Wizualizacja napływu wapnia do neuronów brzusznego śródmózgowia pochodzących z zarodków myszy

0 wyświetleń4:53 min • May 29th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weźmy szkiełko nakrywkowe z posiewem neuronów brzusznego śródmózgowia pochodzących z zarodków myszy.

Komórki są zakażone wektorem wirusowym w celu ekspresji wskaźnika wapnia.

Przenieść szkiełko nakrywkowe do komory rejestracyjnej mikroskopu konfokalnego z buforem rejestrującym.

Korzystając ze światła widzialnego, zidentyfikuj region zawierający wiele neuronów, a następnie przełącz się na obrazowanie fluorescencyjne.

Przy niskich wewnątrzkomórkowych poziomach wapnia wskaźnik pozostaje niezwiązany, wykazując niską intensywność fluorescencji.

Wewnętrzne właściwości neuronów generują spontaniczne potencjały czynnościowe, wywołując otwieranie kanałów wapniowych bramkowanych napięciem i umożliwiających napływ wapnia.

Nadmiar wapnia wiąże się ze wskaźnikiem, wywołując zmianę konformacyjną, która zwiększa intensywność fluorescencji.

Rejestruj intensywność fluorescencji w czasie, aby śledzić spontaniczną aktywność wapnia.

Wprowadź neuroprzekaźnik o wysokim stężeniu, który wiąże się z receptorami na neuronach, generując ciągłe potencjały czynnościowe.

Ciągła aktywacja kanału wapniowego bramkowanego napięciem przedłuża napływ wapnia, powodując trwały wzrost intensywności fluorescencji.

Przygotuj 1 litr bufora zapisowego HEPES, 200 mililitrów 20 mikromolowego buforu zapisowego glutaminianu i 200 mililitrów 10 mikromolowego bufora zapisowego NBQX zgodnie ze wskazówkami rękopisu. Napełnić sterylną milimetrową szalkę Petriego 3 mililitrami buforu rejestrującego.

Wyjąć szalkę Petriego z zakażonymi kulturami z inkubatora, a następnie ostrożnie chwycić krawędź jednego szkiełka nakrywkowego kleszkami z cienką końcówką i przenieść ją do szalki z buforem nagrywającym. Umieść pozostałe szkiełko nakrywkowe w pożywce z powrotem w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza i przetransportuj szalkę z buforem rejestrującym do mikroskopu konfokalnego.

Uruchom oprogramowanie do obrazowania. Podczas inicjalizacji uruchom pompę perystaltyczną i umieść linię w buforze nagrywającym. Następnie skalibruj przepływ do 2 mililitrów na minutę. Przenieść zakażone szkiełko nakrywkowe z płytki Petriego do kąpieli rejestrującej za pomocą cienkich kleszczy. Korzystając z 10-krotnego zanurzenia w wodzie i światła jasnego pola, znajdź płaszczyznę ostrości i poszukaj obszaru o dużej gęstości ciał komórek neuronowych. Następnie przełącz się na obiektyw 40X i ponownie ustaw ostrość próbki.

Wybierz i zastosuj Alexa Flour 488 w oknie listy barwników. Aby zapobiec prześwietleniu i fotowybielaniu fluoroforów, zacznij od niskich ustawień HV i mocy lasera. Dla kanału Alexa Fluor 488 ustaw HV na 500, wzmocnienie na 1x, a przesunięcie na zero. Ustaw moc na 5% dla linii laserowej 488, zwiększ rozmiar otworka do 300 mikrometrów i użyj opcji skanowania ostrości x2, aby optymalnie dostosować sygnały emisyjne do poziomów podnasycenia.

Ustawienia można następnie dostosować, aby uzyskać optymalną widoczność każdego kanału. Po zoptymalizowaniu ustawień mikroskopu przesuń stolik, aby zlokalizować obszar z wieloma komórkami wykazującymi spontaniczne zmiany fluorescencji GCaMP6f i skup się na żądanej płaszczyźnie obrazowania. Użyj narzędzia Przytnij prosto, aby przyciąć klatkę obrazowania do rozmiaru, który pozwala osiągnąć odstęp między klatkami wynoszący nieco poniżej jednej sekundy. Ustaw okno interwału na wartość 1,0, a okno Num na 600.

Aby nagrać film z serii T, wybierz opcję czasu, a następnie użyj opcji skanowania XYt, aby rozpocząć obrazowanie. Obserwuj pasek postępu obrazowania i przesuń linię z bufora zapisu HEPES do bufora zapisu glutaminianu o proporcji 20 mikromoli w odpowiednim punkcie czasowym. Po zakończeniu obrazowania wybierz przycisk Zakończono serię i zapisz gotowy film z serii t. Kontynuuj perfuzję glutaminianu przez dodatkowe pięć minut, tak aby wyhodowane neurony były wystawione na działanie glutaminianu przez łącznie 10 minut.

Powtórz ten proces dla każdego szkiełka nakrywkowego, które ma być zobrazowane. Możliwe jest obejrzenie śladów wapnia w ciałach komórek nerwowych bezpośrednio po eksperymencie. Użyj narzędzia elipsy, aby narysować żądaną liczbę ROI wokół somy neuronalnej i użyj przycisku analizy serii, aby zwizualizować ślady. Po dodatkowych pięciu minutach ekspozycji na glutaminian usuń szkiełko nakrywkowe z kąpieli za pomocą drobnych kleszczyków i umieść je z powrotem na szalce Petriego z buforem rejestrującym, aż do zakończenia całego obrazowania.

09:34

Zastosowania technik mapowania czasoprzestrzennego i analizy cząstek do ilościowego określania wewnątrzkomórkowej sygnalizacji Ca2+ in situ

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:07

Fluorescencyjne obrazowanie wapnia i późniejsza hybrydyzacja in situ w celu charakterystyki prekursorów neuronalnych u Xenopus laevis

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

11:41

Wizualizacja zmian w obwodzie neuron-glej za pomocą techniki obrazowania wapnia

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

09:14

Obrazowanie odpowiedzi wapniowych w neuronach znakowanych GFP w podwzgórzowych wycinkach mózgu myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:09

Obrazowanie in vivo wapnia zespołów neuronalnych w nienaruszonych zwojach korzenia grzbietowego myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

06:54

Kwantyfikacja spontanicznych strumieni Ca2+ i ich dalszych skutków w pierwotnych neuronach śródmózgowia myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:58

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia u myszy z oliwek dolnych

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

08:26

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

06:45

In vivo (in vivo) Szerokokątne i dwufotonowe obrazowanie wapnia za pomocą myszy przy użyciu dużego okna czaszki

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

07:14

Subkomórkowe obrazowanie neuronalnej obsługi wapnia in vivo

Powiązane filmy

0 Wyświetlenia

Ostatnia aktualizacja: 1 sierpnia 2026