Identyfikacja podzbiorów regulatorowych limfocytów T z węzłów chłonnych drenujących mysią trzustkę

0 wyświetleń5:45 min • July 8th, 2025

Limfocyty T regulatorowe lub Treg to wyspecjalizowana subpopulacja limfocytów T, która wywiera działanie immunosupresyjne, pośrednicząc w homeostazie układu odpornościowego. Tregi wyrażają markery powierzchniowe komórek CD4, CD25 i neuropilinę 1, Nrp1 oraz jądrowe czynniki transkrypcyjne forkhead box P3, Foxp3 i Helios.

Aby wyizolować limfocyty Treg z węzłów chłonnych drenujących trzustkę myszy lub PDLN, umieść metalową siatkę na stożkowej rurce. Umieść PDLN na siatce i zmiel tkankę, aby mechanicznie ją zdysocjować. Dodać odpowiednie podłoże na siatkę, spłukując komórki do probówki.

Wirować, usuwając martwe komórki i resztki komórkowe. Ponownie zawiesić żywe komórki w pożywce. Przepuść komórki przez nasadkę sitka umieszczoną w probówce z okrągłym dnem, aby uzyskać jednorodną zawiesinę jednokomórkową, eliminując wszelkie pozostałe grudki komórek.

Dodaj przeciwciała anty-CD4, anty-CD25 i anty-Nrp1 sprzężone z fluorochromem. Przeciwciała anty-CD4 i anty-CD25 wiążą się z odpowiednimi antygenami na powierzchni komórki na limfocytach Treg. Jednocześnie anty-Nrp1 wiąże się z receptorami Nrp1.

Potraktuj komórki odpowiednim buforem utrwalającym przepuszczalność, utrwalającym komórki i przenikającym błony komórkowe i jądrowe. Dodaj przeciwciała sprzężone z fluorochromem skierowane przeciwko Foxp3 i Helios.

Przepuszczalne błony umożliwiają przeciwciałom wnikanie do komórek i wiązanie się z odpowiednimi celami wewnątrzjądrowymi. Przeanalizuj komórki za pomocą cytometrii przepływowej.

Tregi charakteryzują się dodatnią ekspresją CD4, CD25 i Nrp1 na powierzchni komórki, wraz z jądrowymi czynnikami transkrypcyjnymi Foxp3 i Helios.

Najpierw umieść 15-mililitrową stożkową rurkę w stojaku. Umieść sterylną metalową siatkę o grubości 250 mikrometrów na probówce. Opłucz siatkę 1 mililitrem RPMI. Następnie przenieś węzły chłonne na metalową siatkę i użyj pęsety, aby zmielić je przez siatkę. Nałóż 1 mililitr RPMI na siatkę, aby spłukać komórki do tuby. Powtórz ten proces przenoszenia i mielenia węzłów chłonnych trzy razy dla każdej próbki, a następnie usuń siatkę.

Odwirować probówki o masie 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Wyrzuć supernatant i ponownie zawieś ogniwa w około 5 mililitrach RPMI, a następnie napełnij probówki RPMI. Powtórz ten proces od odwirowania próbek do jednokrotnego napełnienia probówki RPMI.

Ponownie odwirować probówki w temperaturze 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Wyrzuć supernatant i ponownie zawieś osad ogniwa w 2 mililitrach RPMI. Przenieś 2 mililitry zawiesiny komórek do 5-mililitrowych probówek okrągłodennych z nakrętkami sitka komórkowego.

Najpierw odwirować zawiesinę komórkową z próbek PDLN w temperaturze 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Odrzucić supernatant. Wybarwić komórki przeciwciałami powierzchniowymi, jak opisano w protokole tekstowym, i inkubować probówki na lodzie przez 40 minut.

Następnie dodaj 200 mikrolitrów buforu FACS do każdej probówki. Wirować przy 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut i wyrzucić supernatant. Powtórz ten proces — dodając bufor, odwirowując i odrzucając supernatant jeden raz. Ponownie zawiesić osad komórkowy w 500 mikrolitrach buforu utrwalającego przepuszczalność, aby utrwalić i przepuszczalność komórek.

Przełóż probówki do lodówki w temperaturze 4 stopni Celsjusza na noc. Następnego dnia odwirować zawiesinę komórkową z próbek PDLN o sile 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 500 mikrolitrach buforu do przemywania przepuszczalności. Ponownie odwirować komórki w temperaturze 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut, a następnie odrzucić supernatant.

Wybarwić komórki przeciwciałami wewnątrzkomórkowymi, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Inkubuj probówki na lodzie przez 1 godzinę. Następnie dodaj 500 mikrolitrów buforu do przemywania przepuszczalności do każdej probówki. Wirować przy 433 x g i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Wyrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w 500 mikrolitrach permeabilizacji buforu do płukania.

Odwirować jeszcze raz w temperaturze 433 x g w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 5 minut. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 300 mikrolitrach buforu FACS. Następnie przeanalizuj komórki na cytometrze przepływowym, jak opisano w protokole tekstowym.

08:20

In vitro Różnicowanie ludzkich limfocytów T regulatorowych indukowanych CD4 + FOXP3 + (iTreg) od naiwnych limfocytów T CD4 + przy użyciu protokołu zawierającego TGF-β

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:04

Pomiar alloreaktywności limfocytów T za pomocą obrazowej cytometrii przepływowej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:02

Augmentacja in vivo indukcji regulatorowych limfocytów T naprowadzających się na jelita

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

05:47

Izolacja komórek zrębu mysich węzłów chłonnych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:31

In vitro Testy kolonijne do charakteryzowania trójpotencjałowych komórek progenitorowych wyizolowanych z dorosłej mysiej trzustki

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:41

Charakterystyka funkcjonalna makrofagów regulatorowych, które hamują odporność reaktywną przeszczepu

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:15

Niezawodna i wysokowydajna izolacja komórek odpornościowych nerek

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

11:28

Izolowanie limfocytów od układu odpornościowego myszy w jelicie cienkim

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:07

Trawienie mysiej wątroby do analizy cytometrycznej przepływowej komórek śródbłonka limfatycznego

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:39

Kwantyfikacja wychodzenia leukocytów przez naczynia limfatyczne z mysiej skóry i guzów

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 29 sierpnia 2026