Name: Model śródświetlnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 1 s
Description: Poznaj model MCAO dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u myszy. Ta metoda pozwala badać skutki udaru w kontrolowanych warunkach z powtarzalnymi wynikami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Protokół ten został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Florydy i jest zgodny z „Zasadami Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi” (publikacja NIH nr 86-23, wydaniez roku 1985).
 1. Materiały
 <ol>
 <li>Zwierzęta: Samce myszy C57BL/6 (Harlan Laboratories, Indianapolis, IN, USA) o masie 20–26 gramów w chwili operacji.</li>
 <li>Znieczulenie: 
 <ol>
 <li>Aparat do znieczulenia: system do znieczulenia inhalacyjnego VetEquip (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, USA).</li>
 <li>Środek znieczulający do inhalacji: izofluran (Baxter Pharmaceutics, Deerfield, IL).</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Narzędzia chirurgiczne: nożyczki irydowe SuperCut, proste (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA); mikro-nożyczki Vannasa, proste (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA); pęsety Dumonta (cienka końcówka, końcówki wygięte pod kątem 45°, World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA); urządzenie do koagulacji bipolarnej (High Frequency Desiccator 900, World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA); mikro-klips naczyniowy (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA)</li>
 <li>Materiały chirurgiczne: sterylne patyczki bawełniane; chusteczki; gazy chirurgiczne; szew (nić jedwabna 7-0, Ethicon, Inc., Somerville, NJ, USA); klej tkankowy (Vetbond, 3M Company, St Paul, MN, USA); środki do odkażania pola operacyjnego: Betadine, 70% etanol oraz sterylna 0,9% sól fizjologiczna; maść do oczu (Puralube Vet Ointment, Pharmaderm, Melville, NY, USA).</li>
 <li>Przygotowanie nici do okluzji dla MCAO:
 <ol>
 <li>Filament do okluzji tętnicy środkowej mózgu (MCA): monofilamentowa chirurgiczna nić nylonowa 7-0 (Ethicon, Inc., Somerville, NJ, USA).</li>
 <li>Źródło ciepła do stępienia końcówki nici (Thermal Cautery Unit, World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL).</li>
 <li>Krzemionkowy kauczuk w płynie (klej Silicone RTV, World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, USA).</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Mikroskop chirurgiczny/do sekcji (Leica Stereo Microscope MZ6).
 <ol>
 <li>Oświetlacz światłowodowy (Fiber Optic illuminator FO1–150, TechniQuip Corp., Livermore, CA, USA).</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Laserowa dopplerowska pomiar przepływu (PeriFlux System 5000, Perimed, Sztokholm, Szwecja).
 <ol>
 <li>Elastyczna mikrokońcówka (MT B500-0 Straight Microtip, Perimed, Sztokholm, Szwecja)</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Parametry temperatury:
 <ol>
 <li>Monitor temperatury rektalnej (BAT-12, World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL).</li>
 <li>Koc grzewczy (T/PUMP, TP600, Gaymar, NY, USA).</li>
 </ol>
 </li>
 <li>Barwienie i ilościowy pomiar objętości zawału:
 <ol>
 <li>2% roztwór chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu (2% TTC, Sigma-Aldrich Co., St Louis, MO, USA).</li>
 <li>Krojanka do mózgów myszy (Zivic-Miller Lab., Inc., Allison Park, PA, USA).</li>
 <li>Aparat cyfrowy (V1253, Kodak Co., Rochester, NY, USA).</li>
 <li>Oprogramowanie Image J (ImageJ 1.42q software, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, MA, USA).</li>
 </ol>
 </li>
</ol>
2. Kroki przedszablonowe
<ol>
 <li>Przed zabiegiem myszy są utrzymywane w cyklu światło/ciemność 12:12 z wolnym dostępem do wody i paszy dla gryzoni.</li>
 <li>Sznury do MCAO przygotowuje się poprzez stępienie 1-2mm końcówki sznura za pomocą ciepła oraz pokrycie 3-4mm trzonu sznura od jego końcówki płynną gumą silikonową i pozostawienie jej do wyschnięcia (7-0; średnica końcówki 0,20-0,25mm; długość powłoki 3-4mm; długość sznura 11-13mm). Na wszystkich wyżej wymienionych etapach należy zachować sterylność.</li>
 <li>Po zważeniu myszy indukuje się znieczulenie 4% izofluranem w komorze indukcyjnej, a następnie utrzymuje je podczas procedury za pomocą 1,5-2% izofluranu w mieszaninie gazów 30% O2 i 70% N2O podawanej przez maskę nosową.</li>
 <li>Mysz umieszcza się w pozycji brzusznej na gaziku położonym na powierzchni operacyjnej z kontrolą temperatury (koc termiczny); wygolono sierść z głowy.</li>
 <li>Do obu ocz nakłada się nawilżającą maść oftalmiczną i zamyka powieki, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas procesu chirurgicznego.</li>
 <li>Wykonuje się nacięcie w linii środkowej (1 cm) na skórze nad sklepieniem czaszki od górnej linii karku do nasionu, a skórę odsuwa się bocznie, aby przymocować elastyczną mikrosondę (MT B500-0 Straight Microtip; średnica 0,5mm). Mikrosonda jest umieszczana prostopadle do powierzchni prawej części ciemieniowej czaszki (1 mm za bregmą i 5 mm bocznie od bregmy), aby monitorować przepływ krwi w obszarze MCA za pomocą laserowej flowmetrii dopplerowskiej.</li>
 <li>Przed obróceniem zwierzęcia do pozycji grzbietowej należy upewnić się, że elastyczna mikrosonda jest mocno przymocowana do czaszki. Szyję zwierzęcia umieszcza się na miękkiej podkładce, a nos w stożku nosowym aparatu do znieczulania. Pozwoli to na zachowanie odpowiedniej przestrzeni dla elastycznej mikrosondy.</li>
 <li>Wprowadza się rektalną sondę temperatury, aby utrzymać stałą temperaturę głęboką zwierzęcia na poziomie 37±0,5°C.</li>
 <li>Obie przednie i tylne łapy są przyklejane taśmą do powierzchni platformy operacyjnej, a ogon jest przyklejany do rurki rektalnej.</li>
</ol>
3. Operacja okluzji MCA:
<ol>
 <li>Pod mikroskopem operacyjnym, delikatnie unosząc luźną skórę, wykonuje się nożyczkami cięcie w linii środkowej szyi pomiędzy manubrium a żuchwą.</li>
 <li>Podlegające im parzyste ślinianki podżuchwowe są rozdzielane tępym sposobem, przy czym lewa ślinianka pozostaje in situ. Prawą śliniankę podżuchwową odsuwa się w kierunku kranialnym i mocuje wraz z mięśniem mostkowo-obojczykowo-sutkowym.</li>
 <li>Odsłonięta część mięśnia łopatkowo-gardłowego pokrywająca pochewkę szyjną jest ostrożnie rozdzielana za pomocą pęset.</li>
 <li>Prawą tętnicę wspólną szyjną (CCA) ostrożnie oddziela się i izoluje od nerwu błędnego oraz jego pochewki (znajdującej się bocznie od CCA).</li>
 <li>W tym punkcie rozdzielają się dwie metody chirurgiczne, najczęściej stosowane do wykonania okluzji MCA:</li>
</ol>
Metoda Koizumiego4
<ol class="lroman" type="i">
 <li>Wokół prawego CCA przygotowuje się trzy luźne szwy okalające (jedwab 7-0).</li>
 <li>Identyfikuje się, izoluje i kauteryzuje tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) (2-3mm dystalnie od rozgałęzienia). Następnie można ją przeciąć mikronożyczkami. 
 Aby uniknąć przypadkowych uszkodzeń obwodowych w miejscu kauteryzacji, moc należy ustawić na 1 za pomocą pokrętła mocy. Jest to stałe ustawienie dla wszystkich kauteryzacji.</li>
 <li>Odpowiednie napięcie przykłada się do najbardziej proksymalnego szwu okalającego na CCA, aby zatamować przepływ krwi (podwiązanie trwałe). Zablokowanie przepływu weryfikuje się poprzez spadek wartości bazowej perfuzji korowej o ~50%.</li>
 <li>Następnie, tuż przed rozgałęzieniem CCA, umieszcza się zacisk naczyniowy, aby uniknąć przepływu wstecznego w czasie arteriotomii.</li>
 <li>Za pomocą mikronożyczek wykonuje się arteriotomię na CCA pomiędzy proksymalnym szwem podwiązanym a zaciskiem naczyniowym (bliżej miejsca podwiązania).</li>
 <li>Przez arteriotomię wprowadza się nylonową nić 7-0 z powłoką silikonową i tępym końcem, przesuwając ją aż do miejsca z zaciskiem naczyniowym. Pozostałe dwa luźne szwy okalające delikatnie zaciśka się wokół CCA pomiędzy arteriotomią a zaciskiem naczyniowym, aby zapobiec wyciekowi krwi wstecz przez CCA, uważając, by nie urazić ściany tętnicy; następnie usuwa się zacisk naczyniowy.</li>
</ol>
Metoda Longa3
<ol class="lalpha" type="a">
 <li>Tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA) identyfikuje się, wypreparowuje w możliwie największym stopniu (w pobliżu jej rozgałęzienia na tętnicę językową i tętnicę szczękową), koaguluje (przy mocy ustawionej na 1) i przecina mikro-nożyczkami.</li>
 <li>Dwa luźne szwy obwodowe (jedwab 7-0) przygotowuje się wokół bliższego odcinka tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), tuż powyżej rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej (CCA).</li>
 <li>Tętnicę szyjną wspólną (CCA) zamyka się tymczasowo za pomocą klipsa naczyniowego. Okluzyjność przepływu weryfikuje się poprzez spadek bazowych wartości perfuzji kory o ~50%.</li>
 <li>Następnie tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) zamyka się tymczasowo klipsem naczyniowym powyżej dwóch luźnych szwów obwodowych, aby uniknąć przepływu wstecznego podczas arteriotomii.</li>
 <li>Arteriotomię wykonuje się mikro-nożyczkami w odsuniętej tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) blisko kikutu.</li>
 <li>Nylonową nić 7-0 z powłoką silikonową, której końcówka została stępiona termicznie, wprowadza się przez arteriotomię w ECA i przesuwa, aż dotrze do założonego klipsa naczyniowego w ICA. Dwa luźne szwy obwodowe w bliższym odcinku ICA delikatnie zaciśka się wokół tętnicy szyjnej wewnętrznej, aby zapobiec refluksowi krwi przez ICA, dbając o to, by nie uszkodzić ściany tętnicy; następnie usuwa się klips naczyniowy.</li>
</ol>
Dalsza część procedury jest w dużej mierze zbieżna:
<ol>
 <li>Sznur zamykający jest powoli przesuwany przez tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) w kierunku podstawy czaszki, aż do momentu wyczucia lekkiego oporu. Równoczesny spadek wartości przepływu krwi w mózgu do poziomu ok. 80% w stosunku do wartości bazowej jest potwierdzany za pomocą laserowej dopplerometrii przepływów. Dwie szwy kołnierzykowe są następnie zaciśnięte wokół wprowadzonego filamentu.</li>
 <li>W eksperymentach nad przejściowym niedokrwieniem mózgu sznur zamykający jest delikatnie wycofywany po 45 minutach. Ten punkt czasowy może być zmieniany w zależności od celów badawczych.</li>
 <li>Po wycofaniu filamentu miejsce arteriotomii zostaje zamknięte, aby zapobiec krwawieniu pooperacyjnemu. W metodzie Koizumi polega to na pewnym zaciśnięciu szwów kołnierzykowych wokół CCA. W technice Longi miejsce arteriotomii u podstawy ECA jest kauteryzowane, a następnie szwy kołnierzykowe w proksymalnej części ICA są poluzowywane i usuwane w celu przywrócenia przepływu w tętnicy szyjnej.</li>
 <li>Aby zamknąć nacięcie, gruczoł podżuchwowy oraz mięsień SCM są ułożone nad polem operacyjnym. Brzegi rany w obszarach szyjnych i skalpu są następnie zbliżone za pomocą kleju tkankowego. Alternatywnie, do zamknięcia rany można użyć szwu wchłanialnego lub metalowych zszywek, zwłaszcza gdy planowane jest długoterminowe przeżycie zwierzęcia.</li>
 <li>Po zamknięciu nacięcia zwierzę otrzymuje podskórnie 1 ml ciepłej soli fizjologicznej w celu uzupełnienia objętości płynów. Należy podać odpowiednią dawkę leków przeciwbólowych (np. buprenorfinę w dawce 0.05-0.1 mg/kg), aby zminimalizować ból i dyskomfort zwierzęcia w okresie rekonwalescencji. Zwierzę zostaje zabrane z bloku operacyjnego i umieszczone w ciepłej klatce/strefie rekonwalescencji, aby zapobiec hipotermii, z zapewnionym swobodnym i łatwym dostępem do miękkiego pokarmu i wody.</li>
</ol>
4. Pooperacyjna ocena neurologiczna
Po całkowitym odzyskaniu przytomności przez zwierzę, deficyty neurologiczne można ocenić za pomocą prostej skali (skali pięciostopniowej) w następujący sposób3:
<ol start="0">
 <li>brak obserwowalnych deficytów</li>
 <li>brak wyprostowania przeciwstawnej przedniej łapy (łagodny ogniskowy deficyt neurologiczny)</li>
 <li>kręcenie się w kierunku przeciwstawnym do miejsca zawału (umiarkowany ogniskowy deficyt neurologiczny)</li>
 <li>upadanie w kierunku przeciwstawnym do miejsca zawału (ciężki ogniskowy deficyt neurologiczny)</li>
 <li>obniżony poziom świadomości bez ruchów spontanicznych</li>
</ol>
5. Barwienie i ilościowy pomiar objętości obszaru zawału mózgu
<ol>
 <li>Po 24 godzinach reperfuzji MCA, przeżywającą mysz ważymy, poddajemy głębokiej anestezji przy użyciu 4% izofluranu i uśmiercamy zgodnie z zatwierdzonym protokołem.</li>
 <li>Mózg ostrożnie wyjmujemy i umieszczamy w matrycy do krojenia mózgu myszy, a następnie cały mózg przedni tniemy w przekrojach koronarnych w odstępach 2 mm.</li>
 <li>Przekroje zanurzamy w 2% TTC w roztworze soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) w temperaturze 37 °C na 20 minut. Po barwieniu TTC obszar zawału widoczny jest jako biała (niezabarwiona) tkanka sąsiadująca z ceglastoczerwoną (żywą) tkanką (Rycina 1).</li>
 <li>Przekroje seryjne fotografujemy za pomocą aparatu cyfrowego, a obszar zawału mierzymy w programie Image J.</li>
 <li>Dla każdego przekroju mierzymy obszar zawału (biały, niezabarwiony), obszar półkuli ipsilateralnej (biały i ceglastoczerwony, zabarwiony) oraz obszar półkuli kontralateralnej (ceglastoczerwony, zabarwiony). Objętość obliczamy poprzez zsumowanie reprezentatywnych powierzchni we wszystkich przekrojach i pomnożenie wyniku przez grubość plastra. Po korekcie o obrzęk, objętość zawału oblicza się następująco9: 
 Skorygowana objętość zawału (CIV), % = [objętość półkuli kontralateralnej - (objętość półkuli ipsilateralnej - objętość zawału)]/objętość półkuli kontralateralnej x 100</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
Po zamknięciu i ponownym otwarciu tętnicy środkowej mózgu (MCA) poprzez lewą wspólną tętnicę szyjną (CCA) w celu wywołania przejściowego niedokrwienia mózgu, zwierzęta są uśmiercane, a ich mózgi, pocięte w przekrojach czołowych, są barwione TTC w celu oceny objętości zawału (Rycina 1). 
<img src="/files/ftp_upload/2879/2879fig1.jpg" alt="Schemat przekroju poprzecznego nasion podkreślający różnice fizjologiczne dla badań rolniczych." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Seryjne koronalne przekroje mózgu (2 mm) barwione TTC od myszy poddanych okluzji MCA.

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+on+stroke+prevention%2C+diagnosis%2C+and+therapy.+Report+of+the+WHO+Task+Force+on+Stroke+and+other+Cerebrovascular+Disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3B+a+journal+of+cerebral+circulation%22%5BJournal%5D)">Recommendations on stroke prevention, diagnosis, and therapy. Report of the WHO Task Force on Stroke and other Cerebrovascular Disorders.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 20, 1407-1431 (1989).</li>
<li>Lloyd-Jones, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics--2009+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association+Statistics+Committee+and+Stroke+Statistics+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics--2009 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee.</a> Circulation. 119, e21-e181 (2009).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3B+a+journal+of+cerebral+circulation%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 20, 84-91 (1989).</li>
<li>Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+studies+of+ischemic+brain+edema.+I.+A+new+experimental+model+of+cerebral+embolism+in+rats+in+which+recirculation+can+be+introduced+in+the+ischemic+area%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Stroke%22%5BJournal%5D)">Experimental studies of ischemic brain edema. I. A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area.</a> Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).</li>
<li>Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monofilament+intraluminal+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Res%22%5BJournal%5D)">Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse.</a> Neurol Res. 19, 641-648 (1997).</li>
<li>Fujii, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-related+differences+in+susceptibility+to+transient+forebrain+ischemia+in+SV-129+and+C57black%2F6+mice.+%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3B+a+journal+of+cerebral+circulation%22%5BJournal%5D)">Strain-related differences in susceptibility to transient forebrain ischemia in SV-129 and C57black/6 mice. </a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 28, 1805-1810 (1997).</li>
<li>Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+2%2C3%2C5-triphenyltetrazolium+chloride+as+a+stain+for+detection+and+quantification+of+experimental+cerebral+infarction+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3B+a+journal+of+cerebral+circulation%22%5BJournal%5D)">Evaluation of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride as a stain for detection and quantification of experimental cerebral infarction in rats.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 17, 1304-1308 (1986).</li>
<li>Qi, X., Hosoi, T., Okuma, Y., Kaneko, M., Nomura, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sodium+4-phenylbutyrate+protects+against+cerebral+ischemic+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Sodium 4-phenylbutyrate protects against cerebral ischemic injury.</a> Mol Pharmacol. 66, 899-908 (2004).</li>
<li>Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+strain+differences+in+susceptibility+to+cerebral+ischemia+are+related+to+cerebral+vascular+anatomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 13, 683-692 (1993).</li>
<li>Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ideal+suture+diameter+is+critical+for+consistent+middle+cerebral+artery+occlusion+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Ideal suture diameter is critical for consistent middle cerebral artery occlusion in mice.</a> Neurosurgery. 56, 196-200 (2005).</li>
<li>Barber, P. A., Hoyte, L., Colbourne, F., Buchan, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-regulated+model+of+focal+ischemia+in+the+mouse%3A+a+study+with+histopathological+and+behavioral+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%3B+a+journal+of+cerebral+circulation%22%5BJournal%5D)">Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes.</a> Stroke; a journal of cerebral circulation. 35, 1720-1725 (2004).</li>
<li>Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+induced+prolonged+protection+against+cerebral+ischemia+in+mice%3A+a+redox+sensitive+mechanism%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism?</a> Neuroreport. 13, 1431-1435 (2002).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie występuje konflikt interesów.

Model MCAO jest uznanym modelem odtwarzającym niedokrwienie mózgu u gryzoni. Model ten został po raz pierwszy zastosowany u szczurów, a następnie zaadaptowany dla myszy. Zaletą tej techniki jest brak konieczności wykonywania kraniektomii, co pozwala wyeliminować wpływ manipulacji chirurgicznych na przepuszczalność bariery krew-mózg oraz ciśnienie wewnątrzczaszkowe. Niemniej jednak wiele zmiennych, takich jak różnice między szczepami10, rozmiar końcówki szwy11, czas trwania okluzji6, tempe...

<table><tbody><tr><td>Samce myszy C57BL/6</td><td>Zwierzę</td><td>Harlan Laboratories</td><td></td><td>20-26 g</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Mikroskop</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>zoom 6.3:1</td></tr><tr><td>Światłowodowy iluminator</td><td>Iluminator</td><td>TechniQuip Corp., Livermore, CA, USA</td><td>FO1&amp;#8211;-150</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Znieczulenie</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>1001936060</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki tęczówkowe SuperCut, proste</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>14218</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki Vannasa, proste</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>14003</td><td></td></tr><tr><td>Pinceta Dumonta z cienką końcówką</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>503290</td><td></td></tr><tr><td>Klip naczyniowy</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>14120</td><td></td></tr><tr><td>Wysokoczęstotliwościowy osuszacz 900</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>500397</td><td></td></tr><tr><td>Szycie chirurgiczne mononylonowe 7-0</td><td>Szycie</td><td>Ethicon Inc.</td><td>1647G</td><td>Szycie do okluzji</td></tr><tr><td>Szycie chirurgiczne jedwabne 7-0</td><td>Szycie</td><td>Ethicon Inc.</td><td>7733G</td><td>Szycie do ligacji</td></tr><tr><td>Klej silikonowy RTV</td><td>Guma silikonowa</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>1571</td><td></td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>Klej tkankowy</td><td>3M</td><td>70200746587</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu Puralube Vet</td><td>Maść do oczu</td><td>Pharmaderm Animal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wodorochlorek buprenorfiny</td><td>Leki przeciwbólowe</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2012-32</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do kauteryzacji termicznej</td><td></td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>501292</td><td></td></tr><tr><td>System PeriFlux 5000</td><td>Flowmetria TCD</td><td>Perimed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BAT-12</td><td>Termometr rektalny</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>BAT-12R</td><td></td></tr><tr><td>T/PUMP, TP600</td><td>Koc grzewczy</td><td>Gaymar Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>chlorek 2,3,5-trifenylotetrazoliowy</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>Szatkownica do macierzy mózgu myszy</td><td>Szatkownica do mózgu</td><td>Zivic Instruments</td><td>BSMAS001-1</td><td></td></tr></tbody></table>

model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (mcao) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) Model for Ischemic Stroke with Laser Doppler Flowmetry Guidance in Mice

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną zgonów i wiodącą przyczyną niepełnosprawności na świecie, a szacowany koszt jego leczenia w Stanach Zjednoczonych w 2009 roku wyniósł blisko 70 miliardów dolarów1,2. Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) został opracowany przez Koizumi4 w 1986 roku w celu symulacji tej istotnej patologii ludzkiej u szczura. Modyfikację metody MCAO zaprezentował później Longa3. Obie techniki są powszechnie stosowane do identyfikacji mechanizmów molekularnych uszkodzeń mózgu wynikających z udaru niedokrwiennego oraz potencjalnych metod terapeutycznych5. Ta względnie nieinwazyjna metoda u szczurów została rozszerzona na myszy, aby umożliwić wykorzystanie szczepów transgenicznych i nokautowych6,7. W celu modelowania ogniskowego niedokrwienia mózgu, szew intraluminalny wprowadza się przez tętnicę szyjną wewnętrzną, aby zamknąć podstawę MCA. Usunięcie szwu po określonym czasie symuluje spontaniczną reperfuzję, jednak szew może zostać również pozostawiony na stałe. W niniejszym materiale wideo w sposób krok po kroku zaprezentowane zostaną dwa główne podejścia do przeprowadzania procedury intraluminalnego MCAO u myszy, a także wskazane zostaną potencjalne wady i pułapki. Niedokrwiona tkanka mózgowa zostanie następnie zabarwiona chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazoliu (TTC) w celu oceny zakresu zawału mózgu8.

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną zgonów i główną przyczyną niepełnosprawności na świecie, a szacowany koszt w Stanach Zjednoczonych wynosi blisko 70 miliardów dolarów...

W niniejszym artykule wideo przedstawiamy model udaru niedokrwiennego znany jako zamknięcie tętnicy środkowej mózgu lub MCAO. W oryginalnej metodzie zamknięcia tętnicy środkowej mózgu za pomocą nici, stępiony szew jest przesuwany przez wspólną tętnicę szyjną w celu zamknięcia tętnicy środkowej mózgu. Metoda ta prowadzi do trwałego zamknięcia wspólnej tętnicy szyjnej.Modyfikacja metodologiczna opracowana przez Longę umożliwia dostęp do tętnicy mózgowej środkowej poprzez tętnicę szyjną zewnętrzną. Metoda ta pozwala zachować funkcję tętnicy szyjnej wspólnej oraz jej krążenia dystalnego w eksperymentalnych modelach udaru niedokrwiennego. Model zatoru w tętnicy mózgowej środkowej z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego filamentu u szczurów i myszy jest jednym z najczęściej stosowanych modeli; od czasu jego pierwszego opisania u szczurów opublikowano kilka modyfikacji pierwotnego modelu, z czego modyfikacja Longi jest obecnie najczęściej stosowanym wariantem.Model ten jest mniej inwazyjny i umożliwia łatwe wywołanie niedokrwienia zarówno stałego, jak i przejściowego w sposób kontrolowany. Model okluzji tętnicy środkowej mózgu z użyciem filamentu wewnątrznaczyniowego polega na wprowadzeniu monofilamentu do tętnicy szyjnej wewnętrznej i przesuwaniu go do momentu zablokowania przepływu krwi do tętnicy środkowej mózgu. Model ten zapewnia powtarzalne zawały w obszarze unaczynienia tętnicy środkowej i umożliwia reperfuzję po wycofaniu szwu.W tej technice rozmiar obszaru zawału wydaje się być zależny od wielu specyficznych czynników, takich jak średnica nici chirurgicznej, pokrycie nici silikonem lub poli lizyną oraz długość wprowadzenia samego filamentu. W tym filmie pokażemy, jak krok po kroku przeprowadzić ten model, a także jak uniknąć wielu potencjalnych pułapek i niedogodności związanych z zastosowaniem tej metody. Do okluzji MCA zostanie użyta nylonowa nić monofilamentowa 7.0.Koniec szwu nylonowego należy stępić, zbliżając go do źródła ciepła. Stępiony koniec powinien być prosty, gładki i mieć długość około jednego do dwóch milimetrów. Po stępieniu końca szew należy dociąć do całkowitej długości około 11 do 13 milimetrów.Tępy koniec nici chirurgicznej zanurza się w silikonie, aż zostanie pokryta od trzech do czterech milimetrów końcówki, a następnie pozostawia do wyschnięcia. Wszystkie etapy przygotowania nici chirurgicznej należy przeprowadzić w warunkach sterylnych. Po zważeniu myszy indukuje się znieczulenie przy użyciu 4% isofluorine w komorze indukcyjnej.Myszy układa się w pozycji brzusznej na gaziku umieszczonym na kocu termicznym. W celu utrzymania temperatury głębokiej ciała na poziomie 37°C, podczas procedury podaje się znieczulenie za pomocą maski twarzowej. Ogoloną skórę głowy oczyszcza się alkoholem, Betadyną, a następnie ponownie alkoholem.W skórze wykonuje się nacięcie o długości jednego centymetra, aby odsłonić sklepienie czaszki w odległości jednego milimetra za i pięciu milimetrów bocznie od bgma. Elastyczny mikroczujnik przymocowuje się prostopadle do powierzchni prawej części ciemieniowej czaszki, aby monitorować przepływ krwi w obszarze MCA za pomocą obrazowania laserowego dopplerowskiego.Po ułożeniu zwierzęcia w pozycji na plecach, nożyczkami wykonuje się cięcie pośrodkowe szyi między manubrium a żuchwą. Pary ślinianek podżuchwowych są rozdzielane tępym sposobem, aby odsłonić leżące pod nimi struktury: mięsień dwbrzuszycy, mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy oraz tchawicę. Odciągnięcie tych struktur i dalsza dyssekcja ujawniają wspólną tętnicę szyjną, nerw błędny oraz wewnętrzną żyłę szyjną, aż do miejsca, w którym tętnica szyjna wspólna rozgałęzia się na tętnicę szyjną zewnętrzną i tętnicę szyjną wewnętrzną.Tętnicę potyliczną można również obserwować w miejscu jej odgałęzienia z regionu bifurkacji. W metodzie COE proksymalna część tętnicy szyjnej wspólnej jest ostrożnie oddzielana i izolowana od nerwu błędnego. Wokół tętnicy szyjnej wspólnej przygotowuje się trzy luźne szwy obwodowe.Należy zwrócić szczególną uwagę na to, aby nerw błędny nie został uwięziony w szwie. Następnie identyfikuje się i izoluje zewnętrzną tętnicę szyjną. Jest ona następnie koagulowana dwa do trzech milimetrów dystalnie w stosunku do rozwidlenia.Najbardziej proksymalny szew obwodowy na wspólnej tętnicy szyjnej zostaje zaciśnięty, aby trwale zablokować przepływ krwi. Zablokowanie przepływu weryfikuje się poprzez spadek wartości perfuzji korowej o około 50% względem wartości bazowej. Wolne końce szwu zostają odcięte. Przed rozwidleniem wspólnej tętnicy szyjnej umieszcza się zacisk naczyniowy, aby zapobiec wstecznemu przepływowi krwi.Następnie za pomocą mikronożyczek wykonuje się arteriotomię pomiędzy klips naczyniowy a podwiązkę. Pozwala to na wprowadzenie tępej igły z nicią do wspólnej tętnicy szyjnej i przesunięcie jej, aż dotrze ona do klipsa naczyniowego. Dwa pozostałe luźne szwy obejmujące są delikatnie zaciśnięte, aby zapobiec wyciekowi wstecznemu przez wspólną tętnicę szyjną.Klip naczyniowy zostaje usunięty, a stępiony szew jest delikatnie wprowadzany do tętnicy szyjnej wewnętrznej. Czynność tę powtarza się aż do momentu poczucia lekkiego oporu na odczycie Dopplera, co skutkuje spadkiem sygnału o około 80% w stosunku do wartości bazowej. Dwa szwy kołnierzowe są mocno zaciśnięte, aby zapobiec krwawieniu wstecznemu.Myszy można teraz pozostawić w stanie niedokrwienia przez odpowiedni czas. Aby zasymulować reperfuzję, po odpowiednim odstępie czasu usuwa się szwy zamykające. Skok odczytu dopplerowskiego wskazuje na przywrócenie krążenia obocznego.Szew zostaje całkowicie wycofany, a dwa szwy kołnierzykowe zostają w pełni zaciśnięte i przycięte metodą długą. Do zamknięcia tętnicy mózgu środkowej można zastosować inną drogę. Najpierw należy zidentyfikować i wyizolować tętnicę szyjną zewnętrzną, a następnie wypalić ją tak dystalnie, jak to możliwe, pozostawiając odpowiednią długość do wprowadzenia szwu.Następnie przecina się tętnicę szyjną zewnętrzną, a jej odgałęzieenia zostają przypalone i również odcięte. Kikut tętnicy szyjnej zewnętrznej zostaje odciągnięty. Przygotowuje się dwa luźne szwy okalające wokół proksymalnego odcinka tętnicy szyjnej wewnętrznej, tuż powyżej rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej.Wspólną tętnicę szyjną zamyka się tymczasowo za pomocą klipsa naczyniowego. Skutkuje to spadkiem wartości perfuzji o około 50% tuż za rozwidleniem. Tętnicę wewnętrzną szyjną zaciska się w podobny sposób klipsem naczyniowym, a następnie wykonuje się arteriotomię w pobliżu końca odciągniętego kikuta tętnicy zewnętrznej szyjnej przy użyciu mikronozyczek.Tępo zakończoną szewnicę utwardzaną termicznie wprowadza się przez tętnicę szyjną wspólną i zewnętrzną, przesuwając ją aż do momentu dotarcia do klipsa naczyniowego na tętnicy szyjnej wewnętrznej. Dwa luźne szwy kołnierzowe wokół proksymalnej części tętnicy szyjnej wewnętrznej są delikatnie zaciśnięte, aby zapobiec cofaniu się przepływu krwi, jednak nie na tyle mocno, by uszkodzić ścianę tętnicy. Następnie klips naczyniowy jest usuwany z tętnicy szyjnej wewnętrznej, a tętnica tripalatyna oddziela się od tętnicy szyjnej wewnętrznej.Podczas powolnego wprowadzania szwu należy zachować ostrożność, aby uniknąć jego przesunięcia. Obserwuje się drugi spadek na odczycie Dopplera. Gdy stępiony szew dotrze do środkowej tętnicy mózgowej, należy ponownie zaciągnąć szwy kołnierzykowe, aby zapobiec krwawieniu wstecznemu.Myszy można teraz pozostawić w stanie niedokrwienia przez odpowiedni czas. Wycofanie stępionego szwu przywraca przepływ krwi, co jest sygnalizowane wzrostem wartości na monitorze Dopplera. Po całkowitym usunięciu szwów kikut tętnicy szyjnej zewnętrznej zostaje wypalony.Aby zapobiec krwawieniu pooperacyjnemu, należy zadbać o zachowanie drożności tętnicy szyjnej wspólnej. Następnie luzuje się i przecina szwy obwodowe przy proksymalnym odcinku tętnicy szyjnej wewnętrznej, a zacisk na tętnicy szyjnej wspólnej zostaje usunięty w celu przywrócenia przepływu krwi. Jest to sygnalizowane przez drugi skok w odczycie Dopplera.Po odzyskaniu przez mysz przytomności deficyty neurologiczne można ocenić w różnych punktach czasowych według pięciostopniowej skali. Wynik zero oznacza brak obserwowalnych deficytów neurologicznych, natomiast wynik jeden, odpowiadający łagodnemu udarowi, przejawia się brakiem wyprostu przedniej kończyny (PA) po stronie przeciwległej do półkuli objętej udarem. Wynik dwa, odpowiadający udarowi umiarkowanemu, objawia się krążeniem w kierunku przeciwnym do półkuli objętej udarem.Wynik trzy, odpowiadający ciężkiemu udarowi, objawia się upadkiem w kierunku przeciwnym do półkuli dotkniętej udarem. Mysz z wynikiem cztery nie wykazuje żadnej spontanicznej aktywności motorycznej. W celu pomiaru objętości obszaru udaru mózg zostaje wyjęty z czaszki w odpowiednim punkcie czasowym.Po reperfuzji mózg umieszcza się w matrycowym kroiaku i wykonuje pełne przekroje czołowe mózgowia. W odstępach co dwa milimetry usuwa się móżdżek oraz cebulki węchowe. Każdy dwumilimetrowy przekrój zanurza się w 2% roztworze TTC na 20 minut w temperaturze 37°C w ciemności.Cyfrowe obrazy przekrojów mózgu pokazują, że barwienie TTC wybarwiło żywą tkankę na czerwono, pozostawiając tkankę zawałową w kolorze bladobiałym w każdym przekroju. Obszar zawału oznaczony tutaj jako jeden. Obszar całej półkuli ipsilateralnej oznaczony tutaj jako dwa oraz obszar półkuli kontralateralnej oznaczony tutaj jako trzy zostały zmierzone za pomocą programu Image J. Po zmierzeniu powierzchni wszystkich przekrojów możliwe było obliczenie objętości poprzez zsumowanie wartości powierzchni i pomnożenie ich przez grubość przekroju.W celu obliczenia objętości zawału skorygowanej o obrzęk stosuje się następujący wzór. Objętość ta jest wyrażona jako procent objętości półkuli ipsilateralnej. Model MCO zapewnia powtarzalne wyniki.Istnieje jednak kilka czynników proceduralnych, które mogą zakłócić wykonanie tej techniki. Powłoka silikonowa na końcu nici chirurgicznej jest istotna, ponieważ wygładza ona powierzchnię nici i zmniejsza ryzyko uszkodzenia śródbłonka lub perforacji naczynia. Ponadto powłokę nici można modyfikować w zależności od różnych celów eksperymentalnych.Pokrycie obszaru wykraczające poza trzy do czterech milimetry od wierzchołka spowoduje zamknięcie tętnicy proksymalnie względem tętnicy środkowej mózgu, co zwiększy całkowitą objętość udaru. Kolorowe szwy należy zakładać ostrożnie, aby nie uciskać nerwu błędnego, i wiązać delikatnie, aby nie urazić ściany AAL. Temperatura ciała myszy może wpływać na zakres zawału, dlatego powinna być utrzymana na stałym poziomie przez cały czas trwania procedury.Mamy nadzieję, że obejrzenie tego filmu pomoże Państwu w zapoznaniu się z procesem chirurgicznym i dostarczy solidnej podstawy do przeprowadzania własnych eksperymentów. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w badaniach.

intraluminal-middle-cerebral-artery-occlusion-mcao-model-for-ischemic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model wewnątrzśródbłonkowego zamknięcia tętnicy mózgowej środkowej (MCAO) do udaru niedokrwiennego z wykorzystaniem pomiaru przepływu metodą laserowej dopplerowskiej pomiaru przepływu u myszy

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

W niniejszej pracy przedstawiono model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu u myszy. Zakres zawału mózgu oceniano za pomocą skali neurologicznej oraz barwienia fioletem krezylowym, który stanowi alternatywę dla barwienia TTC, oferując znaczącą zaletę w postaci możliwości równoległego badania wielu interesujących markerów.

Model mysi wewnątrzluminalnego MCAO: ocena zawału mózgu za pomocą barwienia fioletem krezylu

Kilka zwierzęcych modeli niedokrwienia mózgu zostało opracowanych w celu symulacji ludzkiego stanu udaru. Protokół ten opisuje model niedrożności środkowej tętnicy mózgowej indukowanej endoteliną-1 (ET-1) (MCAO) dla udaru niedokrwiennego u szczurów.  Ponadto omówiono ważne względy, zalety i wady tego modelu.

Model niedrożności tętnicy środkowej mózgu indukowany endoteliną-1 dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u szczura

Różne mysie modele zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) są szeroko stosowane w eksperymentalnych badaniach mózgu. W tym miejscu demonstrujemy model przezczaszkowego stałego dystalnego MCAO, który powoduje konsekwentny zawał kory mózgowej o wielkości odpowiadającej uszkodzeniom spowodowanym przez większość udarów niedokrwiennych u ludzi.

Modelowanie udaru u myszy: trwała koagulacja dalszej tętnicy środkowej mózgu

Aby zrozumieć patofizjologię udaru, ważne jest korzystanie z wiarygodnych modeli. W artykule opisano jeden z najczęściej stosowanych modeli udaru u myszy, określany jako model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) (określany również jako model włókna śródświetlnego lub szewu) z reperfuzją.

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Różne modele niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) są używane w eksperymentalnych badaniach nad udarem. W tym miejscu opisano eksperymentalny model udaru przejściowego MCAo przez tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), który ma na celu naśladowanie udaru u człowieka, w którym skrzeplina naczyniowo-mózgowa jest usuwana w wyniku spontanicznej lizy skrzepu lub terapii.

Modelowanie udaru u myszy: przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną zewnętrzną

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Poznaj model MCAO dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u myszy. Ta metoda pozwala badać skutki udaru w kontrolowanych warunkach z powtarzalnymi wynikami.

Model śródświetlnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO) dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

Przeglądaj więcej filmów