$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Megakariocyty to duże, wielojądrzaste komórki, które dają początek płytkom krwi, które są niezbędne do krzepnięcia krwi.
Aby wytworzyć płytki krwi in vitro, należy pobrać hodowlę zawiesinową hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych, HSPC, pochodzących z ludzkiej krwi pępowinowej.
Dodaj trombopoetynę i inkubuj w warunkach fizjologicznych. Trombopoetyna wiąże się ze swoim receptorem na HSPC, wywołując zdarzenia sygnalizacyjne, które prowadzą do różnicowania HSPC w niedojrzałe megakariocyty.
Niedojrzałe komórki przechodzą proces dojrzewania, tworząc dojrzałe megakariocyty. Dojrzałe komórki są duże i zawierają cytoplazmatyczne ziarnistości wydzielnicze. Posiadają wielopłatkowe jądro poliploidalne i wgłębiony system błonowy w cytoplazmie.
Dojrzałe megakariocyty wytwarzają długie, cienkie wypustki cytoplazmatyczne — propłytki. Propłytki - liczne obrzęki wielkości płytek krwi połączone cienkimi mostkami cytoplazmatycznymi - są uwalniane do pożywki.
Mostki cytoplazmatyczne pękają, powodując uwalnianie pojedynczych płytek krwi. Odwirować, aby uzyskać płytki krwi w postaci granulek. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w buforze zawierającym difosforan adenozyny - do aktywacji płytek krwi - i przeciwciała znakowane fluorescencyjnie - w celu identyfikacji aktywowanych płytek krwi.
Difosforan adenozyny wiąże się ze specyficznymi receptorami sprzężonymi z białkiem G na płytkach krwi. Wiązanie inicjuje kaskadę sygnalizacyjną, prowadzącą do aktywacji płytek krwi. Aktywacja indukuje sygnalizację wewnątrzkomórkową, która aktywuje kompleks integrynowy na błonie płytek krwi. Przeciwciała znakowane fluorescencyjnie wiążą się z aktywowanym kompleksem.
Przeanalizuj komórki za pomocą cytometrii przepływowej. Obecność sygnału fluorescencyjnego specyficznego dla przeciwciała wskazuje na aktywowane płytki krwi.
W celu różnicowania megakariocytów wysiewaj 5 x 105 komórek CD34 dodatnich na mililitr w 2 mililitrach pożywki bez surowicy, uzupełnionej rekombinowaną ludzką trombopoetyną na studzienkę, na 12-dołkowej płytce do ich inkubacji w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla w wilgotnej atmosferze.
W odpowiednich punktach czasowych monitorowania różnicowania należy zebrać komórki z dwóch do trzech dołków na punkt czasowy bez naruszania komórek w innych dołkach i wybarwić zebrane komórki przeciwciałami anty-CD41 i anty-CD42a w celu określenia procentu dojrzałych megakariocytów w kulturach.
W celu mikroskopowej wizualizacji markerów powierzchni komórek, umyj zebrane komórki w 1 mililitrze buforu separacyjnego i ponownie zawieś osad w 100 mikrolitrach świeżego buforu. Użyj cytospiny, aby zasiać komórki na szklanym szkiełku i przymocuj komórki do szkiełka za pomocą 30-sekundowego zanurzenia w metanolu. Po wysuszeniu na powietrzu oznacz komórki 20 mikrolitrami pożywki montażowej uzupełnionej DAPI i przykryj komórki szkiełkiem nakrywkowym w celu wizualizacji za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.
Aby policzyć propłytki, należy zebrać komórki w 8 lub 9 dniu różnicowania i wysiać zebrane komórki w 1 x 104 komórki na 200 mikrolitrów świeżej pożywki bez surowicy uzupełnionej rekombinowaną ludzką trombopoetyną na dołek w 48-dołkowej płytce. Po 5 dniach w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla policz liczbę megakariocytów zawierających propłytki w studzience pod mikroskopem światła odwróconego, używając obiektywu 10 lub 20 razy.
Aby przeanalizować aktywację płytek krwi, w 14 lub 15 dniu hodowli delikatnie wymieszaj komórki za pomocą pipety Pasteura i zbierz 100 mikrolitrów komórek. Dodaj 1 mililitr buforu Tyrode'a do komórek i osadź je przez odwirowanie. Zebrać supernatant do odwirowania w celu osadzenia cząstek wielkości płytek krwi i ponownie zawiesić cząstki w 100 mikrolitrach świeżego buforu Tyrode. Następnie oznacz cząstki przeciwciałem anty-PAC-1. Aktywuj je difosforanem adenozyny przez 20 minut w temperaturze pokojowej i przeanalizuj procent pozytywnych zdarzeń PAC-1 za pomocą cytometrii przepływowej.