$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Weźmy komórki jednojądrzaste krwi obwodowej naczelnych lub PBMC zawierające limfocyty T pamięci CD8 + przeciwko małpiemu wirusowi niedoboru odporności lub SIV.
Dodaj inhibitor kinazy białkowej, aby zapobiec internalizacji receptora limfocytów T lub TCR po kolejnej stymulacji.
Wprowadź kompleks zgodności tkankowej peptyd-major klasy I lub tetramery pMHC-I, kompleksy sprzężone z fluoroforem składające się z czterech cząsteczek MHC-I związanych z peptydami specyficznymi dla SIV. Peptydy te wiążą się z TCR na powierzchni limfocytów T.
Dodaj mieszaninę zawierającą przeciwciała sprzężone z fluoroforem wiążące się z CD8, CD28 i CCR7 - markery wyznaczające podzbiory limfocytów T pamięci - oraz przeciwciała znakujące komórki inne niż CD8 +.
Fluorescencyjny barwnik żywotności oznacza martwe komórki.
Napraw komórki. Uodparniaj je, aby uzyskać dostęp do celów wewnątrzkomórkowych.
Dodaj przeciwciała sprzężone z fluoroforem wiążące CD3, marker limfocytów T i wewnątrzkomórkowy granzym B, aktywowany marker limfocytów T CD8 +.
Za pomocą cytometrii przepływowej wyklucz limfocyty T inne niż CD8 + i martwe komórki.
Bramka tetramerów pMHC-I T CD8 + w celu scharakteryzowania różnych podzbiorów limfocytów T CD8 + pamięci w oparciu o poziomy granzymu B, CD28 i CCR7.
Rozpocznij od ponownego zawieszenia Rh PBMC w pożywce R-10 w stężeniu 1,6 razy 10 do siódmych komórek na mililitr. Porcję 50 mikrolitrów komórek do odpowiedniej liczby probówek cytometrii przepływowej i dodać 50 mikrolitrów inhibitora kinazy białkowej do każdej probówki. Wirować każdą probówkę i inkubować próbki w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 30 minut.
Właściwa ilość miareczkowanego peptydu tetrameru MHC musi być rozcieńczona na tyle mieszanki głównej, aby zabarwić wszystkie probówki eksperymentalne. Dlatego ważne jest, aby przygotować 15% nadwyżkę mieszanki wzorcowej, aby uwzględnić błędy pipetowania.
Podczas inkubacji komórek należy osadzać agregaty białkowe i roztwór tetrameru przez odwirowanie, aby zminimalizować barwienie tła. Następnie rozcieńczyć tetramery w wystarczającej ilości buforu do barwienia, tak aby można było dodać 25 mikrolitrów głównej mieszanki tetrameru do każdej probówki cytometrii przepływowej. Następnie należy zawirować probówki z próbkami i inkubować roztwory tetrameru PBMC w ciemności w temperaturze pokojowej przez 45 minut. Pod koniec inkubacji dodać 50 mikrolitrów mastermixu barwiącego do odpowiednich probówek z próbkami i wymieszać probówki przez wirowanie.
Po 25 minutach w ciemności w temperaturze pokojowej umyj komórki buforem do mycia, zagnieźdź komórki przez odwirowanie i ostrożnie zdekantuj supernatant bez naruszania granulek. Odwiruj komórki w pozostałym buforze w każdej probówce i utrwal próbki za pomocą 250 mikrolitrów 2% paraformaldehydu na probówkę. Natychmiast zwiruj i inkubuj probówki w ciemności w temperaturze 4 stopni Celsjusza. Po 20 minutach umyć komórki w świeżym buforze do mycia, osadzać komórki przez odwirowanie i dekantować supernatant bez naruszania osadu.
Ponownie zawiesić komórki w 500 mikrolitrach buforu przepuszczalnego, wirować i inkubować w temperaturze pokojowej przez 10 minut w ciemności. Następnie umyj i ogarnij komórki. Następnie zdekantować supernatanty, jak opisano wcześniej. Kontynuuj dodawanie 50 mikrolitrów wewnątrzkomórkowej mieszanki wzorcowej barwienia do odpowiednich probówek. Każdą próbkę należy zawirować i inkubować w temperaturze pokojowej w ciemności przez 30 minut. Po zakończeniu inkubacji umyj i opeletuj komórki. Próbki są teraz gotowe do pobrania w cytometrze przepływowym.