Name: Model oszczędzonego uszkodzenia nerwów (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Poznaj model oszczędzonego uszkodzenia nerwów u myszy do badania alodynii mechanicznej. Ta metoda umożliwia ilościową oczę wrażliwości na ból za pomocą filamentów von Frey.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Praca ta była wspierana przez Lundbeck Foundation, Carlsberg Foundation oraz Dagmar Marshall Foundation.

1. Pomiary bazowe von Frey przed operacją
W celu zapoznania się z procedurą testu von Frey, należy przejść do sekcji 5.
2. Znieczulenie/przygotowanie
<ol>
	<li>Zanurz zwierzęta w narkozie (iniekcja domięśniowa mieszaniny 100mg/kg ketaminy i 15 mg/kg ksylazyny).</li>
	<li>Umieść zwierzę w cichym miejscu do czasu pełnego zniesienia czucia (np. przykryte ręcznikiem papierowym).</li>
	<li>Sprawdź odruchy, uciśnięcie końcówki ogona i łap pęsetą. Upewnij się, że zwierzęta nie reagują przed przystąpieniem do dalszych czynności.</li>
	<li>Wstrzyknij podskórnie (w okolicy łopatki) 0.5ml soli izotonicznej z antybiotykiem, np. ampicyliną (aby uniknąć odwodnienia i zapobiec infekcji, mimo że jest to drobny zabieg chirurgiczny).</li>
	<li>Za pomocą golarki elektrycznej wygol pole operacyjne od nieco poniżej kolana aż do biodra (osobom praworęcznym zaleca się lewą kończynę tylną).</li>
	<li>Nanieś maść oftalmiczną na oczy za pomocą patyczka z watą.</li>
	<li>Połóż zwierzę na prawym boku, a lewą kończynę tylną umieść na małej platformie, aby pozostała uniesiona. Przymocuj nogę taśmą klejącą.</li>
	<li>Zdezynfekuj pole operacyjne, naprzemiennie przecierając miejsce nacięcia i okolicę wokół niego etanolem oraz betadyną, kierując się od środka na zewnątrz.</li>
</ol>
3. Operacja
<ol>
	<li>Zlokalizuj kolano kciukiem lewej ręki i za pomocą skalpela wykonaj nacięcie o długości ok. 1 cm w kierunku podłużnym, proksymalnie względem kolana.</li>
	<li>Otwórz skórę poprzez rozwarstwienie tępe za pomocą czubka sterylnych nożyczek.</li>
	<li>Oddziel warstwę mięśniową poprzez rozwarstwienie tępe bezpośrednio obok wyraźnie widocznego naczynia krwionośnego, blisko kości udowej (femur). Jeśli czynność zostanie wykonana prawidłowo, warstwy mięśni łatwo się rozdzielą bez krwawienia, odsłaniając nerw kulszowy bezpośrednio pod mięśniami. 
	W przypadku wystąpienia krwawienia, np. wskutek uszkodzenia naczynia krwionośnego w pobliżu kolana, użyj sterylnych patyczków z watą lub kawałków gazy, aby wchłonąć krew. Uciskaj do czasu ustąpienia krwawienia.</li>
	<li>Umieść mysz pod mikroskopem stereoskopowym i ostrożnie rozsuń mięśnie sterylną pęsetą (nr 2), aby uwidocznić nerw kulszowy. Można również zastosować rozieracze.</li>
	<li>Zidentyfikuj miejsce, w którym nerw łydkowy odgałęzia się od nerwu kulszowego. Nerw łydkowy jest najmniejszym z trzech odgałęzień; w lewej nodze odgałęzia się w prawo.</li>
	<li>Załóż szew (nici 6-0) wokół dwóch pozostałych gałęzi, które nadal biegną równolegle (nerwu piszczelowego i wspólnego nerwu strzałkowego), uważając, aby nie dotknąć gałęzi łydkowej. Jest to krytyczny etap, ponieważ nerw łydkowy musi pozostać całkowicie nienaruszony.</li>
	<li>Zwiąż ciasny węzeł chirurgiczny. Jeśli pierwszy węzeł zostanie zaciśnięty mocno, zaobserwowane zostaną skurcze kończyny.</li>
	<li>Chwyć nerwy przeznaczone do przecięcia poniżej szwu pęsetą (nr 5) i przetnij nerwy powyżej oraz poniżej pęsety małymi nożyczkami. Dzięki wykonaniu najpierw cięcia powyżej pęsety, unika się pociągania za nerwy.</li>
	<li>Odetnij końce nici mikro-nożyczkami i delikatnie zamknij warstwę mięśniową. Dodaj kroplę lidokainy do rany i zaszyj ją węzłami chirurgicznymi.</li>
</ol>
4. Po operacji
<ol>
	<li>Sprawdzić, czy ilość maści do oczu jest nadal wystarczająca.</li>
	<li>Umieścić mysz w czystej klatce na ręczniku papierowym w wygodnej pozycji. Jeśli w pomieszczeniu jest zimno, umieścić podgrzewacz pod częścią klatki (tylko pod częścią klatki, aby zwierzę mogło przenieść się w chłodniejsze miejsce, jeśli będzie tego potrzebować).</li>
	<li>Zapewnić łatwy dostęp do wody i karmy.</li>
</ol>
5. Test von Frey (poziom bazowy oraz od dnia następującego po operacji)
<ol>
	<li>Na dwa oraz jeden dzień przed operacją umieścić myszy w czerwonych plastikowych cylindrach ustawionych na stole z drucianej siatki. Przed rozpoczęciem testów poddać myszy 15-minutowej habituacji w cylindrach. Czerwony kolor cylindrów pomaga myszom szybciej się zrelaksować, ponieważ nie widzą one siebie nawzajem i znajdują się w ciemniejszym otoczeniu.</li>
	<li>Upewnić się, że myszy są spokojne, a następnie przyłożyć włókna von Frey do bocznej części łapy: zaczynając od włókna 0.02 g, przyłożyć siłę do lewej łapy pięć razy w całkowitym czasie 30 sekund (około 2 sekund na bodziec) i ocenić reakcję myszy po każdym przyłożeniu. Powtórzyć czynność z tym samym włóknem dla lewej łapy pozostałych myszy, a następnie rozpocząć procedurę od nowa dla prawej łapy pierwszej myszy przed przejściem do kolejnego włókna, np.: 
	<ul>
		<li>Mysz 1: lewa łapa 5 razy włóknem 0.02 g</li>
		<li>Mysz 2: lewa łapa 5 razy włóknem 0.02 g itd.</li>
		<li>Mysz 1: prawa łapa 5 razy włóknem 0.02 g</li>
		<li>Mysz 2: prawa łapa 5 razy włóknem 0.02 g itd.</li>
		<li>Mysz 1: lewa łapa 5 razy włóknem 0.04 g</li>
		<li>Mysz 2: lewa łapa 5 razy włóknem 0.04 g itd.</li>
	</ul>
	</li>
	<li>Reakcję w trzech z pięciu bodźców uznaje się za wynik pozytywny. W celu weryfikacji poziomu progu można zastosować włókna o wartościach powyżej progu. 
	Reakcja = gwałtowne cofnięcie łapy, nagłe drgnięcie, gwałtowne lizanie łapy.</li>
</ol>
6. Reprezentatywne wyniki
<img src="/files/ftp_upload/3092/3092fig1.jpg" alt="Wykres liniowy progu wycofania (g) w funkcji czasu (dni) dla grup ipsilateralnej, kontralateralnej i pozorowanej." data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Test Von Frey u myszy C57BL/6 w wieku 8-10 tygodni przeprowadzono 1 dzień przed operacją oraz wielokrotnie po zabiegu. W każdej grupie uwzględniono 4-8 zwierząt. Test Von Frey na stronie operowanej reprezentuje strona ipsilateralna, a nieoperowana strona kontrolna reprezentuje strona kontralateralna. Dzień po operacji u zwierząt rozwija się znaczna nadwrażliwość na operowanej łapie, podczas gdy strona nieoperowana jest jedynie lekko dotknięta w porównaniu z myszami po operacji pozorowanej. (* &lt;0,05, **&lt;0,01, ***&lt;0,001, strona ipsilateralna względem kontralateralnej).

<ol><li>Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathic+pain%3A+a+maladaptive+response+of+the+nervous+system+to+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 1-32 (2009).</li>
<li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spared+nerve+injury%3A+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87, 149-158 (2000).</li>
<li>Bourquin, A. -F., Süveges, M., Pertin, M., Gilliar, N., Sardy, S., Davidson, A. C., Spahn, D. R., Decosterd, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+and+analysis+of+mechanical+allodynia-like+behavior+induced+by+spared+nerve+injury+%28SNI%29+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Assessment and analysis of mechanical allodynia-like behavior induced by spared nerve injury (SNI) in the mouse.</a> Pain. 122, 14.e1-14.e14 (2006).</li>
<li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J. Neurosci. Methods. 53, 55-63 (1994).</li>
<li>Bennett, G. J., Xie, Y. -K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33, 87-107 (1988).</li>
<li>Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+behavioral+model+of+neuropathic+pain+disorders+produced+in+rats+by+partial+sciatic+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury.</a> Pain. 43, 205-218 (1990).</li>
<li>Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+and+sensitive+method+for+measuring+thermal+nociception+in+cutanous+hyperalgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutanous hyperalgesia.</a> Pain. 32, 77-88 (1988).</li>
<li>Erichsen, H. K., Blackburn-Munro, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+characterization+of+the+spared+nerve+injury+model+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pharmacological characterization of the spared nerve injury model of neuropathic pain.</a> Pain. 98, 151-161 (2002).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Kluczowe etapy
Należy unikać uszkodzenia nerwu łydkowego, aby móc badać zmiany patologiczne w nienaruszonym nerwie łydkowym po urazie nerwu piszczelowego i wspólnego nerwu strzałkowego. Uboczne uszkodzenie nerwu łydkowego może prowadzić do paraliżu, co objawia się wleczeniem operowanej kończyny tylnej.
Tylko boczna strona łapy jest unerwiona przez zachowany nerw suralny, w związku z czym tylko ten obszar rozwija neuropatię. Badanie innych obszarów, unerwionych przez przecięte nerwy, może znacząco zaburzyć ocenę zmiany progu mechanicznego.
Możliwe modyfikacje
W badaniu patologicznych stanów bólowych po uszkodzeniu nerwów obwodowych uzupełniająco można zastosować inne rodzaje ligacji, takie jak przewlekłe uszkodzenie uciskowe (chronic constriction injury) [5] lub częściowa ligacja nerwu [6]. Każda procedura eksperymentalna prowadzi do odmiennych zmian fenotypowych, które należy uwzględnić przed przeprowadzeniem testów pooperacyjnych.
Ponadto można zastosować inne testy sensoryczne, takie jak hiperalgezja termiczna [7], choć fenotyp ten jest mniej wyraźny po SNI.
Przyszłe zastosowania
Tę technikę można wykorzystać do testowania leków modyfikujących rozwój lub utrzymywanie się allodynii mechanicznej [8]. Analiza nerwu kulszowego, zwojów korzeni grzbietowych (DRG) oraz/lub odcinka lędźwiowego rdzenia kręgowego pozwala na badanie mechanizmów molekularnych odpowiedzialnych za indukowany fenotyp.
Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z zasadami dobrej praktyki laboratoryjnej, w pełnej zgodności z przepisami duńskimi i europejskimi. Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez duński Inspektorat Doświadczeń na Zwierzętach przy Ministerstwie Sprawiedliwości (numer pozwolenia 2006/561-1206).

model spared nerve injury (sni) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Obwodowy ból neuropatyczny to ciężki stan przewlekłego bólu, który może wynikać z urazu nerwów czuciowych w obwodowym układzie nerwowym. Model uszkodzenia oszczędzonego nerwu (SNI) wywołuje objawy bólu neuropatycznego, takie jak allodynia mechaniczna, czyli ból wywołany bodźcami dotykowymi, które normalnie nie wywołują bolesnej reakcji [1].
Model mysi SNI polega na podwiązaniu dwóch z trzech gałęzi nerwu kulszowego (nerwu piszczelowego oraz wspólnego nerwu strzałkowego), podczas gdy nerw suralny pozostaje nienaruszony [2]. Uszkodzenie to prowadzi do znacznej nadwrażliwości w bocznej części łapy, która jest unerwiona zachowanym nerwem suralnym. Nieoperowana strona myszy może służyć jako kontrola. Zaletami modelu SNI są stabilność odpowiedzi oraz brak konieczności posiadania eksperckich umiejętności mikrochirurgicznych.
Próg reakcji na ból mechaniczny określa się poprzez testowanie za pomocą włókien von Frey o rosnącej sile zginania, które są wielokrotnie dociskane do bocznej części łapy [3], [4]. Pozytywną reakcję bólową definiuje się jako nagłe cofnięcie łapy, wzdrygnięcie i/lub lizanie łapy wywołane przez włókno. Próg bólu definiuje się jako wystąpienie pozytywnej odpowiedzi w trzech z pięciu powtórnych bodźców. 
Jak pokazano w protokole wideo, u myszy C57BL/6 występuje głęboka allodynia już dzień po zabiegu, która utrzymuje się przez kilka tygodni.

Opisano tutaj model zwierzęcy Spared Nerve Injury jako mysi model obwodowego bólu neuropatycznego po częściowej denerwacji nerwu kulszowego poprzez uszkodzenie gałęzi nerwu piszczelowego i wspólnego strzałkowego, przy zachowaniu nienaruszonego nerwu podszywkowego. Modyfikację behawioralną wynikającą z allodynii mechanicznej ilościowo określono za pomocą włókien von Freya.

Model Spared Nerve Injury (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

Obwodowy ból neuropatyczny jest ciężkim stanem przewlekłego bólu, który może być wynikiem urazu nerwów czuciowych w obwodowym układzie nerwowym. Oszczędzone...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest opracowanie modelu bólu neuropatycznego u myszy po uszkodzeniu nerwu obwodowego. Osiąga się to poprzez znieczulenie myszy, ustawienie tylnej kończyny w odpowiedniej pozycji i odsłonięcie nerwu kulszowego. Następnie wprowadza się określone uszkodzenie nerwu poprzez zszycie dwóch gałęzi nerwu kulszowego, pozostawiając trzecią gałąź nienaruszoną.W tym filmie nerwy piszczelowy i wspólny skórny przywodzicielszy są zszywane i przecinane, podczas gdy nerw Sorel pozostaje nienaruszony. Można jednak zastosować inne kombinacje po uszkodzeniu nerwu. Myszy umieszczono w cylindrycznym pojemniku na stole z siatki drucianej, pozwolono im na habituację, a następnie poddano badaniu przy użyciu testu Von Frey, który pozwala na ilościowy pomiar wywołanej allodynii mechanicznej.Skalibrowane włókna Von Frey są przykładane w kolejności rosnącej do bocznej powierzchni operowanej łapy. W celu wykrycia progu mechanicznego w operowanej w stosunku do nieoperowanej kończyny tylnej, reakcję bólową definiuje się jako szybkie wycofanie łapy, wzdrygnięcie i/lub lizanie łapy po stymulacji włóknem. Ostatecznie rozwój allodynii mechanicznej w operowanej nodze w porównaniu ze stroną nieoperowaną można zobrazować poprzez wykreślenie progu mechanicznego w funkcji czasu, co umożliwia badanie różnych szlaków molekularnych lub terapii lekowych po uszkodzeniu nerwów obwodowych.Niniejsza metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie uszkodzeń nerwów obwodowych, takie jak szlaki molekularne zaangażowane w rozwój bólu neuropatycznego. Dodatkowo można testować leki mające na celu hamowanie rozwoju bólu lub łagodzenie jego objawów. Na dwa dni przed operacją umieszczono myszy w plastikowych cylindrach w kolorze czerwonym, ustawionych na stole z drucianej siatki w cichym pomieszczeniu; habituowano myszy w cylindrach przez 15 minut przed testowaniem, po 15 minutach zweryfikowano, czy myszy są spokojne, a następnie zastosowano filamenty von Frey w kolejności rosnącej, zaczynając od filamentu 0,02 g. Najpierw pięciokrotnie przyłożono siłę do bocznej części lewej łapy w łącznym czasie 30 sekund, oceniając reakcję myszy po każdym przyłożeniu; powtórzono czynność z tym samym filamentem i lewą łapą drugiej myszy, a następnie powtórzono proces dla prawej łapy przed przejściem do kolejnego filamentu.Pozytywną reakcję bólową definiuje się jako nagłe wycofanie łapy, rozstawienie palców oraz/lub nadmierne lizanie łapy wywołane filamentem, a odpowiedź pozytywną w trzech z pięciu powtórnych bodźców definiuje się jako próg bólu. Znieczul zwierzęta poprzez doszpikowe wstrzyknięcie mieszaniny ketaminy i ksylazyny, a następnie umieść zwierzęta w cichym miejscu do czasu pełnego znieczulenia. Sprawdź odruchy, uciskając pęsetą koniec ogona oraz łapę, upewniając się, że zwierzęta nie reagują przed przystąpieniem do dalszych czynności.Następnie podskórnie wstrzyknij 0,5 milliliters soli fizjologicznej z antybiotykami, aby zapobiec odwodnieniu i infekcji; za pomocą strzygarki elektrycznej ogol pole operacyjne od obszaru nieco poniżej kolana aż do biodra. Dla osób praworęcznych najwygodniejsze może być operowanie lewą tylną kończyną. Za pomocą patyczka higienicznego nałóż maść do oczu.Połóż zwierzę na prawym boku, a lewą tylną kończynę umieść na niewielkiej platformie, aby pozostała uniesiona, i przymocuj nogę za pomocą taśmy klejącej. Po ustawieniu zwierzęcia zdezynfekuj pole operacyjne, naprzemiennie szorując etanolem i Betadyną od miejsca nacięcia na zewnątrz, a następnie poczekaj, aż obszar wyschnie. Zlokalizuj kolano kciukiem lewej ręki i za pomocą skalpela wykonaj niewielkie nacięcie w kierunku podłużnym proksymalnie względem kolana. Rozszerz skórę poprzez rozczepianie tępego za pomocą końcówki nożyczek.Następnie umieść mysz pod stereomikroskopem i zlokalizuj wyraźnie widoczne naczynie krwionośne znajdujące się blisko kości udowej. Następnie oddziel warstwę mięśniową za pomocą rozbioru tępego. Przy prawidłowym wykonaniu warstwy mięśniowe łatwo się rozdzielą bez żadnego krwawienia, odsłaniając nerw kulszowy znajdujący się bezpośrednio pod mięśniami.Jeśli dojdzie do krwawienia w wyniku uszkodzenia pobliskiego naczynia krwionośnego, należy użyć patyczków kosmetycznych lub kawałków gazy, aby wchłonąć krew, dociskając je do miejsca krwawienia aż do jego ustąpienia. Ostrożnie rozszerzyć rozdzielone warstwy mięśni za pomocą pęsety nr 2. Aby uwidocznić nerw kulszowy, w razie potrzeby zastosować rozsączniki, a następnie zidentyfikować obszar, w którym nerw łydkowy oddziela się od nerwu kulszowego.Nerw suralny (nerw łydkowy) jest najmniejszą z trzech odgałęzi biegnących w prawo w lewej nodze. U myszy C 57 black six zastosuj szew 6-0, ciasno wiążąc dwie pozostałe odgałęzie, które wciąż biegną równolegle. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie dotknąć odgałęzi nerwu suralnego.Chwyć nerwy do przecięcia poniżej szwu za pomocą pęsety nr 5, a następnie przetnij nerwy najpierw powyżej, a potem poniżej pęsety małymi nożyczkami, aby uniknąć pociągania nerwów. Po przecięciu nerwów odetnij końce szwów nożyczkami, a następnie delikatnie zamknij warstwę mięśniową. Szew pierścieniowy zazwyczaj nie jest wymagany.Nanieś kroplę lidokainy na ranę i zszyj ją, stosując węzły chirurgiczne. Sprawdź, czy ilość maści do oczu jest wciąż wystarczająca, a następnie umieść mysz w czystej klatce na ręczniku papierowym. Zapewnij zwierzęciu wygodną pozycję oraz łatwo dostępną wodę i pokarm.Jeśli w pomieszczeniu jest zimno, po jednym dniu rekonwalescencji pooperacyjnej należy umieścić pod częścią klatki podkładkę grzewczą. Należy zebrać pomiary von Frey zarówno od myszy operowanych, jak i od myszy poddanych operacji pozorowanej, zgodnie z opisem pobierania pomiarów bazowych. Tutaj przedstawiono wyniki testów Von Frey w grupach od czterech do sześciu myszy, przeprowadzonych zarówno na jeden dzień przed operacją, jak i codziennie przez dwa tygodnie po operacji. Dzień po zabiegu u zwierząt rozwinęła się znaczna nadwrażliwość mechaniczna w operowanej lub ipsilateralnej łapie, podczas gdy łapa nieoperowana lub kontralateralna pozostała niezmianiona.Próg w stronie przeciwległej jest nieco obniżony w porównaniu z myszami poddanymi operacji pozorowanej, co wskazuje, że w myszach operowanych może wystąpić allodynia mechaniczna w niewielkim stopniu. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak zlokalizować i manipulować gałęziami nerwu S u znieczulonej myszy. Test rozdzierania (fray assay) umożliwia dodatkowo ilościowy odczyt funkcjonalny w celu zbadania odpowiedzi zwierząt transgenicznych lub działania leków po częściowym uszkodzeniu obwodowego nerwu.

the-spared-nerve-injury-sni-model-induced-mechanical-allodynia

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model urazu oszczędzonego nerwu (SNI) wywołanej mechanicznej allodynii u myszy

Ze względu na prostotę zabiegu chirurgicznego oraz wyraźne efekty behawioralne, przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego jest jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych bólu neuropatycznego. W ciągu 24 h po operacji rozwija się nadwrażliwość bólowa, którą można zmierzyć ilościowo za pomocą estezjometru von Freya (test mechaniczny) oraz urządzenia do pomiaru analgesii podeszwowej (test termiczny).

Przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego i badanie nadwrażliwości bólowej u szczurów

Ten film demonstruje testowanie funkcji nerwu czuciowego w modelu mysim poprzez chirurgiczne odnerwienie jednej strony i pozostawienie drugiej jako kontroli. Reakcja na stymulację mechaniczną potwierdza rolę nerwów czuciowych.

Testowanie funkcji nerwów czuciowych w chirurgicznie odnerwionym modelu myszy

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem zaniku mięśni szkieletowych. Modelowy protokół chirurgiczny został opisany i zademonstrowany na myszach C57Black6.

Przecięcie nerwu piszczelowego - standaryzowany model atrofii mięśni szkieletowych wywołanej denerwacją u myszy

Ból neuropatyczny jest konsekwencją uszkodzenia lub choroby wpływającej na układ somatosensoryczny. "Model mankietowy" bólu neuropatycznego u myszy polega na wszczepieniu mankietu polietylenowego wokół głównej gałęzi nerwu kulszowego. Mechaniczna allodynia jest testowana przy użyciu filamentów von Freya.

Model kajdanki nerwu kulszowego bólu neuropatycznego u myszy

Prezentujemy protokół chirurgiczny szczegółowo opisujący, jak wykonać aksotomię cięcia lub zgniecenia nerwu twarzowego u myszy. Akskotomia nerwu twarzowego może być wykorzystana do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwu i testowania technik terapeutycznych.

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

Zmodyfikowana operacja to uproszczona metoda dla modelu uszkodzenia nerwu oszczędzonego u myszy lub szczura, która wymaga tylko jednego podwiązania i jednego cięcia, aby uszkodzić zarówno wspólne nerwy strzałkowe, jak i łydkowe.

Zmodyfikowany model chirurgii oszczędzonego uszkodzenia nerwu bólu neuropatycznego u myszy

Mechaniczny test unikania konfliktów jest używany jako nierefleksyjny odczyt wrażliwości na ból u myszy, który może być wykorzystany do lepszego zrozumienia reakcji afektywno-motywacyjnych w różnych modelach bólu myszy.

Mechaniczny test unikania konfliktów do pomiaru zachowania bólowego u myszy

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego u myszy wywołuje zmiany w spontanicznym zachowaniu (zwiększona aktywność pielęgnacji twarzy) i zachowaniu nocyfensyjnym w odpowiedzi na stymulację dotykową (nadreaktywność na stymulację włosów von Freya), które są oznakami trwającego bólu i allodynii oraz służy jako model dla trójdzielnego bólu neuropatycznego.

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Poznaj model oszczędzonego uszkodzenia nerwów u myszy do badania alodynii mechanicznej. Ta metoda umożliwia ilościową oczę wrażliwości na ból za pomocą filamentów von Frey.

Model Spared Nerve Injury (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

Przeglądaj więcej filmów