$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Zacznij od chemicznie utrwalonych i przepuszczalnych mysich włókien mięśniowych umieszczonych w dołkach płytki wielodołkowej.
Inkubować w roztworze blokującym, aby zminimalizować niespecyficzne wiązanie przeciwciał.
Dodaj pierwszorzędowe przeciwciała skierowane przeciwko białku presynaptycznemu ulegającemu ekspresji w złączu nerwowo-mięśniowym lub NMJ.
Przemyć buforem w celu usunięcia niezwiązanych przeciwciał.
Inkubować z przeciwciałami drugorzędowymi sprzężonymi z fluoroforem skierowanymi przeciwko przeciwciałom pierwszorzędowym i neurotoksyną sprzężoną z fluoroforem, która wiąże się z postsynaptycznymi receptorami acetylocholiny.
Przemyć buforem w celu usunięcia niezwiązanych odczynników.
Umieść włókna na szkiełku z nośnikiem montażowym, umieść szkiełko nakrywkowe i zabezpiecz magnesami cylindrycznymi, aby spłaszczyć włókna.
Rozpocznij obrazowanie za pomocą mikroskopu konfokalnego STED.
Po naświetleniu laserowym znakowane białka fluoryzują.
Mikroskopia konfokalna nie jest w stanie wyraźnie rozpoznać drobniejszych struktur NMJ ze względu na ograniczoną rozdzielczość i rozprzestrzenianie się fluorescencji.
W przeciwieństwie do tego, mikroskopia STED wykorzystuje laser zubożający do tłumienia rozprzestrzeniania się fluorescencji, umożliwiając wyraźną wizualizację NMJ.
Po eutanazji zacznij drażnić mięśnie piszczelowe przednie w małych wiązkach włókien o szerokości około 1 milimetra za pomocą dwóch drobno ząbkowanych kleszczy. Następnie przenieś te wiązki mięśni na 24-dołkową płytkę zawierającą 1% Triton X-100 przygotowany w PBS i pozwól mu delikatnie mieszać przez godzinę w temperaturze pokojowej lub pięć godzin w temperaturze 4 stopni Celsjusza.
Po trzykrotnym umyciu próbek przez 5 minut PBS w temperaturze pokojowej, należy inkubować próbki z roztworem blokującym składającym się z 4% BSA przygotowanym w PBS z 1% Triton X-100 przez cztery godziny w temperaturze 4 stopni Celsjusza pod delikatnym mieszaniem. Następnie inkubować próbki przez noc z tym samym roztworem blokującym zawierającym pierwszorzędowe przeciwciała monoklonalne przeciwko neurofilamentowi M lub glikoproteinie pęcherzyków synaptycznych 2 w celu znakowania presynaptycznych końców aksonów lub stref aktywnych.
Następnego dnia umyj oznaczone wiązki mięśni trzy razy przez 5 minut PBS pod delikatnym pomieszaniem. Następnie inkubuj je z odpowiednimi przeciwciałami drugorzędowymi, umieszczając je na wytrząsarce na dwie godziny w temperaturze pokojowej. Po ponownym umyciu wiązek mięśniowych umieść je na szkiełku z podłożem montażowym. Następnie umieść na wierzchu szkiełko nakrywkowe ze szkła o stopniu 1,5 stopnia, a następnie cylindryczne magnesy po obu stronach szkiełka, aby wywrzeć nacisk i spłaszczyć mięśnie.
Aby uzyskać obrazy za pomocą mikroskopu konfokalnego, uruchom oprogramowanie mikroskopu i wybierz Maszyna jako tryb konfiguracji, a następnie zbierz stosy obrazów połączeń nerwowo-mięśniowych w każdej grupie eksperymentalnej zgodnie z ustawieniami wymienionymi w rękopisie tekstowym. Pod koniec sesji kliknij Otwórz w przeglądarce 3D i wybierz połączenie nerwowo-mięśniowe reprezentatywne dla grupy eksperymentalnej, aby zwizualizować etykietowanie 3D.