierzchnię papieru woskowego z parafiny 75% etanolem i pozostaw do wyschnięcia.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy do iniekcji
Uwaga: Myszy należy dostarczyć do zwierzęca co najmniej 7 dni przed operacją, aby umożliwić im aklimatyzację w nowym środowisku i zredukować stres.
<ol>
<li>Zważ mysz w celu ustalenia wartości bazowej przed operacją.</li>
<li>Wprowadź znieczulenie, stosując 30% tlenu, 70% podtlenku azotu oraz 4% izofluranu, aż do utraty reakcji na uciśnięcie ogona.</li>
<li>Wstrzyknij myszy buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg drogą doniesieniową w celu zapewnienia przeciwbólowego działania pooperacyjnego.</li>
<li>Wygol skórę głowy.</li>
<li>Pokryj oczy sterylną wazeliną.</li>
<li>Zdezynfekuj skórę głowy, przecierając ją trzykrotnie betadyną, a następnie pozostaw do wyschnięcia.</li>
<li>Wykonaj 1 cm nacięcie pośrodkowe w linii pośrodkowej skóry głowy za pomocą sterylnego skalpela chirurgicznego. 
Uwaga: Szerokie nacięcie pozwoli na pełną ekspozycję punktów orientacyjnych czaszki.</li>
<li>Wygol 1 cm brzusznej powierzchni ogona, zaczynając 1 cm od jego nasady, i zdezynfekuj obszar, przecierając go trzykrotnie betadyną.</li>
<li>Umieść mysz w aparacie stereotaksycznym. 
Uwaga: Ważne jest, aby upewnić się, że mysz jest stabilnie zamocowana w ramie, a powierzchnia czaszki znajduje się równolegle do podstawy aparatu, z doskonałą ekspozycją punktu bregma i wolną przestrzenią co najmniej 3 mm na prawo od punktu bregma.</li>
</ol>
3. Operacja krwawienia wewnątrzczaszkowego
Uwagi: Przez cały czas trwania operacji mysz znajduje się w znieczuleniu przy użyciu 30% tlenu, 70% tlenku azotu i 1-3% izofluranu, z temperaturą ciała utrzymywaną stale na poziomie 37 ± 0.5°C za pomocą podgrzewanego podkładu sterowanego termistorem i monitorowaną za pomocą termometru rektalnego.
<ol>
<li>Przymocuj sterylną igłę 27 g do strzykawki 1 cc na ramieniu aparatu stereotaktycznego.</li>
<li>Reguluj ramię stereotaktyczne, aż igła znajdzie się dokładnie nad bregmą.</li>
<li>Ustaw ramię tak, aby igła znajdowała się +2.5 mm bocznie względem bregmy, a następnie opuść ją do powierzchni czaszki.</li>
<li>Ręcznie obracaj strzykawką, aby wykonać otwór trepanacyjny na powierzchni czaszki, jednocześnie delikatnie dociskając ramię aparatu w dół – uważając, aby nie przebić czaszki całkowicie.</li>
<li>Wyjmij igłę i dokończ wykonywanie otworu trepanacyjnego ręcznie za pomocą strzykawki z igłą. 
Uwaga: Dokończenie otworu trepanacyjnego ręcznie pozwala na natychmiastowe rozpoznanie momentu przebicia wewnętrznej blaszki czaszki i minimalizuje ryzyko przypadkowego wprowadzenia igły do miąższu mózgu.</li>
<li>Wykonaj nacięcie poprzeczne na brzusznej stronie ogona za pomocą sterylnego skalpela i pozwól, aby 2-3 duże krople krwi tętniczej spadły na papier woskowy. Następnie szybko zatamuj krwawienie, uciskając miejsce nacięcia sterylną gazą.</li>
<li>Pobierz 17 μL krwi do strzykawki Hamiltona i umieść strzykawkę w pompie.</li>
<li>Ustaw ramię stereotaktyczne pod kątem 5° przyśrodkowo względem osi pionowej.</li>
<li>Ostrożnie wyreguluj ramię stereotaktyczne tak, aby końcówka igły znajdowała się nad otworem trepanacyjnym w czaszce, a następnie opuść igłę o 3.5 mm.</li>
<li>Odczekaj 2 minuty, a następnie wycofaj igłę o 0.5 mm (tak, aby końcówka znajdowała się na głębokości 3 mm).</li>
<li>Odczekaj 5 minut, aby umożliwić ponowne rozprężenie się mózgu wokół igły i zminimalizować ryzyko cofania się krwi wzdłuż toru wprowadzenia igły podczas iniekcji.</li>
<li>Wstrzyknij krew z prędkością 1 μL/minute, aż do podania 7.5 μL.</li>
<li>Odczekaj 5 minut, aby umożliwić wstępne krzepnięcie krwi oraz przesunięcia tkanek, co zminimalizuje wzrost ciśnienia wewnątrzczaszkowego.</li>
<li>Wstrzyknij pozostałe 7.5 μL z prędkością 1 μL/minute.</li>
<li>Pozostaw igłę w miejscu przez 25 minut, aby umożliwić krzepnięcie krwi. 
Uwaga: Brak odczekania do momentu krzepnięcia krwi spowoduje cofanie się krwi w miejscu wprowadzenia igły podczas jej wycofywania.</li>
<li>Powoli wycofaj igłę i natychmiast wypłucz ją gorącą wodą, aby zapobiec krzepnięciu resztek krwi wewnątrz igły i zapewnić możliwość jej ponownego użycia.</li>
<li>Wyjmij mysz z aparatu i zamknij nacięcia na ogonie oraz skórze głowy za pomocą weterynaryjnego kleju chirurgicznego.</li>
<li>Wyłącz znieczulenie.</li>
<li>Pozostaw mysz do wybudzenia, zapewniając jej ciągłe ogrzewanie oraz swobodny dostęp do zwilżonego pokarmu.</li>
<li>Po pełnym wybudzeniu przenieś mysz do klatki z pozostałymi osobnikami z miotu. Umieść mokrą granulkę pokarmową na dnie klatki, aby ułatwić zwierzętom dostęp do jedzenia.</li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki:
<img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig1.jpg" alt="Badanie krwotoku w mózgu myszy; analiza tkanki biologicznej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> Rycina 1. Przekrój wieńcowy mózgu myszy 15 minut po zabiegu ICH. Bezpośrednio po uśmierceniu zwierzęcia sprawdzono powodzenie modelu ICH na podstawie makroskopowej oceny przekroju wieńcowego w miejscu wprowadzenia igły. Krwotoki, które rozprzestrzeniały się do podstawy mózgu, w górę toru igły poza ciało modzelowate lub do komór mózgu, uznawano za niepowodzenie, a taką mysz wykluczano ze wszystkich analiz. Ogólny wskaźnik powodzenia ICH wyniósł 75-85% u 50 myszy przy 0% śmiertelności.
<img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig2.jpg" alt="Mysz w teście cylindra, wykres indeksu lateralizacji, grupa SHAM vs ICH, wyniki analizy behawioralnej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> Rycina 2. Test cylindra wykazuje lewostronną hemiparezę po krwotoku wewnątrzczaszkowym (ICH) w prawych jądrach podstawy. (A) Przykładowe wspięcie się myszy na tylne łapy po zabiegu ICH. Zwróć uwagę na oparcie tylko prawej przedniej kończyny o ściankę cylindra po ICH w lewych jądrach podstawy. (B) Wykres wyników testu cylindra 1 z kohorty myszy po zabiegu ICH (n=5) w porównaniu z grupą sham (n=4). Myszy z grupy sham przeszły wszystkie procedury z wyjątkiem wstrzyknięcia krwi (igła została wprowadzona do mózgu). Każdą mysz umieszczono w przezroczystym szklanym cylindrze o średnicy 12 cm i obserwowano podczas 20 wspięć. Początkowe ustawienie przednich kończyn na ściance cylindra było oceniane przy każdym wspięciu. Kolejne ruchy (takie jak eksploracja boczna) nie były oceniane, dopóki mysz nie wróciła na ziemię i nie nastąpiło kolejne wspięcie. Indeks lateralizacji obliczono jako (# opierań prawej przedniej kończyny o ściankę cylindra - # opierań lewej przedniej kończyny)/(# prawej + # lewej + # obu), gdzie 0 oznacza brak preferencji kończyny przedniej, a 1 oznacza, że używana była tylko prawa przednia kończyna.

<ol><li>Hua, Y., Schallert, T., Keep, R. F., Wu, J., Hoff, J. T., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+Tests+After+Intracerebral+Hemorrhage+in+the+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Behavioral Tests After Intracerebral Hemorrhage in the Rat.</a> Stroke. 33, 2478-2484 (2002).</li>
<li>James, M., Warner, D., Laskowitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+Models+of+Intracerebral+Hemorrhage%3A+A+Translational+Perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocritical+Care%22%5BJournal%5D)">Preclinical Models of Intracerebral Hemorrhage: A Translational Perspective.</a> Neurocritical Care. 9, 139-152 (2008).</li>
<li>Foerch, C., Arai, K., Jin, G., Park, K. -P., Pallast, S., van Leyen, K., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Model+of+Warfarin-Associated+Intracerebral+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Experimental Model of Warfarin-Associated Intracerebral Hemorrhage.</a> Stroke. 39, 3397-3404 (2008).</li>
<li>Nakamura, T., Xi, G., Hua, Y., Schallert, T., Hoff, J. T., Keep, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+hemorrhage+in+mice%3A+model+characterization+and+application+for+genetically+modified+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 487-494 (2004).</li>
<li>Rynkowski, M. A., Kim, G. H., Komotar, R. J., Otten, M. L., Ducruet, A. F., Zacharia, B. E., Kellner, C. P., Hahn, D. K., Merkow, M. B., Garrett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+autologous+blood+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion.</a> Nat. Protocols. 3, 122-128 (2008).</li>
<li>Wang, J., Fields, J., Doré, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+improved+preclinical+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+double+infusion+of+autologous+whole+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood.</a> Brain Research. 1222, 214-221 (2008).</li>
<li>Zhao, X., Sun, G., Zhang, J., Strong, R., Song, W., Gonzales, N., Grotta, J. C., Aronowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematoma+resolution+as+a+target+for+intracerebral+hemorrhage+treatment%3A+Role+for+peroxisome+proliferator-activated+receptor+%CE%B3+in+microglia%2Fmacrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Hematoma resolution as a target for intracerebral hemorrhage treatment: Role for peroxisome proliferator-activated receptor γ in microglia/macrophages.</a> Annals of Neurology. 61, 352-362 (2007).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Ten chirurgiczny model krwawienia wewnątrzczaszkowego u myszy, wykorzystujący autologiczną krew z tętnicy ogonowej, pozwala na uzyskanie powtarzalnego modelu spontanicznego krwawienia do jąder podstawy. Model ICH u myszy daje korzyść w postaci dostępności zwierząt transgenicznych do badania patofizjologii; jednak ich niewielki rozmiar sprawia, że zabiegi neurochirurgiczne są trudniejsze technicznie niż w przypadku większych zwierząt.
Model z użyciem kolagenazy oraz model wstrzykiwania autologi...

<table><tbody><tr><td>Stereotaktyczna rama do neurochirurgii myszy (St&amp;#8211;lting, 51925)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompa mikroinfuzyjna i procesor (UMP-3 oraz Micro4, World Precision Instruments, Sarasota, FL)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ogrzewacz dla myszy (St&amp;#8211;lting, 50300)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inhalacyjna narkoza dla myszy (Braintree Scientific, EZ-AF9000)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szczelna borokrzemianowa strzykawka Hamiltona o pojemności 25 &amp;mu;L z powlekanym tłokiem, bez igły</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(firma Hamilton, Reno, NV, strzykawka 1702RN: 765401, tulejka: 30949, przekładka: 30946)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>igła z topionego kwarcu przycięta do długości 2 cm (Hamilton, 17739)</td><td></td><td></td><td>uwaga: strzykawkę Hamiltona i igłę z topionego kwarcu można wykorzystać w wielu operacjach, jeśli zostaną wysterylizowane przed każdym zabiegiem. Materiały te są kluczowe dla uniknięcia krzepnięcia krwi.</td></tr><tr><td>Sterylne rękawiczki chirurgiczne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fartuch chirurgiczny, czepka i maseczka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>75% etanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylna igła 27 g (jednorazowa)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylna strzykawka 1 cc (jednorazowa)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylne ostrze chirurgiczne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cidex</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>woda sterylna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>buprenorfina i izofluran</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterylna gaza</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>kwadraty z papieru woskowego (parafiny)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Weterynaryjny klej chirurgiczny (Vetbond, 3M, St. Paul, MN)</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

wtryskiwanie autologicznej krwi w celu modelowania spontanicznego krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

Badanie patofizjologii uszkodzeń po krwotoku wewnątrzczaszkowym (ICH) wymaga powtarzalnego modelu zwierzęcego. Chociaż ICH odpowiada za 10-15% wszystkich udarów, wciąż brakuje specyficznej i skutecznej terapii. Model wstrzyknięcia autologicznej krwi u myszy polega na stereotaktycznym wstrzyknięciu krwi tętniczej do jąder podstawy, co naśladuje spontaniczny krwotok nadciśnieniowy u człowieka. Odpowiedź na krwotok może być następnie badana in vivo, a deficyty neurobehawioralne ilościowo określone, co pozwala na opis powstałej patologii oraz testowanie potencjalnych środków terapeutycznych. Procedura opisana w niniejszym protokole wykorzystuje technikę podwójnego wstrzyknięcia w celu zminimalizowania ryzyka cofania się krwi wzdłuż igły, nie stosuje przeciwzakrzepów w systemie pompowym oraz eliminuje całą przestrzeń martwą i rozszerzalne przewody w układzie.

Opisany w niniejszym protokole model wstrzykiwania autologicznej krwi w celu wywołania krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy wykorzystuje technikę podwójnego wstrzyknięcia, aby zminimalizować ryzyko refluksu krwi wzdłuż kanału igły, nie stosuje przeciwkrzepliwych w systemie pompowania oraz eliminuje całą przestrzeń martwą i rozszerzalne przewody w układzie.

Wtryskiwanie autologicznej krwi w celu modelowania spontanicznego krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy

Badanie patofizjologii uszkodzenia po krwotoku wewnątrzczaszkowym (ICH) wymaga powtarzalnego modelu zwierzęcego. Chociaż ICH odpowiada za 10-15% ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest modelowanie samoistnego krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy w celu zbadania trwałej patologii oraz skutków neurobehawioralnych in vivo. Jest to realizowane poprzez wstępne przygotowanie myszy do operacji. Brzuszną stronę ogona oraz skórę głowy należy ogolić i oczyścić.Następnie, wykorzystując punkty orientacyjne czaszki, wykonuje się precyzyjnie umiejscowiony otwór trepanacyjny w czaszce. W trzecim kroku krew jest pobierana z tętnicy ogonowej, a następnie wstrzykiwana stereotaktycznie do jąder podstawy. Igła do iniekcji jest następnie ostrożnie usuwana, a nacięcie zostaje zamknięte.Ostatecznie, za pomocą immunohistochemii, cytometrii przepłyewowej oraz testów funkcjonalnych i innych metod, można uzyskać wyniki wykazujące miejscowy stan zapalny, obumieranie komórek oraz deficyt neurologiczny. Zazwyczaj badacze, którzy po raz pierwszy wykonują tę procedurę, borykają się z problemem krzepnięcia krwi, ponieważ niewielka ilość wstrzykiwanej krwi krzepnie w systemie w czasie potrzebnym na wykonanie iniekcji. Po wprowadzeniu znieczulenia izofluranem należy ogolić skórę głowy i trzykrotnie przemyć skórę Betadyną.Następnie pokryj oczy zwierzęcia ster

autologous-blood-injection-to-model-spontaneous-intracerebral

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wstrzyknięcie Autologous krwi w celu zamodelowania spontanicznego krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy

Klinicznie istotne modele zwierzęce krwotoku wewnątrzczaszkowego (ICH) są niezbędne do poszerzenia naszej wiedzy na temat udaru krwotocznego oraz do badania nowych strategii terapeutycznych. W niniejszym badaniu opisujemy i oceniamy dwa modele ICH, w których stosuje się jednostronne wstrzyknięcia autologicznej krwi pełnej lub bakteryjnej kolagenazy do jąder podstawy (ciała prążkowanego) myszy.

Modelowanie krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy: wstrzykiwanie krwi autologicznej lub bakteryjnej kolagenazy

Ten film pokazuje procedurę ustanawiania modelu szczura krwotoku podpajęczynówkowego. Znieczulonemu szczurowi wszczepia się sondy do pomiaru ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu. Miejsce docelowe jest identyfikowane, a igła jest wprowadzana w pozycji wstępnej chiazmatycznej. Krew autologiczna jest następnie wstrzykiwana do przestrzeni podpajęczynówkowej, zwiększając ciśnienie śródczaszkowe i zmniejszając przepływ krwi w mózgu, ustanawiając model.

Ustalenie modelu szczurzego krwotoku podpajęczynówkowego wywołanego przez autologiczne wstrzyknięcie krwi

Źródło: Tang, X. et. al., Masywny krwotok z mostu przez podwójne wstrzyknięcie krwi autologicznej. J. Vis. Exp. (2021)Ten protokół opisuje kontrolowaną infuzję autologicznej krwi do obszaru mostu mózgu szczura w celu modelowania masywnego krwotoku mostowego. Celem jest symulacja miejscowego krwawienia do mózgu poprzez zwiększenie miejscowego ciśnienia.

Wywoływanie masywnego krwotoku pontyńskiego w modelu szczurzym za pomocą autologicznego wstrzyknięcia krwi

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Przedkliniczne modele krwotoku śródmózgowego są wykorzystywane do naśladowania pewnych aspektów klinicznej choroby. W ten sposób można badać mechanizmy urazów i potencjalne strategie terapeutyczne. W tym protokole opisano dwa modele krwotoku śródmózgowego, doprążkowiowe (zwoje podstawy) iniekcje krwi autologicznej lub kolagenazy.

Doprążkowiowe wstrzyknięcie krwi autologicznej lub kolagenazy Clostridium jako mysie modele krwotoku śródmózgowego

Opisaliśmy w tym protokole standaryzowany model myszy z krwotokiem podpajęczynówkowym (SAH) poprzez podwójne wstrzyknięcie autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Wysoki stopień standaryzacji procedury podwójnej iniekcji stanowi model SAH od średniego do ostrego ze względnym bezpieczeństwem w odniesieniu do śmiertelności.

Podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do Cisterna Magna jako model krwotoku podpajęczynówkowego

Przedstawiamy protokół do stworzenia modelu masywnego krwotoku pontine u szczura poprzez podwójne wstrzyknięcie krwi autologicznej.

Masywny krwotok mostowy przez podwójne wstrzyknięcie krwi autologicznej

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

Choroba Parkinsona jest zaburzeniem neurodegeneracyjnym, które wynika ze zwyrodnienia neuronów dopaminergicznych w ośrodkowym układzie nerwowym, powodując zaburzenia lokomocji. Rotenon modeluje chorobę Parkinsona u Drosophila. W artykule przedstawiono dwa testy, które charakteryzują zarówno spontaniczne, jak i wywołane przez przerażenie niedobory lokomocji spowodowane rotenonem.

Metody charakteryzowania spontanicznej i indukowanej przez odstraszenie lokomocji w modelu choroby Parkinsona wywołanym rotenonem Drosophila

Tutaj opisujemy metodę tworzenia modelu mikrocefalii wywołanej wirusem Zika u myszy. Protokół ten obejmuje metody inokulacji śródmózgowej wirusa Zika w stadium embrionalnym, noworodkowym i dorosłym.

Tworzenie mysich modeli zaburzeń neurologicznych wywołanych wirusem Zika przy użyciu strategii iniekcji domózgowych: embrionalnej, noworodkowej i dorosłej

Poznaj model autologicznego wstrzyknięcia krwi do badania krwotoku śródmózgowego u myszy. Technika podwójnej iniekcji minimalizuje refluks krwi i umożliwia analizę patologii oraz zmian neurobehawioralnych in vivo.

Wtryskiwanie autologicznej krwi w celu modelowania spontanicznego krwotoku wewnątrzczaszkowego u myszy

Przeglądaj więcej filmów