Name: Implantacja nadajników radiotelemetrycznych dostarczających danych o EKG, tętnie, temperaturze głębokiej ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Naucz się techniki implantacji nadajników telemetrycznych u myszy laboratoryjnych. Metoda umożliwia ciągły pomiar temperatury ciała, aktywności ruchowej oraz parametrów EKG w warunkach swobodnego przemieszczania się zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować firmie Charles River Germany za dostarczenie myszy CD-1. Dziękujemy również Robin Schneider oraz pracownikom centralnego laboratorium biologicznego za pomoc w utrzymaniu myszy. Serdecznie dziękujemy Florze Nicholls za doskonałe wsparcie techniczne oraz profesorowi Kurtowi Burkiemu za udostępnienie zaplecza badawczego i zasobów.

<ol><li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li>
<li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li>
<li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li>
<li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li>
<li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li>
<li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li>
<li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Anim.+Welf.+Sci%22%5BJournal%5D)">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li>
<li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li>
<li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Altex%22%5BJournal%5D)">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Radiotelemetria stanowi potężną alternatywę dla konwencjonalnych metod pomiaru parametrów fizjologicznych w badaniach biomedycznych. Wysokiej jakości systemy telemetryczne, składające się z implantowalnych nadajników, odbiorników oraz sprzętu i oprogramowania do akwizycji i analizy danych, są obecnie dostępne komercyjnie, nawet dla tak małych zwierząt jak myszy. Telemetria jest obecnie jedyną dostępną techniką umożliwiającą gromadzenie danych z nieuwięzionych, swobodnie poruszających się myszy. Dzięki zastosowaniu tej metody możliwe jest ciągłe zbieranie danych i/lub gromadzenie ich przez dłuższe okresy od zwierząt przebywających w ich naturalnym środowisku, co minimalizuje stres zwierząt i wynikające z niego artefakty eksperymentalne. Kształt i położenie elektrod zostały zoptymalizowane w celu uzyskania sygnałów nawet podczas gwałtownych ruchów (np. szarpania się, biegania, walki) lub w pozycji wyprostowanej9. W związku z tym możliwe jest uzyskanie dokładnych pomiarów podczas eksperymentów, np. w trakcie znieczulenia, indukcji stresu, biegu na bieżni, eksperymentów behawioralnych, badań nad infekcjami oraz w wielu innych sytuacjach doświadczalnych.
Jednakże, w celu uzyskania wiarygodnych, powtarzalnych i wolnych od artefaktów danych, kluczowe jest wykluczenie wpływów środowiskowych; zwracamy szczególną uwagę na znaczenie standaryzacji warunków. Zaleca się, aby pomieszczenie było odizolowane od szumów elektronicznych i akustycznych, w tym dźwięków ultradźwiękowych, na które myszy są szczególnie wrażliwe. Ponadto podczas przeprowadzania pomiarów nie powinno być dopuszczonych żadnych zakłóceń, takich jak wizyty osób trzecich czy niezwiązane z badaniem procedury eksperymentalne. Aby uniknąć wpływów zakłócających (szczególnie w przypadku pomiarów w klatkach domowych), wszystkie niezbędne zabiegi pielęgnacyjne powinny zostać wykonane w pomieszczeniu przed rozpoczęciem każdego pomiaru. Ponadto kwaterowanie myszy – szczególnie w przypadku użycia samców – w grupach lub indywidualnie może mieć wpływ na wyniki pomiarów i musi być uwzględnione podczas planowania eksperymentów9. Myszy muszą być również zdrowe i wolne od patogenów mysich, ponieważ infekcje utajone lub jawne, a także choroby lub jakiekolwiek inne upośledzenia stanu zdrowia, mogą mieć znaczący wpływ na parametry fizjologiczne i behawior aktywności. W związku z tym myszy powinny w pełni dojść do siebie po implantacji i otrzymać wystarczająco dużo czasu na adaptację do obecności transmitera przed rozpoczęciem jakichkolwiek eksperymentów.
Gromadzenie danych za pomocą radiotelemetrii u myszy wymaga wstępnego chirurgicznego wszczepienia nadajnika telemetrycznego. Zabieg ten powinien być wykonywany wyłącznie przez przeszkolony personel z umiejętnościami chirurgicznymi, aby zminimalizować urazy tkanek oraz wynikający z nich ból i stres. Badaczom posiadającym podstawowe lub nawet zaawansowane umiejętności chirurgiczne (mikrochirurgiczne) zaleca się przeprowadzenie pierwszych prób na świeżych zwłokach myszy przy użyciu implantów treningowych (tj. makiet dostarczonych przez producenta), aby opracować procedury i zapoznać się ze specyfiką tego rodzaju operacji. Po takim przeszkoleniu większość badaczy będzie w stanie z sukcesem wszczepić tego typu nadajniki i osiągnie odpowiednią biegłość po kilku implantacjach.
Podczas operacji należy zachować warunki aseptyczne, aby zminimalizować obciążenie mikrobiologiczne i ryzyko infekcji. Występują jednak wątpliwości co do zachowania aseptyki ze względu na specyficzne warunki u myszy, które mogą naruszać sterylność (np. efekt wychłodzenia przy rozległym wygoleniu sierści i dezynfekcji, niepraktyczność stosowania opatrunków chroniących rany). Podczas implantacji należy zastosować profilaktykę przeciwinfekcyjną. Kluczową rolę w uzyskaniu satysfakcjonującego wyniku eksperymentu odgrywa odpowiednio dopasowane leczenie przeciwbólowe, jasno określony plan monitorowania oraz właściwa opieka pooperacyjna.
Ogólnie rzecz biorąc, chirurgiczna implantacja nadajnika telemetrycznego u myszy jest dla zwierzęcia stresująca. W szczególności, jeśli modyfikacja genetyczna w konkretnych liniach myszy wpływa na fenotyp i pogarsza stan ogólny zwierząt, ryzykiem mogą być powikłania w okresie okołoperacyjnym oraz zwiększona śmiertelność po implantacji. Aby uniknąć niepotrzebnego cierpienia, osobniki wykazujące niezadowalającą rekonwalescencję lub przedłużony okres rekonwalescencji powinny zostać wycofane z eksperymentu i uśpione przed osiągnięciem stanu agonalnego. W tym celu opracowano arkusz danych (Tabela 1: arkusz danych monitorowania stanu ogólnego i zdrowia), ułatwiający systematyczne monitorowanie krytycznych objawów i dostarczający wytycznych dotyczących humanitarnych punktów końcowych. W ten sposób proces rekonwalescencji jest dokumentowany w formie dokumentacji medycznej lub dziennika laboratoryjnego, co czyni przeprowadzenie tej metodologii (tj. procedury implantacji i rekonwalescencji pooperacyjnej) przejrzystym dla odpowiednich organów i jednostek ds. dobrostanu zwierząt odpowiedzialnych za eksperymenty na zwierzętach (np. IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących ekg, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Mysz laboratoryjna jest gatunkiem zwierzęcia najczęściej wybieranym w większości badań biomedycznych, zarówno w sferze akademickiej, jak i w przemyśle farmaceutycznym. Myszy mają odpowiednie rozmiary i są stosunkowo łatwe w utrzymaniu. Czynniki te, wraz z dostępnością licznych mutantów spontanicznych i indukowanych eksperymentalnie, sprawiają, że myszy laboratoryjne są idealnie przystosowane do szerokiej gamy obszarów badawczych.
W badaniach sercowo-naczyniowych, farmakologicznych i toksykologicznych często wymagany jest dokładny pomiar parametrów związanych z układem krążenia zwierząt laboratoryjnych. Wyznaczanie częstości akcji serca, zmienności rytmu serca oraz czasu trwania odstępów PQ i QT opiera się na zapisach elektrokardiograficznych (EKG). Jednak uzyskanie wiarygodnych krzywych EKG, a także danych fizjologicznych, takich jak wewnętrzna temperatura ciała myszy, może być trudne przy użyciu konwencjonalnych technik pomiarowych, które wymagają podłączenia czujników i przewodów do unieruchomionego, przypiętego lub nawet znieczulonego zwierzęcia. Dane uzyskane w ten sposób należy interpretować z ostrożnością, ponieważ wiadomo, że unieruchomienie i znieczulenie mogą wywierać znaczący wpływ artefaktowy na parametry fizjologiczne1, 2.
Radiotelemetria umożliwia gromadzenie danych z organizmów świadomych i nieutetherowanych. Pomiary mogą być prowadzone nawet u zwierząt poruszających się swobodnie, bez konieczności przebywania badacza w bezpośrednim sąsiedztwie zwierzęcia. Dzięki temu unika się znanych źródeł artefaktów, co zapewnia dokładne i wiarygodne pomiary. Metodologia ta zmniejsza również zmienność międzyosobniczą, co redukuje liczbę wykorzystywanych zwierząt, czyniąc tę technologię najbardziej humanitarną metodą monitorowania parametrów fizjologicznych u zwierząt laboratoryjnych3, 4. Stały postęp w technologii akwizycji danych oraz miniaturyzacja implantów sprawiają, że obecnie możliwe jest ciągłe i w czasie rzeczywistym rejestrowanie parametrów fizjologicznych oraz aktywności lokomotorycznej przez dłuższe okresy, takie jak godziny, dni, a nawet tygodnie3, 5.
W niniejszej pracy opisujemy technikę chirurgiczną implantacji dostępnego komercyjnie nadajnika telemetrycznego, służącego do ciągłych pomiarów temperatury głębokiej ciała, aktywności lokomocyjnej i biopotencjału (tj. jednokanalowego EKG), na podstawie którego można wyznaczyć częstotliwość akcji serca, zmienność rytmu serca oraz odstępy PQ i QT u myszy poruszających się swobodnie, bez przewodów. Przedstawiamy również procedury przedoperacyjne oraz protokoły intensywnej opieki pooperacyjnej i leczenia bólu, które poprawiają rekonwalescencję, dobrostan oraz przeżywalność u implantowanych myszy5, 6.

Przedstawiono technikę chirurgiczną implantacji dostępnych komercyjnie nadajników telemetrycznych służących do ciągłego pomiaru biopotencjału (jednokanałowe EKG), częstotliwości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała oraz aktywności ruchowej u swobodnie poruszających się myszy. Zaprezentowano również zalecenia i protokoły dotyczące opieki pooperacyjnej i uśmierzania bólu w celu poprawy procesu rekonwalescencji, dobrostanu oraz przeżywalności zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Mysz laboratoryjna jest gatunkiem zwierząt najczęściej wybieranym w większości badań biomedycznych, zarówno w sferze akademickiej, jak i w przemyśle farmaceutycznym. Myszy są ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest implantacja nadajnika telemetrycznego służącego do ciągłych pomiarów temperatury głębokiej ciała, aktywności lokomotorycznej oraz biopotencjału, na podstawie którego można określić częstość akcji serca, zmienność rytmu serca oraz odstępy PQ i QT u swobodnie poruszających się myszy bez przewodów. Jest to realizowane poprzez przygotowanie myszy do implantacji na kilka dni przed zabiegiem, a następnie przygotowanie instrumentarium w środowisku operacyjnym oraz nadajnika telemetrycznego.Następnie nadajnik telemetryczny zostaje chirurgicznie wszczepiony myszy. Na koniec zwierzęciu zapewniono opiekę pooperacyjną, aby zagwarantować jego rekonwalescencję i przeżycie. Ostatecznie wyniki pokazują wpływ licznych eksperymentów biomedycznych i modyfikacji genetycznych na krótko- i długoterminową częstość akcji serca, zmienność rytmu serca, odstępy PQ i QT, wewnętrzną temperaturę ciała oraz aktywność motoryczną, a także na rytm dobowy tych parametrów, zmierzony telemetrycznie u swobodnie poruszających się myszy.Główną zaletą telemetrii w porównaniu do istniejących metod, takich jak pomiary u zwierząt w unieruchomieniaczach, na smyczach czy nawet implantowanych, jest możliwość uzyskania dokładnych danych w krótkich lub nawet długich odstępach czasu u myszy nieunieruchomionych, swobodnie poruszających się. W dniu implantacji nadajnik telemetryczny jest przygotowywany pod dygestorium z laminarnym przepływem powietrza na zdezynfekowanym blacie w warunkach aseptycznych, przy użyciu autoklawowanych narzędzi i sterylizowanych materiałów. Na początek należy wyjąć nadajniki z ich sterylnych opakowań i za pomocą nożyczek skrócić przewody do długości odpowiedniej dla wielkości myszy. W przypadku większości dorosłych myszy czerwoną elektrodę można skrócić do około 42 milimetrów, a elektrodę białą lub bezbarwną do długości około 55 milimetrów.Usuń około 20 milimetrów rurki izolacyjnej z dystalnej części czerwonej elektrody oraz 10 milimetrów z elektrody białej lub bezbarwnej. Uformuj dystalne części każdej elektrody w pętlę, mocując końce cienkimi szwami jedwabnymi. Umieść nadajnik w ciepłej, sterylnej soli fizjologicznej, aby był gotowy do implantacji w dniu poprzedzającym zabieg.Przygotuj mysz, podając jej znieczulenie w komorze z pleksiglasu z wykorzystaniem 8% cevo fluorine. Po utracie odruchu mrugania załóż maskę nosową z 3-4% cevo fluorine. Wygol sierść w przedniej części szyi oraz na brzuchu.Pozostaw zwierzę do wybudzenia i przenieś je do klatki domowej następnego dnia. Po podaniu leków przeciwbólowych i znieczuleniu myszy, przenieś ją na podgrzewaną powierzchnię w obszarze chirurgicznym. Nałóż maść do oczu myszy i utrzymuj znieczulenie za pomocą maski nosowej i 3 do 4% sewofluranu. Szczegółowe informacje znajdują się w protokole pisemnym.Zdezynfekuj wcześniej ogoloną skórę przedniej części szyi i regionu brzusznego myszy. Następnie wykonaj nacięcie skóry o długości od 1 do 1,5 centymetra, zaczynając od dolnej części klatki piersiowej wzdłuż linii środkowej brzucha. Wykonaj niewielkie nacięcie w kierunku podłużnym w przedniej części szyi i przeprowadź ujemny przewód nadajnika podskórnie z klatki piersiowej do szyi.Przygotuj skórę i tkankę podskórną, aby stworzyć miejsce dla stabilizacji pętli z drutu elektrody. Przymocuj pętlę z drutu pomiędzy mięśniami położonymi po prawej stronie tchawicy, używając dwóch cienkich szwów jedwabnych. Następnie zamknij ranę na szyi warstwowo, stosując sześć szwów Vicryl 0.Otwórz ścianę brzuszną w linii białej i umieść nadajnik telemetryczny w jamie brzusznej. Przyszyj pętlę przewodu elektrody dodatniej do wyrostka mieczowatego szwem jedwabnym w taki sposób, aby znajdowała się ona między wątrobą a przeponą w górnym lewym regionie jamy brzusznej. Aby zapobiec infekcji i dostarczyć płyny, wstrzyknij do jamy brzusznej mieszaninę sulfadiazyny i trimetoprimu oraz soli fizjologicznej, a następnie zamknij skórę brzucha, podając podskórnie lek przeciwbólowy.Podaj bupiwakainę w dawce 0,1 mg/kg i pozwól zwierzęciu dojść do siebie na ogrzewanej powierzchni blatu laboratoryjnego przez dwie godziny. Zwierzęta są ściśle monitorowane, a wsparcie w okresie rekonwalescencji jest zapewniane od czterech do 10 dni po zabiegu, zgodnie z opisem w protokole pisemnym. 10 dni po operacji zwróć zwierzęta do kolonii myszy na co najmniej cztery tygodnie normalnych interakcji społecznych.Aby rozpocząć zbieranie danych, należy dotknąć zwierzęcia magnesem. Spowoduje to uruchomienie nadajnika. Macierz wymiany danych zbiera i przesyła sygnały danych do komputera albo przez określony czas w regularnych odstępach, albo w sposób ciągły, a następnie zapisuje dane na dysku twardym komputera, ponieważ zasięg i jakość emitowanego sygnału są silnie zależne od składu materiałowego klatki oraz znajdującego się w pobliżu sprzętu.Umieść płytę odbiorczą jak najbliżej zwierzęcia, na przykład pod jego klatką. Użyj programu Data Quest, oprogramowania RT do koordynacji detekcji, gromadzenia, analizy i graficznej prezentacji sygnałów pochodzących od jednego lub większej liczby zwierząt. Sprawdź, czy konfiguracja systemu rejestracji i transmisji danych jest prawidłowa, wykonując pomiary w czasie rzeczywistym w trybie ciągłego próbkowania.Po zgromadzeniu i zapisaniu danych należy je wykreślić oraz przeanalizować pod kątem różnych parametrów, takich jak częstość akcji serca, zmienność rytmu serca, temperatura ciała oraz aktywność lokomocyjna, przy użyciu programu analitycznego; tutaj przedstawiono surowy wydruk krzywych EKG jednoprowadzeniowego zapisu z uśpionej myszy oraz tego samego zwierzęcia pod narkozą wziewną sewofluranem. Częstość akcji serca jest obliczana automatycznie przez system telemetrii. Trzypunktowa sekwencja zarejestrowana podczas znieczulenia wskazuje na częstość akcji serca wynoszącą 440 uderzeń na minutę.Krzywa zarejestrowana u świadomej myszy wykazuje częstość akcji serca wynoszącą 660 uderzeń na minutę, co mieści się w oczekiwanym zakresie dla tego parametru. Podczas umiarkowanej aktywności fizycznej, takiej jak pielęgnacja ciała lub jedzenie, mierzono częstość akcji serca, wewnętrzną temperaturę ciała i aktywność lokomotoryczną u trzech myszy o różnym stanie fizycznym, przetrzymywanych indywidualnie w ich klatkach domowych bez żadnych zakłóceń. Częstość akcji serca była rejestrowana przez 30 sekund co pięć minut.Wewnętrzną temperaturę ciała mierzono przez 10 sekund co pięć minut, natomiast aktywność lokomocyjną rejestrowano w sposób ciągły i zapisywano w odstępach pięciominutowych. U zdrowej myszy obserwuje się wyraźny rytm okołodobowy z typowym wzrostem parametrów fizjologicznych oraz aktywności lokomocyjnej w fazie ciemnej. W przeciwieństwie do tego, po rozległym zabiegu chirurgicznym tętno wzrosło, szczególnie w fazie jasnej, a aktywność lokomocyjna uległa obniżeniu.Trzecia mysz cierpiała na chroniczną chorobę nowotworową. Jej rytm okołodobowy częstości pracy serca oraz rdzeniowej temperatury ciała wydaje się spłaszczony, a aktywność lokomocyjna jest zmniejszona. W tym eksperymencie 16 myszy poddano 50-minutowej anestezji izofluranem lub sewofluranem, a następnie za pomocą telemetrii porównano długoterminowy wpływ środków anestetycznych na częstość pracy serca, rdzeniową temperaturę ciała oraz aktywność lokomocyjną. Wartości średnie dla każdego zwierzęcia obliczono oddzielnie dla fazy nocnej i dziennej.Wartości prawidłowe obliczono jako średnie z trzech dni poprzedzających znieczulenie. Wartości delta stanowią porównanie wyników dla ciemności i światła z wartościami prawidłowymi. Po opanowaniu techniki zabieg można przeprowadzić w 35 do 45 minut; podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o utrzymaniu odpowiedniego stopnia znieczulenia, podawaniu skutecznych leków przeciwbólowych, zapobieganiu infekcjom oraz zapewnieniu odpowiedniej płynoterapii.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak implantować ten nadajnik telemetryczny oraz jak uzyskać wiarygodne pomiary wartości fizjologicznych, takich jak tętno lub temperatura ciała w stanie hipotermii, u myszy laboratoryjnych.

implantation-radiotelemetry-transmitters-yielding-data-on-ecg-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Implantacja nadajników radiotelemetrii dostarczających dane dotyczące EKG, częstości akcji serca, temperatury jądra ciała i aktywności u myszy laboratoryjnych poruszających się swobodnie

Telemetry EKG stała się niezbędnym narzędziem w ocenie modeli zwierzęcych pod kątem arytmii serca i nagłej śmierci sercowej. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą rejestracji telemetrycznego EKG w celu długoterminowego ambulatoryjnego monitorowania EKG u myszy.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

W tym filmie opisujemy zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu urządzenia telemetrycznego temperatury do modelu mysiego w celu ciągłego pomiaru temperatury ciała.

Chirurgiczne wszczepienie telemetrycznego systemu monitorowania temperatury w modelu mysim: zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu urządzenia telemetrycznego temperatury do pomiaru temperatury ciała myszy

Celem tego protokołu jest ocena ogólnoustrojowego ciśnienia krwi u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą wszczepialnych urządzeń radiotelemetrycznych.

Długoterminowy pomiar ciśnienia krwi u swobodnie poruszających się myszy za pomocą telemetrii

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

Ten manuskrypt opisuje metodę wywoływania stanu padaczkowego poprzez ogólnoustrojowe wstrzykiwanie pilokarpiny oraz monitorowania spontanicznych nawracających napadów u żywych zwierząt za pomocą bezprzewodowego systemu telemetrii wideo i elektroencefalogramu. Protokół ten może być wykorzystany do badania patofizjologicznych mechanizmów przewlekłej padaczki, epileptogenezy i ostrych napadów.

Pilokarpinowy model padaczki skroniowej i monitorowanie EEG z wykorzystaniem systemu radiotelemetrycznego u myszy

Ten artykuł opisuje protokół oceny funkcji poznawczych dla modeli genetycznych choroby Alzheimera przy użyciu systemu IntelliCage, który jest wysokowydajnym zautomatyzowanym systemem monitorowania zachowań z warunkowaniem instrumentalnym.

Zautomatyzowany, długoterminowy test behawioralny funkcji poznawczych w wielu modelach genetycznych choroby Alzheimera z wykorzystaniem IntelliCage

Baroreflex to mechanizm regulacji tętna przez autonomiczny układ nerwowy w odpowiedzi na zmiany ciśnienia krwi. Opisujemy technikę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu nadajników telemetrycznych do ciągłego i jednoczesnego pomiaru elektrokardiogramu i ciśnienia krwi u myszy. Może to określać spontaniczną wrażliwość baroodruchową, ważny marker prognostyczny chorób sercowo-naczyniowych.

Implantacja połączonych telemetrycznych przetworników EKG i ciśnienia krwi w celu określenia spontanicznej wrażliwości barorefleksu u przytomnych myszy

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dla półautomatycznego podejścia do analizy mysich danych z długoterminowej elektrokardiografii (EKG) dla podstawowych parametrów EKG i częstych zaburzeń rytmu serca. Dane są uzyskiwane przez wszczepialne nadajniki telemetryczne u żywych i przytomnych myszy i analizowane za pomocą Ponemah i jego modułów analitycznych.

Analiza długoterminowych zapisów elektrokardiograficznych w celu wykrycia arytmii u myszy

Elektrokardiogram (EKG) jest kluczową zmienną do zrozumienia elektrofizjologii serca. Ćwiczenia fizyczne mają korzystne działanie, ale mogą być również szkodliwe w kontekście chorób układu krążenia. Manuskrypt ten przedstawia metodę rejestrowania EKG w czasie rzeczywistym podczas ćwiczeń, która może służyć do zbadania jego wpływu na elektrofizjologię serca u myszy.

Monitorowanie elektrokardiogramu w czasie rzeczywistym podczas treningu na bieżni u myszy

Jednoczesny zapis aktywności autonomicznej i szczegółowego zachowania matki myszy od ciąży do laktacji został osiągnięty za pomocą systemu telemetrycznego. Metoda ta pomaga zrozumieć dynamikę cech fizjologicznych i behawioralnych u matek od ciąży do odsadzenia.

Analiza elektrokardiogramów i zachowania myszy od ciąży do okresu laktacji

Naucz się techniki implantacji nadajników telemetrycznych u myszy laboratoryjnych. Metoda umożliwia ciągły pomiar temperatury ciała, aktywności ruchowej oraz parametrów EKG w warunkach swobodnego przemieszczania się zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych dostarczających danych o EKG, tętnie, temperaturze głębokiej ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych (Wideo) | JoVE Journal

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Przeglądaj więcej filmów