Zapis i barwienie Juxtacellular w celu precyzyjnego mapowania aktywności neuronalnej u obudzonego szczura

0 views • 2:54 min • June 18th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zacznij od skrępowanego, obudzonego szczura w eksperymentalnym jigu, z głową mocno osadzoną na miejscu.

Otwórz wcześniej wszczepioną komorę nagraniową i zdejmij powłokę z żelu silikonowego.

Usuń wszelkie odrastające tkanki, aby uzyskać dostęp do mózgu.

Dodaj kroplę soli fizjologicznej, aby utrzymać nawilżenie.

Następnie podłącz wstępnie napełnioną pipetę rejestrującą zawierającą niebieski barwnik Chicago do mikromanipulatora.

Opuść pipetę do komory rejestrującej, aż dotrze do docelowego obszaru mózgu.

Pipeta nawiązuje kontakt z neuronem i rejestruje sygnały z neuronu bez penetrowania go.

Słuchaj tych sygnałów neuronalnych w postaci słyszalnych kliknięć, a następnie dostarczaj impulsy elektryczne przez pipetę.

Impulsy te wstrzykują barwnik przylegający do neuronu, umożliwiając precyzyjne barwienie docelowego obszaru mózgu.

Te techniki nagrywania i barwienia zbliżeniowego precyzyjnie wizualizują miejsce rejestracji i umożliwiają dokładne odwzorowanie aktywności neuronalnej na anatomię mózgu.

Umieść szczura w skarpetce z tkaniny i przenieś skarpetę z tkaniny do sztywnej rurki na odpowiednim przyrządzie doświadczalnym. Przymocuj płytkę przytrzymującą głowę szczura do odpowiedniego elementu przyrządu. Następnie umieść nakrętkę 832 na ograniczającej głowę, która jest wszczepiona szczurowi.

Następnie przykręć gwintowany pręt ze stali nierdzewnej do z. Następnie otwórz komorę nagrywania i usuń żel silikonowy. Oczyść kraniotomię za pomocą cienkich kleszczy, jeśli tkanka odrosła podczas kraniotomii. W razie potrzeby należy zastosować znieczulenie izofluranem podczas tego procesu.

Następnie podłącz pipetę do zmotoryzowanego mikromanipulatora. Przesuń pipetę do żądanego miejsca rejestracji w przedniej, tylnej i przyśrodkowej osi bocznej. Następnie przesunąć pipetę brzusznie przez oponę twardą, aż znajdzie się w odległości około 500 mikrometrów grzbietowo do zamierzonego miejsca zapisu. Powoli przesuwaj pipetę, nasłuchując impulsów na monitorze audio o nagranym wzmocnionym napięciu. Po zidentyfikowaniu impulsów należy kontynuować przesuwanie pipety o około 0 do 100 mikrometrów, aż odchylenia napięcia dodatniego będą większe niż około 500 mikrowoltów.

Aby oznaczyć miejsce nagrywania, ustaw źródło prądu na ujemne 4 mikroampery z dwoma sekundowymi impulsami przy 50% cyklu pracy. I przepuszczaj prąd przez cztery minuty, aby wstrzyknąć jonoforetyczny Chicago Sky Blue przez pipetę.

10:46

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Related Videos

0 Views

09:58

Elektronika siatkowa do wstrzykiwania strzykawki dla stabilnej elektrofizjologii przewlekłych gryzoni

Related Videos

0 Views

05:45

Nagrywanie wielkoskalowych zespołów neuronalnych za pomocą sond krzemowych u znieczulonego szczura

Related Videos

0 Views

14:06

Przygotowanie wybudzonej myszy do rejestrowania odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników

Related Videos

0 Views

02:36

Rejestracja in vivo sygnałów wewnątrzkomórkowych z pojedynczego neuronu

Related Videos

0 Views

04:42

Elektrofizjologiczne zapisy in vivo aktywności mózgu z wielu miejsc u szczurów

Related Videos

0 Views

03:13

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u wybudzonej myszy

Related Videos

0 Views

06:36

Hamowanie aktywności neuronalnej i jej wykrywanie za pomocą elektrofizjologii u szczura

Related Videos

0 Views

10:36

Znakowanie biocytyny Juxtasomal w celu zbadania zależności struktura-funkcja poszczególnych neuronów korowych

Related Videos

0 Views

08:41

Monitorowanie i lokalizacja pojedynczych neuronów w podkorowych strukturach mózgu czujnych, skrępowanych głową szczurów

Related Videos

0 Views

Last updated: 18 July 2026