Test cytometrii przepływowej w celu identyfikacji podzbiorów komórek odpornościowych w komórkach jednojądrzastych krwi obwodowej

0 wyświetleń4:57 min • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weźmy komórki jednojądrzaste krwi obwodowej lub PBMC, populację komórek mieszanych, w tym limfocyty i monocyty.

Dodaj fluorescencyjny barwnik żywotności, aby rozróżnić martwe komórki, oraz fluorescencyjnie znakowany koktajl przeciwciał, aby zidentyfikować różne typy komórek.

Przeciwciała sprzężone z fluorochromem A wiążą się z markerami powierzchniowymi - CD3 na limfocytach T, receptorze limfocytów T γδ lub TCR na limfocytach T γδ i CD56 na komórkach NK lub NK.

Przeciwciała sprzężone z fluorochromem B wiążą się z CD4 i CD8 na limfocytach T, CD19 na komórkach B i CD14 na monocytach.

Za pomocą cytometrii przepływowej zidentyfikuj podzbiory żywych komórek.

Podczas gdy limfocyty T CD8 + i CD4 + są CD3 +, komórki CD4 + leżą między komórkami pojedynczymi dodatnimi CD3 i podwójnie dodatnimi CD3-CD8.

Limfocyty T γδ wyrażają γδ TCR i wyższe CD3 w porównaniu z komórkami CD4 + i CD8 +.

Limfocyty B i komórki NK są CD3-, ale są identyfikowane przez CD19 na komórkach B i CD56 na komórkach NK.

Monocyty identyfikuje się na podstawie ekspresji CD14.

Aby przygotować PBMC do barwienia, należy przenieść 100 mikrolitrów każdej próbki na 96-dołkową płytkę z dnem w kształcie litery V. Odwirować płytkę w temperaturze 350 g przez trzy minuty w temperaturze pokojowej. Ostrożnie odessać supernatant, nie naruszając osadu komórkowego. Do każdego dołka dodać 100 mikrolitrów PBS zawierającego żywy/martwy barwnik utrwalalny, który reaguje z wolnymi aminami na białkach, i ostrożnie ponownie zawiesić mieszaninę PBMC.

Następnie pozostaw płytkę na 10 minut w temperaturze pokojowej w celu oznaczenia martwych komórek. Dla każdej próbki należy przygotować 30 mikrolitrów mieszanki zawierającej wszystkie siedem przeciwciał. Na tym etapie można również dodać przeciwciała miareczkowane przeciwko różnym cząsteczkom docelowym i w różnych fluorochromach. Odwirować 96-dołkową płytkę o masie 350 g przez trzy minuty w temperaturze pokojowej i ostrożnie zassać supernatant bez naruszania osadu komórkowego.

Dodaj koktajl przeciwciał do każdej studzienki i ostrożnie zawieś ponownie, nie wytwarzając pęcherzyków. Inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej w ciemności. Po 30 minutach dodaj 150 mikrolitrów buforu barwiącego do każdej studzienki i odwiruj płytkę w temperaturze 350 razy g przez trzy minuty w temperaturze pokojowej. Ostrożnie odessać supernatant bez naruszania osadu komórkowego i ponownie zawiesić komórki w 200 mikrolitrach PBS. Komórki są teraz gotowe do analizy metodą cytometrii przepływowej.

Aby rozpocząć tę strategię bramkowania z dwoma fluorochromami, siedmioma markerami, wybierz bramkę limfocytów i utwórz wykres kropkowy z jednym z dwóch fluorochromów używanych w tym protokole na każdej osi. Bramka na CD8-dodatnich limfocytach T, zidentyfikowanych jako podwójnie dodatnie komórki CD3 i CD8 w prawym górnym rogu wykresu kropkowego. Wyklucz populację dim CD8, która może zawierać limfocyty NK T. Brama na limfocytach T CD4-dodatnich, zidentyfikowana jako populacja pomiędzy limfocytami T CD8-dodatnimi a populacjami pojedynczymi dodatnimi CD3.

Brama na limfocytach T gamma-delta, zidentyfikowanych jako komórki o wysokiej zawartości CD3. Podziel limfocyty T gamma-delta na CD8-dodatnie i CD8-ujemne. Brama na komórkach NK, zidentyfikowana jako populacja pomiędzy komórkami CD3-dodatnimi i CD3-ujemnymi. Podziel komórki NK na CD8-dodatnie i CD8-ujemne bramki na komórkach B, zidentyfikowanych jako populacja CD3-ujemna, CD19-dodatnia w prawym dolnym rogu wykresu kropkowego.

Wybierz bramkę monocytów i utwórz wykres kropkowy z jednym z dwóch fluorochromów używanych w tym protokole na każdej osi. Brama w populacji CD3-ujemnej, CD14-dodatniej.

07:39

Izolacja limfocytów T CD4 + i analiza podzbiorów komórek krążących komórek T-pęcherzyków obojętnych (cTfh) z krwi obwodowej przy użyciu 6-kolorowej cytometrii przepływowej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:41

Pozyskiwanie ludzkiego mikrogleju z tkanki mózgowej dorosłego człowieka

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

06:22

Standaryzacja transferu między laboratoriami między cytometrami przepływowymi w celu wykrywania limfocytów u dzieci zaszczepionych japońskim zapaleniem mózgu

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:53

Zautomatyzowany protokół mikroprzepływowej lizy krwi w celu wzbogacenia krążących komórek jądrzastych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

06:28

Prosta metoda cytometrii przepływowej do pomiaru wychwytu glukozy i ekspresji transportera glukozy dla subpopulacji monocytów we krwi pełnej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:12

Charakterystyka podzbiorów ludzkich monocytów za pomocą analizy cytometrii przepływu krwi pełnej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:06

Oznaczanie podzbiorów regulatorowych limfocytów T w grasicy myszy, węźle chłonnym drenującym trzustkę i śledzionie za pomocą cytometrii przepływowej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

10:58

Dyskryminacja siedmiu podzbiorów komórek odpornościowych za pomocą dwufluorochromowej cytometrii przepływowej

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:25

Charakterystyka cytometrii przepływowej rozwoju mysich komórek B

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:21

Wysokowymiarowa cytometria przepływowa do analizy funkcji immunologicznej wypreparowanych tkanek implantów

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 1 sierpnia 2026