$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Zacznij od rozmrożonej kultury Mycobacterium bovis BCG lux, genetycznie zmodyfikowanego bioluminescencyjnego szczepu atenuowanego Mycobacterium bovis wykazującego ekspresję enzymu reporterowej lucyferazy.
Zaszczepić zawiesinę w kolbie hodowlanej zawierającej pożywkę wzrostową uzupełnioną higromycyną z antybiotykiem. Inkubować. BCG lux jest nosicielem genu oporności na higromycynę, co ułatwia jego przetrwanie i wzrost.
Po inkubacji przygotować odpowiednie rozcieńczenia kultur za pomocą buforu w probówkach z luminometrem. Przenieść do luminometru, obciążonego długołańcuchowym roztworem substratu aldehydu alifatycznego. Podczas biegu aldehyd jest wstrzykiwany do zawiesiny prątków, która dostaje się do komórek.
Lucyferazy bakteryjne katalizują utlenianie endogennego zredukowanego mononukleotydu flawinowego i aldehydu, powodując emisję światła niebiesko-zielonego. Zmierzona intensywność bioluminescencji wskazuje na aktywność metaboliczną luksów BCG i koreluje z miarą żywotnych bakterii lub jednostek tworzących kolonie, CFU.
Następnie odwiruj pozostałą kulturę prątków. Zawiesić osad prątków w buforze zawierającym niejonowy środek powierzchniowo czynny, aby zapobiec zbrylaniu się prątków.
Korzystając z pomiarów bioluminescencji, rozcieńczyć zawiesinę, aby uzyskać pożądaną gęstość komórek. Przygotować seryjne rozcieńczenia prątków i umieścić je na płytkach agarowych z dodatkiem higromycyny odżywczej. Inkubuj, pozwalając luksom BCG na tworzenie kolonii.
Obliczyć CFU, aby potwierdzić korelację z intensywnością bioluminescencji. Przygotowany inokulum BCG lux może być wykorzystany do badań nad infekcjami.
Na początek rozmrozić zamrożony 1,2-mililitrowy zapas glicerolu Mycobacterium bovis BCG lux. Szczep szczepionki Montreal przekształcił się w plazmid wahadłowy PSMT-1 przenoszący geny luxAB. W oznakowanej 250-mililitrowej kolbie Erlenmeyera zaszczepij 15 mililitrów bulionu Middlebrook 7H9 rozmrożoną 1,2-mililitrową porcją BCG lux.
Umieścić kolbę w szczelnie zamkniętym pojemniku bezpieczeństwa biologicznego i inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza w inkubatorze z wytrząsarką orbitalną z prędkością 220 obr./min przez 72 godziny. Po inkubacji przygotować od jednego do 10 rozcieńczeń kultury w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami w probówkach z luminometrem. Wiruj i załaduj rurki luminometru do luminometru.
Załaduj substrat 1% aldehydu n-decylowego w absolutnym etanolu do platformy wtryskiwacza i zmierz bioluminescencję. Przekształć bioluminescencję w jednostki tworzące kolonie, aby sprawdzić wzrost kultury luksów BCG.
Przenieść kulturę do probówki wirówkowej i wirować z prędkością 2,175 razy g przez 10 minut w temperaturze pokojowej w celu osadzenia komórek. Wyrzucić supernatant do odpowiedniego środka dezynfekującego o znanym działaniu prątkobójczym. Przemyj osad komórkowy dwukrotnie w 50 mililitrach PBS-T, wirując 2,175 razy g przez 10 minut, aby zapobiec zbrylaniu się bakterii.
Po ostatnim przemyciu zdekantować supernatant odpadowy i ponownie zawiesić osad komórek prątków w wymaganej objętości PBS-T w celu rozcieńczenia zawiesiny prątków do pożądanej gęstości komórek. Następnie należy przygotować 10-krotne seryjne rozcieńczenia inokulum na płytkach 24-dołkowych przy użyciu PBS-T.
Umieścić 10 mikrolitrów każdego rozcieńczenia na płytkach agarowych Middlebrook 7H11 w dwóch egzemplarzach, aby wyliczyć liczbę CFU inokulum.