$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Zacznij od znieczulonej transgenicznej larwy danio pręgowanego unieruchomionej w agarozie i umieszczonej na szalce Petriego zawierającej roztwór znieczulający.
Umieść go pod dwufotonowym mikroskopem laserowym, który wykorzystuje dwa fotony do szczegółowego obrazowania.
Skoncentruj się na górnej i dolnej warstwie mózgu, aby wyznaczyć granice obrazowania.
Rejestruj obrazy na różnych głębokościach, aby obserwować neurony przed leczeniem laserowym.
Dostosuj ostrość do obszaru zainteresowania i dostosuj rozmiar ramki, aby zawęzić ostrość na neuronach.
Wybierz i naświetlaj neurony za pomocą lasera dwufotonowego.
Laser indukuje miejscowe ciepło, co powoduje śmierć neuronów przy minimalnym uszkodzeniu otaczającej tkanki. Uchwyć obraz.
Porównaj obrazy przed i po zabiegu, aby ocenić zmiany fluorescencji.
Ponownie skoncentruj neurony na głębszych płaszczyznach i powtórz napromienianie, aby leczyć wszystkie neurony w obszarze zainteresowania.
Ponownie przechwyć obraz i porównaj go z obrazem przed zabiegiem. Utrata fluorescencji po leczeniu laserowym potwierdza udaną ablację neuronów.
Umieść larwę zanurzoną w agarozie pod 2-fotonowym laserowym mikroskopem skaningowym i uruchom system mikroskopowy. Otwórz oprogramowanie do akwizycji obrazu i na karcie Laser kliknij przycisk włączania, aby włączyć laser. Poczekaj, aż stan lasera zmieni się z Zajęty na Zablokowany tryb.
Na karcie Kanały ustaw długość fali lasera na 880 nanometrów w przypadku ablacji EGFP lub 800 nanometrów w przypadku ablacji GcAMP. Wybierz soczewkę obiektywu 20x, ręcznie przesuwając rewolwer obiektywu. Następnie kliknij kartę Zlokalizuj. Kliknij GFP, aby zmienić ścieżki optyczne i bezpośrednio view fluorescencja na oko. Wyśrodkuj mózg larwy danio pręgowanego w polu widzenia. Następnie kliknij kartę Akwizycja, aby wrócić do mikroskopii dwufotonowej i ustawić moc i wzmocnienie lasera.
Jako zapis stanu przed ablacją kliknij Z-Stack, aby wybrać opcję Z-Stack. Następnie, po skupieniu się na brzusznym końcu mózgu larwy, kliknij przycisk Ustaw pierwszy, aby ustawić dolną granicę. Po skupieniu się na najbardziej grzbietowej powierzchni mózgu kliknij przycisk Ustaw ostatni, aby ustawić górną granicę. Na koniec kliknij przycisk Rozpocznij eksperyment, aby uruchomić akwizycję obrazu Z-Stack.
Następnie wybierz soczewkę obiektywu 63x, ręcznie przesuwając rewolwer obiektywu. Następnie kliknij kartę Zlokalizuj, aby przełączyć się na mikroskopię epifluorescencyjną. Wyśrodkuj komórki, które mają zostać poddane ablacji przez oko. Następnie kliknij kartę Akwizycja, aby wrócić do laserowej mikroskopii skaningowej.
Na karcie Acquisition Mode (Tryb pozyskiwania) ustaw rozmiar klatki na 256 x 256. Kliknij Na żywo i obserwuj interesujące Cię neurony. Następnie, zaczynając od najbardziej grzbietowej strony, znajdź płaszczyznę ogniskową, w której komórki, które mają zostać poddane ablacji, są ostre. Korzystając z funkcji Regions, zaznacz mały okrągły obszar o średnicy około jednej trzeciej wielkości komórki na każdym neuronie jako ROI.
Ustaw szybkość skanowania na 13,93 sekundy na 256 na 256 pikseli, co odpowiada czasowi przebywania lasera wynoszącemu około 200 mikrosekund na piksel lub 200 mikrosekund na pół mikrona. Ustaw również cykl iteracji na 4 powtórzenia. Kliknij przycisk Rozpocznij eksperyment, aby wykonać funkcje szeregów czasowych i wybielania. Porównaj obraz przed ablacją z obrazem po ablacji w cyklu szeregów czasowych, aby upewnić się, że fluorescencja w docelowych komórkach zniknęła.
Następnie przesuń płaszczyznę ogniskowej nieco głębiej i wybierz następną płaszczyznę ogniskowej, w której pojawiają się nieablowane komórki. Przeprowadzić funkcję wybielania, jak właśnie pokazano, i powtarzać proces, aż wszystkie komórki w interesującej nas strukturze neuronalnej zostaną usunięte. Po ablacji należy sprawdzić komórki pod kątem zniesionej fluorescencji i w razie potrzeby powtórzyć naświetlanie laserowe.