$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Niektóre patogeny bakteryjne Gram-ujemne kontaktują się z komórkami gospodarza i wykorzystują systemy wydzielania do wstrzykiwania białek efektorowych, ułatwiając inwazję komórek.
Aby dostarczyć białka efektorowe do komórek ssaków in vitro, należy pipetować komórki ssaków do schłodzonej kuwety. Dodaj bakteryjne białka efektorowe znakowane peptydami wiążącymi streptawidynę i wymieszaj.
Wykonaj elektroporację. Podczas biegu krótkie impulsy elektryczne przerywają dwuwarstwę lipidową błony komórkowej gospodarza, tworząc przejściowe pory, ułatwiając wejście białek efektorowych do komórki. Umieść komórki na szklanej płytce zawierającej pożywkę, pozwalając komórkom odzyskać siły i przylgnąć do płytki. Pory ponownie się zamykają, zatrzymując białka w środku.
Po odzyskaniu komórek utrwal i przeniknij komórki, aby zapewnić dostęp przeciwciał do celów wewnątrzkomórkowych. Inkubować z roztworem blokującym zawierającym białko, aby zapobiec nieswoistemu wiązaniu przeciwciał. Dodaj przeciwciała pierwszorzędowe, które specyficznie wiążą się ze znacznikiem peptydowym wiążącym streptawidynę na wewnątrzkomórkowych białkach efektorowych.
Wprowadź przeciwciała drugorzędowe znakowane fluoroforem, które wiążą się z przeciwciałami pierwszorzędowymi związanymi z białkami efektorowymi w celu wizualizacji. Dodaj sprzężoną z fluoroforem aglutyninę z kiełków pszenicy i DAPI, aby wybarwić odpowiednio glikoproteiny błony komórkowej i DNA.
Za pomocą mikroskopu konfokalnego wizualizuj sygnały fluorescencyjne z białek efektorowych, błon komórkowych i DNA.
Pomyślnie elektroporowane komórki wykazują znaczące wewnątrzkomórkowe sygnały fluorescencyjne z białek efektorowych, co sugeruje ich wewnątrzkomórkową lokalizację.
Aby rozpocząć tę procedurę, przenieś 400 mikrolitrów zawiesiny komórkowej do wstępnie schłodzonej kuwety, a następnie dodaj 20 mikrogramów wybranego białka, aby osiągnąć końcowe stężenie 50 mikrogramów na mililitr. Delikatnie przesuń kuwetę, około 10 razy, aby wymieszać i uniknąć uszkodzenia komórek. Następnie osusz zewnętrzną część kuwety ręcznikiem papierowym, aby uniknąć wyładowania łukowego w elektroporatorze.
Umieść próbkę w elektroporatorze i ustaw ją na 0,3 kilowolta na 1,5 do 1,7 milisekundy. Natychmiast po elektroporacji delikatnie przetrząśnij kuwetą, około 10 razy, aby dokładnie wymieszać próbkę przed przystąpieniem do utrwalania i barwienia immunofluorescencyjnego lub oczyszczania powinowactwa.
Po czterech godzinach rekonwalescencji po elektroporacji umyj ogniwa sterylnym PBS. Następnie utrwal komórki w 100% metanolu na dwie minuty w temperaturze pokojowej. Następnie umyj komórki sterylnym PBS jeszcze trzy razy. Przepuszczalność komórek za pomocą 0,4% Triton X-100 w PBS przez 15 minut. Dostosuj długość przepuszczalności i siłę Triton X-100 w zależności od epitopu i lokalizacji docelowego białka. Następnie zablokuj komórki 5% BSA w PBS na jedną godzinę w temperaturze pokojowej.
Następnie umyj je trzy razy za pomocą PBS. Następnie inkubuj je z pierwotnym przeciwciałem w roztworze wiążącym przeciwciała przez noc, w temperaturze 4 stopni Celsjusza, delikatnie kołysząc.
Następnego dnia umyj komórki jeszcze cztery razy PBS. Następnie inkubuj je z odpowiednim fluorescencyjnie sprzężonym przeciwciałem drugorzędowym w roztworze wiążącym przeciwciało. W razie potrzeby dodaj inne plamy, takie jak 5-mikromolowa aglutynina z kiełków pszenicy lub WGA, sprzężona z Alexa 647 lub DAPI przez godzinę w temperaturze pokojowej i chroniona przed światłem. Następnie umyj komórki pięciokrotnym PBS i przechowuj w temperaturze 4 stopni Celsjusza, chroniąc przed światłem, aż będą gotowe do obrazowania.