Name: Rozciąganie krótkich sekwencji DNA za pomocą osiowej pęsety optycznej o stałej sile (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 48 s
Description: Poznaj technikę rozciągania krótkich cząsteczek DNA za pomocą osiowej pęsety optycznej o stałej sile. Metoda umożliwia badanie właściwości mechanicznych DNA i kinetyki wiązania białek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy dr. Yih-Fan Chen za pomoc przy osiowych pęsetach optycznych oraz za udostępnienie części danych z rozciągania do niniejszego artykułu. Praca ta była finansowana z grantu NSF PHY-0957293 oraz grantu FOCUS PHY-0114336.

1. Konfiguracja pęsety
<ol>
	<li>Wiązka z lasera 1064 nm jest dzielona na dwie wiązki o ortogonalnej polaryzacji. Jedna z nich służy do manipulowania biomolekułą, natomiast druga jest wykorzystywana do celów kalibracyjnych (patrz Rys. 2).</li>
	<li>Intensywność wiązki manipulacyjnej jest sterowana przez akustyczno-optyczny deflektor (AOD), natomiast pozycja i ogniskowanie każdej z wiązek są niezależnie kontrolowane odpowiednio przez lustra kierujące wiązką oraz teleskopy optyczne.</li>
	<li>Wiązki są następnie ponownie łączone za pomocą kolejnego polaryzacyjnego dzielnika wiązki i dodatkowo kondycjonowane przez końcowy zestaw optyki teleskopowej, aby lekko przepełnić tylną aperturę obiektywu mikroskopu. Przepełnienie rzędu 50% dla wiązki kalibracyjnej prowadzi do powstania ciasnej pułapki optycznej, natomiast nieco mniejszy współczynnik dla wiązki manipulacyjnej, około 20%, zapewnia płytszą ogniskowość, co przekłada się na większy obszar roboczy potencjału liniowego. Wiązki są ściśle ogniskowane przez obiektyw mikroskopu PlanApo 60x/1.4 z imersją olejową na komórkę z próbką.</li>
	<li>Układ pęsety jest połączony z własnoręcznie zbudowanym mikroskopem w jasnym polu, który zapewnia oświetlenie z lampy halogenowej ogniskowanej na komorze z próbką przez kondensator. Obraz w jasnym polu jest oddzielony od światła laserowego za pomocą lustra dichroicznego, a następnie obrazowany na dwóch kamerach CCD. Jedna kamera CCD służy jako główny środek pozyskiwania danych i jest wyzwalana programowo w celu uzyskania precyzyjnych częstotliwości próbkowania, natomiast druga kamera CCD służy do obrazowania pojedynczej, unieruchomionej referencyjnej mikrosfery, której pozycja służy jako system sterowania z sprzężeniem zwrotnym w celu kompensacji dryfu mikroskopu.</li>
	<li>Próbka jest wstępnie pozycjonowana względem obiektywu za pomocą stolika XY, a następnie może być precyzyjnie ustawiana przez wbudowany trójwymiarowy stolik piezoelektryczny.</li>
	<li>Rozproszone w przód i transmitowane światło laserowe jest zbierane przez kondensator jasnego pola i ogniskowane na fotodetektorze. Powstały sygnał jest przepuszczany przez filtr antyaliasingowy o częstotliwości 100 kHz, wzmacniany i rejestrowany z częstotliwością 200 kHz przy użyciu karty DAQ.</li>
</ol>
2. Kalibracja pozornej wielkości koralika w funkcji pozycji osiowej
<ol>
	<li>Napełnić komorę z próbką9 dyspersyjnym roztworem mikrosfer polistyrenowych o średnicy 800 nm rozcieńczonych w soli fizjologicznej buforowanej fosforanem. Pozostawić na 10-15 minut, a następnie delikatnie przepłukać buforem, aby usunąć nadmiar mikrosfer.</li>
	<li>Zlokalizować mikrosferę przypadkowo przyklejoną do szkiełka nakrywki i dostosować wysokość komory z próbką tak, aby mikrosfera znajdowała się około 1 μm poniżej ogniska w celu uzyskania obrazu nieostrogo.</li>
	<li>Aby zmierzyć pozorny rozmiar obrazu, należy najpierw znaleźć środek mikrosfery, korzystając z funkcji geometrycznego dopasowywania wzorców w programie LabView.</li>
	<li>Następnie wygenerować radialny profil intensywności mikrosfery poprzez uśrednienie wartości w zakresie 360° wokół środka każdego przekroju. Profil radialny, który odpowiada białemu pierścieniowi na każdym z obrazów w jasnym polu, można dopasować do funkcji kwadratowej w celu znalezienia szczytu jasności. Odległość między tym szczytem a środkiem może służyć jako miara pozornego rozmiaru kuleczki.</li>
	<li>Używając skalibrowanego stolika piezoelektrycznego, stopniowo zwiększać pozycję osiową mikrosfery i rejestrować obraz w każdej pozycji osiowej za pomocą kamery CCD.</li>
	<li>Powtarzać analizę obrazu dla każdego kolejnego zdjęcia, aby skorelować pozorny rozmiar mikrosfery z jej położeniem osiowym (patrz Rys. 3). Rozdzielczość osiowa uzyskana tą metodą wynosi około 1,4 nm7.</li>
</ol>
3. Mapowanie potencjału optycznego wiązki manipulacyjnej
<ol>
	<li>Zacznij od kolinearnego wyrównania wiązki manipulacyjnej i wiązki kalibracyjnej. Wiązka kalibracyjna powinna mieć moc około 50 mW w tylnej aperturze obiektywu, podczas gdy wiązka manipulacyjna powinna być znacznie słabsza, na przykład 10 mW.</li>
	<li>Przy wyłączonej wiązce manipulacyjnej uwięź wolną mikrosferę w znacznie sztywniejszej pułapce wiązki kalibracyjnej.</li>
	<li>Następnie włącz wiązkę manipulacyjną. Ponieważ wiązka manipulacyjna jest znacznie słabsza od wiązki kalibracyjnej, pozycja osiowa mikrosfery zostanie lekko zaburzona. Wynikową zmianę pozycji osiowej można zmierzyć na podstawie obrazów w jasnym polu z rozostrzeń, zgodnie z wcześniejszym opisem.</li>
	<li>Wyłącz wiązkę manipulacyjną i, gdy mikrosfera wciąż znajduje się w pułapce wiązki kalibracyjnej, przesuń ognisko osiowe wiązki kalibracyjnej, regulując soczewkę teleskopową. Włącz wiązkę manipulacyjną, zmierz następujące przemieszczenie mikrosfery i powtórz procedurę.</li>
	<li>Przemieszczenia ΔX można nanieść na wykres w zależności od osiowej pozycji ogniska wiązki kalibracyjnej. Pozycja osiowa odpowiadająca największemu przemieszczeniu mikrosfery wyznacza środek liniowego obszaru pułapki optycznej (patrz Ryc. 4).</li>
	<li>Ostatnim krokiem w celu uzyskania siły optycznej wiązki manipulacyjnej jako funkcji pozycji osiowej jest dokładny pomiar sztywności wiązki kalibracyjnej. Aby to osiągnąć, przesuń mikrosferę uwięzioną przez wiązkę kalibracyjną na wysokość około mikrometra nad powierzchnię, regulując soczewkę teleskopową przy wyłączonej wiązce manipulacyjnej.</li>
	<li>Zarejestruj termiczny ruch osiowy mikrosfery, mierząc intensywność światła przechodzącego za pomocą fotodetektora.</li>
	<li>Autokorelację sygnału można dopasować do funkcji pojedynczego wykładniczego zaniku, aby wyznaczyć stałą czasową fluktuacji, .τz</li>
	<li>Współczynnik tarcia hydrodynamicznego ζ mikrosfery można skorygować o bliskość mikrosfery do powierzchni5,10. Sztywność pułapki kalibracyjnej jest wówczas określona wzorem κz = ζ / τz (patrz Materiały uzupełniające A i B).</li>
	<li>Znajomość sztywności pułapki kalibracyjnej pozwala przeliczyć wcześniej zmierzone przemieszczenia osiowe na siłę ƒz =κz ΔX. Całkowanie tej krzywej pozwala uzyskać mapowanie przestrzenne osiowego potencjału optycznego wiązki manipulacyjnej (patrz Ryc. 4).</li>
</ol>
4. Rozciąganie próbki DNA
<ol>
	<li>Zamocuj komorę9 zawierającą przytwierdzone do powierzchni cząsteczki DNA (&lt; 1 kbp) i, obserwując obraz w jasnym polu, ustaw ogniskową wiązki manipulacyjnej nieco powyżej nierozciągniętych mikrosfer poprzez regulację teleskopu. Następnie dostosuj pozycję stolika, aż do momentu uwięzienia jednej z mikrosfer.</li>
	<li>Wstępnie ustaw mikrosferę w centrum płaszczyzny XY pułapki optycznej. Wygeneruj w programie LabView serię fal prostokątnych i prześlij je do AOD, aby wielokrotnie włączać i wyłączać wiązkę lasera. Starannie kontroluj intensywność lasera oraz czas trwania stanu włączenia, aby zapobiec nagrzewaniu się komory z próbką. Zazwyczaj stosuje się moc lasera około 2 mW (mierzoną w tylnej aperturze obiektywu) i przesyła impulsy o czasie trwania 200 ms (włączony) i 500 ms (wyłączony). Amplituda fali prostokątnej przesyłanej do AOD powinna wynosić około 0,5 V.</li>
	<li>Obserwuj mikrosferę podczas wielokrotnego włączania i wyłączania pułapki i sprawdź, czy laser wywołuje jakiś preferowany kierunek ruchu mikrosfery. Podczas iteracyjnego dostrajania pozycji mikrosfery w kierunkach X i Y poprzez sterowanie stolikiem piezoelektrycznym, ruchy losowe mikrosfery powinny stać się izotropowe w płaszczyźnie XY, choć wyraźnie ograniczone w czasie działania lasera.</li>
	<li>Następnie ustaw kuleczkę w kierunku Z. Ponownie przesyłaj impulsy wiązki lasera, mierząc tym razem jednocześnie w czasie rzeczywistym przemieszczenie osiowe mikrosfer.</li>
	<li>Po dokładnym ustawieniu w kierunku Z konieczne jest sprawdzenie, czy pułapka nadal znajduje się w centrum płaszczyzny XY. Jeśli ustawienie XY uległo zmianie, należy powtórzyć kalibrację zarówno w osiach XY, jak i Z, aż mikrosfera zostanie odpowiednio wycentrowana wzdłuż wszystkich trzech osi.</li>
	<li>Aby rozciągnąć DNA, zwiększaj intensywność lasera, przesyłając sygnał napięcia do AOD od 0 V do 0,5 V w krokach co 0,025 V. W każdym kroku zarejestruj 400 klatek przy 100 fps i uśrednij je, aby uzyskać przemieszczenie osiowe.</li>
	<li>Można teraz wykreślić krzywe siły od wydłużenia i dopasować je do zmodyfikowanego modelu WLC11 (patrz Materiały uzupełniające B).</li>
</ol>
5. Reprezentatywne wyniki:
Przedstawiamy krzywe zależność rozciągnięcia od siły dla dwóch sekwencji DNA: sekwencji o długości 1298 bp oraz 247 bp, przy czym ta druga jest najkrótszą sekwencją, którą udało nam się rozciągać w sposób powtarzalny. W przypadku krótkich odcinków DNA konwencjonalny model łańcucha przypominającego robaka (Worm-Like Chain – WLC) nie wyjaśnia w pełni zależności między siłą a rozciągnięciem, ponieważ w tych skalach długości należy uwzględnić efekty skończonego rozmiaru oraz rozciągnięcie przy zerowej sile wynikające z ograniczeń brzegowych. Pomiary rozciągnięcia w funkcji siły muszą zatem zostać dopasowane przy użyciu zmodyfikowanego modelu WLC, w którym parametrami dopasowania są efektywna długość persystencji oraz rozciągnięcie przy zerowej sile, co zostało opisane szerzej w materiałach uzupełniających. Dla dużych długości konturowych dsDNA efektywna długość persystencji jest po prostu nominalną długością persystencji (˜50 nm), a rozciągnięciem przy zerowej sile można zaniedbać. Jednak w miarę skracania się długości konturowej efektywna długość persystencji spada znacznie poniżej 50 nm, a DNA, nawet przy zerowej sile, wykazuje znaczne rozciągnięcie.
Dane oraz odpowiadające im dopasowania krzywych siła-rozciąganie dla obu sekwencji przedstawiono na Ryc. 5. Na podstawie zmodyfikowanych dopasowań modelu WLC określono efektywne długości uporczywości, które wyniosły 35 nm dla DNA o długości 1298 bp oraz 25 nm dla DNA o długości 247 bp. W celach ilustracyjnych przedstawiono pojedyncze pomiary krzywych siła-rozciąganie dla każdej sekwencji. W praktyce pomiary te należy powtórzyć wielokrotnie, aby uzyskać wyniki średnie wraz z błędami standardowymi. Należy również zauważyć, że po uzyskaniu każdej krzywej niezbędne jest upewnienie się, że mikrosfera pozostaje uwięziona i prawidłowo ustawiona w obszarze liniowym; w przeciwnym razie mikrosferę należy ponownie ustawić zgodnie z opisem w protokole.
<img alt="Schemat pęsety optycznej porównujący konwencjonalne i osiowe metody manipulacji cząsteczkami." src="/files/ftp_upload/3405/3405fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1 Zasada działania osiowej pęsety optycznej. (Po lewej) Konwencjonalna pęseta optyczna chwyta cząsteczkę w pobliżu ogniska. Następnie kuleczka jest przesuwana bokiem względem szkiełka podstawowego w celu wywarcia napięcia. (Po prawej) W osiowej pęsety optycznej mikrosfera jest chwytana z dala od ogniska, w liniowym obszarze potencjału optycznego. W tej konfiguracji polimer jest utrzymywany pod stałym napięciem dla zakresu rozciągnięć. Ponadto zwiększenie natężenia lasera przesuwa mikrosferę w kierunku osiowym.
<img alt="Schemat układu optycznego z laserem Nd:YVO4, soczewkami dichroicznymi, fotodetektorem, CCD; badanie absorpcji." src="/files/ftp_upload/3405/3405fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2 Schematyczny przedstawienie osiowych pęset optycznych. Światło laserowe (1064nm Nd:YvO4) jest dzielone na dwie wiązki poprzez przejście przez polaryzacyjny dzielnik wiązki (PBS). Wiązka manipulacyjna przechodzi przez akustyczno-optyczny deflektor (AOD), a wiązkę kalibracyjną można regulować niezależnie za pomocą soczewek teleskopowych. Dwie wiązki są następnie ponownie łączone przy użyciu drugiego PBS i ogniskowane na próbce przez obiektyw o wysokiej aperturze numerycznej (N.A.). Jednocześnie oświetlenie w polu jasnym, służące do śledzenia mikrosfery, przechodzi przez próbkę, jest filtrowane z podczerwieni (IR), a następnie obrazowane przez dwie kamery CCD, z których jedna wykonuje pomiary, a druga stanowi część systemu sterowania sprzężeniem zwrotnym.
<img alt="Wykres rozmiaru obrazu z defokusem w funkcji pozycji osiowej; układ mikroskopowy do analizy sygnału wyjściowego." src="/files/ftp_upload/3405/3405fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3 Kalibracja pozycji osiowej. Aby skalibrować pozycję osiową, wykonujemy obrazy z defokusem kuleczki przytwierdzonej do szkiełka nakrywkowego komory przy różnych pozycjach osiowych stolika. Rozmiar mikrosfery wyznacza odległość między jej środkiem a pozycją szczytowej intensywności jasnego pierścienia powstałego wokół obrazu mikrosfery. Wstawka przedstawia radialny rozkład intensywności, z którego wynika rozmiar kuleczki.
<img alt="Schemat manipulacji optycznej: konfiguracja wiązki kalibracyjnej, wykres siła-przemieszczenie, liniowy potencjał optyczny." src="/files/ftp_upload/3405/3405fig4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4 Zasada mapowania potencjału optycznego. Aby wyznaczyć siłę optyczną wiązki manipulacyjnej, mierzy się przemieszczenie wzdłuż osi, jakie wywołuje ona w mikrosferze uwięzionej w znacznie silniejszej wiązce kalibracyjnej. Wyznacza się środek obszaru liniowego, w którym przemieszczenie to jest maksymalne. Krzywą zależności siły optycznej od pozycji osiowej można zintegrować, aby wyznaczyć potencjał optyczny.
<img alt="Wykres siły i wydłużenia, dopasowanie krzywej pomiarów mechanicznych, pokazujące eksperymentalne punkty danych." src="/files/ftp_upload/3405/3405fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5 Krzywa siły i wydłużenia. Przedstawiono dane dla losowego segmentu dsDNA o długości 1298 bp oraz 247 bp (wstawka), rozciągniętego za pomocą osiowych pęset optycznych. Punkty danych dopasowano do zmodyfikowanego modelu WLC zgodnie z równaniem 3 (linie ciągłe), co pozwoliło uzyskać efektywne długości persistencji wynoszące odpowiednio 34 nm dla fragmentu 1298 bp i 25 nm dla fragmentu 247 bp.

<ol><li>Halford, S. E., Welsh, A. J., Szczelkun, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzyme-mediated+DNA+looping%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Biophys.+Biomol.+Struct%22%5BJournal%5D)">Enzyme-mediated DNA looping.</a> Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 33, 1-24 (2004).</li>
<li>Allemand, J. F., Cocco, S., Douarche, N., Lia, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loops+in+DNA%3A+an+overview+of+experimental+and+theoretical+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Phys.+J.+E.+Soft.+Matter%22%5BJournal%5D)">Loops in DNA: an overview of experimental and theoretical approaches.</a> Eur. Phys. J. E. Soft. Matter. 19, 293-302 (2006).</li>
<li>Kaplan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+DNA-encoded+nucleosome+organization+of+a+eukaryotic+genome%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The DNA-encoded nucleosome organization of a eukaryotic genome.</a> Nature. 458, 362-366 (2009).</li>
<li>Garcia, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+Consequences+of+Tightly+Bent+DNA%3A+The+Other+Life+of+a+Macromolecular+Celebrity%5BTitle%5D)+AND+%22Biopolymers%22%5BJournal%5D)">Biological Consequences of Tightly Bent DNA: The Other Life of a Macromolecular Celebrity.</a> Biopolymers. 85, 115-130 (2006).</li>
<li>Neuman, K. C., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Sci.+Instrum%22%5BJournal%5D)">Optical trapping.</a> Rev. Sci. Instrum. 75, 2787-2809 (2004).</li>
<li>Moffitt, J. R., Chemla, Y. R., Smith, S. B., Bustamante, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+optical+tweezers%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Recent advances in optical tweezers.</a> Annu. Rev. Biochem. 77, 205-228 (2008).</li>
<li>Chen, Y. F., Blab, G. A., Meiners, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stretching+submicron+biomolecules+with+constant-force+axial+optical+tweezers%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Stretching submicron biomolecules with constant-force axial optical tweezers.</a> Biophys. J. 96, 4701-4708 (2009).</li>
<li>Chen, Y. F., Wilson, D. P., Raghunathan, K., Meiners, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entropic+boundary+effects+on+the+elasticity+of+short+DNA+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+E%22%5BJournal%5D)">Entropic boundary effects on the elasticity of short DNA molecules.</a> Phys. Rev. E. 80, 020903-020903 (2009).</li>
<li>Tethered Particle Microscopy (TPM) Protocol. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Meiners+Lab%22">Meiners Lab</a>. , University of Michigan. (2011).</li>
<li>Brenner, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+slow+motion+of+a+sphere+through+a+viscous+fluid+towards+a+plane+surface%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Eng.+Sci%22%5BJournal%5D)">The slow motion of a sphere through a viscous fluid towards a plane surface.</a> Chem. Eng. Sci. 16, 242-251 (1961).</li>
<li>Marko, J. F., Siggia, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stretching+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Stretching DNA.</a> Macromolecules. 28, 8759-8770 (1995).</li>
<li>Greenleaf, W. J., Block, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule%2C+motion-based+DNA+sequencing+using+RNA+polymerase%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Single-molecule, motion-based DNA sequencing using RNA polymerase.</a> Science. 313, 801-801 (2006).</li>
<li>Chen, Y. F., Milstein, J. N., Meiners, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein-mediated+DNA+loop+formation+and+breakdown+in+a+fluctuating+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Protein-mediated DNA loop formation and breakdown in a fluctuating environment.</a> Phys. Rev. Lett. 104, 258103-258103 (2010).</li>
<li>Chen, Y. F., Milstein, J. N., Meiners, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtonewton+entropic+forces+can+control+the+formation+of+protein-mediated+DNA+loops%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Femtonewton entropic forces can control the formation of protein-mediated DNA loops.</a> Phys. Rev. Lett. 104, 048301-048301 (2010).</li>
<li>Raghunathan, K., Milstein, J. N., Juliar, B., Blaty, J., Meiners, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequence+Dependent+Effects+on+the+Elasticity+of+Short+DNA+Molecules%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Sequence Dependent Effects on the Elasticity of Short DNA Molecules.</a> , Forthcoming (2011).</li>
</ol>

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Konwencjonalne pęsety optyczne opierają się na analogowym lub sterowanym komputerowo sprzężeniu zwrotnym w celu przyłożenia stałej siły do obiektu refrakcyjnego. Systemy aktywnego sprzężenia zwrotnego mają trudności z działaniem w warunkach, w których występują gwałtowne zmiany wydłużenia próbki, na przykład w wyniku wiązania białka z DNA lub szybkiego przesuwania się motoru molekularnego wzdłuż filamentu. Ostatnio opracowano różne pasywne metody przyłożenia stałych sił. Jedna z nich, wykorzystana do rozdzielenia kroków ...

<table><tbody><tr><td>Odczynniki/Sprzęt</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze </td></tr><tr><td>laser Nd:YVO4</td><td>Spectra Physics</td><td>T40-Z-106C</td><td></td></tr><tr><td>Deflektor akustyczno-optyczny</td><td>IntraAction</td><td>DTD-274HA6</td><td></td></tr><tr><td>Obiektyw mikroskopu</td><td>Olympus</td><td>PlanApo</td><td>60X, NA 1,4</td></tr><tr><td>Stolik piezoelektryczny</td><td>Mad City Labs</td><td>Nano-LP100</td><td>stół XYZ</td></tr><tr><td>kamera CCD</td><td>PixeLink</td><td>PL-A741</td><td></td></tr><tr><td>Fotodetektor</td><td>Technologia elektrooptyczna</td><td>ET-3020</td><td></td></tr><tr><td>Kuleczki polistyrenowe</td><td>Spherotech</td><td>SVP-08-10</td><td>800 nm, powlekane streptawidyną</td></tr><tr><td>przeciwciało anty-digoksygeninowe</td><td>Roche</td><td>11333089001</td><td>Z owcy</td></tr><tr><td>Startery</td><td>operon MWG</td><td>Oligonukleotydy na zamówienie</td><td>Jeden starter: biotyna Inny: digoksigenina </td></tr><tr><td>Odczynniki do PCR</td><td>New England Biolabs</td><td>polimeraza Taq, dNTP</td><td></td></tr><tr><td>Kryształy szkiełce podstawowej</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inne odczynniki chemiczne do buforu</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;tytuł_jove&quot;&gt;Materiały uzupełniające&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;krok_jove&quot;&gt;A. Hydrodynamiczny współczynnik tarcia C&amp;#8211;wydajny&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.&quot;&gt;Do wyznaczenia tarcia hydrodynamicznego c&amp;#8211;Współczynnika mikrosfery w pobliżu powierzchni można użyć następującego rozwinięcia&lt;sup&gt;5,10&lt;/sup&gt;: &lt;img src=&quot;/files/ftp_upload/3405/3405eq1.jpg&quot; tekst alternatywny=&quot;Równanie 1&quot;/&gt;&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę dostarczyć tekst źródłowy do tłumaczenia.&quot;&gt;gdzie wprowadzono następujące skróty: &lt;img src=&quot;/files/ftp_upload/3405/3405eq2.jpg&quot; tekst alternatywny=&quot;Równanie 2&quot;/&gt;&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę dostarczyć treść źródłową do przetłumaczenia.&quot;&gt;Tarcie c&amp;#8211;Współczynnik jest definiowany w odniesieniu do lepkości cieczy &amp;#951; oraz promień mikrosfery, przy czym środek mikrosfery znajduje się w odległości &amp;#951; powyżej powierzchni. Suma zbiega w stopniu zadowalającym przy rozwinięciu do około dziesięciu wyrazów.&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;krok JoVE&quot;&gt;B. Wpływ pozycji osiowej na kalibrację sztywności&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę podać tekst źródłowy z treścią JoVE, którą należy przetłumaczyć. Gdy tylko go otrzymam, przygotuję profesjonalne tłumaczenie na język polski zgodnie z Twoimi wytycznymi dotyczącymi rejestru akademickiego, terminologii naukowej i precyzji protokołów laboratoryjnych.&quot;&gt;Kalibracja sztywności pułapki wiąże się z kompromisem między dokładnością kalibracji, która wzrasta wraz ze zwiększeniem odległości od powierzchni, a rzeczywistą pozycją osiową, w której pułapka jest wykorzystywana eksperymentalnie. Generalnie kalibrację pułapki przeprowadza się w odległości około 800–1000 nm od powierzchni, co stanowi wartość większą niż w rzeczywistych warunkach eksperymentalnych.&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;krok_jove&quot;&gt;C. Zmodyfikowany model łańcucha przypominającego robaka (WLC)&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia. Oczekuję na treść z JoVE, którą mam przełożyć na język polski zgodnie z Twoimi wytycznymi.&quot;&gt;Krzywe siła-rozciągnięcie można dopasować do zmodyfikowanego modelu WLC, który uwzględnia efekty wykluczania objętościowego przy zerowej sile optycznej, w następujący sposób: &lt;img src=&quot;/files/ftp_upload/3405/3405eq3.jpg&quot; tekst alternatywny=&quot;Równanie 3&quot;/&gt;&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;Proszę przesłać tekst źródłowy do przetłumaczenia. Jako profesjonalny tłumacz treści naukowych i edukacyjnych JoVE, jestem gotowy do przygotowania wiernego i naturalnego przekładu na język polski, zgodnie z wytycznymi dotyczącymi rejestru akademickiego oraz precyzji terminologicznej.&quot;&gt;gdzie &lt;em&gt;F&lt;sub&gt;optymalizacja&lt;/sub&gt;&lt;/em&gt; siłą optyczną, &lt;em&gt;Proszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.&lt;sub&gt;o&lt;/sub&gt;&lt;/em&gt; jest parametrem dopasowania dla rozciągnięcia przy zerowej sile,&lt;em&gt;Proszę podać tekst źródłowy do przetłumaczenia.&lt;sub&gt;optymalizacja&lt;/sub&gt;&lt;/em&gt; czy rozciąganie odbywa się pod wpływem siły, &lt;em&gt;l&lt;/em&gt; jest długością konturową DNA, a l*&lt;sub&gt;p&lt;/sub&gt; jest drugim parametrem dopasowania dla &quot;skuteczny&quot; długość persystencyjna &lt;em&gt;F&lt;sub&gt;wlc&lt;/sub&gt;&lt;/em&gt; jest określony przez standardowy model WLC&lt;sup&gt;11&lt;/sup&gt; &lt;img src=&quot;/files/ftp_upload/3405/3405eq4.jpg&quot; tekst alternatywny=&quot;Równanie 4&quot;/&gt; gdzie &lt;em&gt;&amp;#949;&lt;/em&gt; jest relatywną elongacją DNA.&lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

rozciąganie krótkich sekwencji dna za pomocą osiowych pęset optycznych o stałej sile

Stretching Short Sequences of DNA with Constant Force Axial Optical Tweezers

Techniki pojedynczych cząsteczek służące do rozciągania DNA o długości konturowej mniejszej niż kilobaza wiążą się z licznymi trudnościami eksperymentalnymi. Jednak wiele interesujących zjawisk biologicznych, takich jak wiązanie histonów czy zapętlanie DNA pośredniczone przez białka1,2, zachodzi w tej skali długości. W ostatnich latach wykazano, że właściwości mechaniczne DNA odgrywają istotną rolę w fundamentalnych procesach komórkowych, takich jak upakowanie DNA w kompaktowe nukleosomy i włókna chromatyny3,4. Oczywiste jest zatem, że zrozumienie właściwości mechanicznych krótkich fragmentów DNA jest niezwykle ważne. W niniejszej pracy przedstawiamy praktyczny przewodnik po opracowanej przez nas technice optycznej pęsety pojedynczych cząsteczek, służącej do badania zachowania mechanicznego DNA o długościach konturowych wynoszących zaledwie kilka setek par zasad.
Główną przeszkodą w rozciąganiu krótkich fragmentów DNA jest fakt, że konwencjonalne pęsety optyczne są zazwyczaj zaprojektowane tak, aby przykładać siłę w kierunku bocznym względem stolika5,6, (patrz Ryc. 1). W takiej geometrii kąt między kuleczką a szkiełkiem podstawowym, do którego przywiązane jest DNA, staje się bardzo stromy dla DNA o długości poniżej mikrona. Należy teraz uwzględnić pozycję osiową, co może stanowić wyzwanie, a ponieważ rozciąganie przybliża mikrosferę do szkiełka podstawowego, nasilają się efekty steryczne. Ponadto, w wyniku asymetrii mikrosfer, rozciąganie boczne będzie generować zmienne poziomy momentu obrotowego ze względu na rotację mikrosfery w pułapce optycznej, ponieważ kierunek siły reakcji zmienia się podczas rozciągania.
Alternatywne metody rozciągania submikronowego DNA napotykają własne, specyficzne przeszkody. Na przykład pułapka optyczna z dwoma wiązkami jest ograniczona do rozciągania DNA o długości około jednej długości fali, przy której efekty interferencji między dwiema pułapkami oraz rozpraszanie światła między mikrosferami zaczynają stanowić istotny problem. Zastąpienie jednej z pułapek mikropipetą najprawdopodobniej wiązałoby się z podobnymi trudnościami. Choć można by bezpośrednio wykorzystać potencjał osiowy do rozciągnięcia DNA, konieczne byłoby zastosowanie aktywnego układu sprzężenia zwrotnego w celu przyłożenia stałej siły, a pasmo przenoszenia takiego układu byłoby dość ograniczone, zwłaszcza przy niskich siłach.
Omijamy te fundamentalne problemy, bezpośrednio odciągając DNA od szkiełka podstawowego za pomocą osiowych pęset optycznych o stałej sile7,8. Osiąga się to poprzez uwięzienie kuleczki w liniowym obszarze potencjału optycznego, gdzie siła optyczna jest stała, a jej wartość można regulować poprzez dostosowanie mocy lasera. Pułapkowanie w obszarze liniowym służy również jako całkowicie optyczny zacisk siły (force-clamp) działający na DNA, który rozciąga się na blisko 350 nm w kierunku osiowym. Jednocześnie kompensujemy dryf termiczny i mechaniczny poprzez precyzyjne regulowanie pozycji stolika w taki sposób, aby mikrosfera referencyjna przyklejona do szkiełka podstawowego pozostawała w tej samej pozycji i ostrości, co pozwala na praktycznie nieograniczony czas obserwacji.

Ilustrujemy zastosowanie osiowych pęset optycznych o stałej sile do badania właściwości mechanicznych krótkich cząsteczek DNA. Poprzez rozciąganie DNA wzdłuż osi minimalizujemy zawady steryczne oraz artefakty występujące w konwencjonalnej manipulacji bocznej, co pozwala nam badać cząsteczki DNA o długości nawet ~100 nm.

Rozciąganie krótkich sekwencji DNA za pomocą osiowych pęset optycznych o stałej sile

Techniki pojedynczych cząsteczek służące do rozciągania DNA o długości konturowej mniejszej niż kilobaza są obarczone trudnościami eksperymentalnymi. Jednakże wiele...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest manipulowanie krótkimi cząsteczkami DNA o długości 100 nanometrów przy użyciu stałych, dobrze skalibrowanych sił optycznych. Osiąga się to poprzez przywiązanie jednego końca DNA do szkiełka podstawowego, a drugiego do polistyrenowej mikrosfery. Następnie przeprowadza się wyrównanie i kalibrację pęsety optycznej.Następnie DNA jest odciągane od powierzchni poprzez kombinację sił gradientu i sił rozproszonych działających na mikrosferę. Na koniec DNA zostaje rozciągnięte poprzez uwięzienie kuleczki w liniowym obszarze potencjału. Protokół ten był wykorzystywany do badania właściwości mechanicznych DNA oraz kinetyki wiązania białek do DNA, a ponadto okazał się pomocny w wyjaśnianiu znaczenia warunków brzegowych dla elastyczności krótkich konstruktów DNA.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą napotykają trudności, ponieważy wyrównanie i kalibracja optycznych pęset o stałej sile są procesami trudnymi i złożonymi. Pęsety optyczne wykorzystują wiązkę z lasera o długości fali 1064 nanometr, która jest dzielona na dwie wiązki o ortogonalnej polaryzacji. Jedna z nich służy do manipulowania biomolekułą, a druga do celów kalibracyjnych.Intensywność wiązki manipulacyjnej jest kontrolowana przez akustyczno-optyczny (AO) deflektor lub OD. Następnie wiązki są ponownie łączone za pomocą innego polaryzacyjnego rozdzielacza wiązki. Wiązki są silnie ogniskowane na komorze z próbką przez obiektyw mikroskopu imersyjnego plan APO 60 x 1,4 w oleju. Ten układ pęsety optycznej jest połączony z własnoręcznie zbudowanym mikroskopem w polu jasnym, który zapewnia oświetlenie z lampy halogenowej ogniskowanej na komorze z próbką przez kondensor.Obraz w jasnym polu jest oddzielany od światła laserowego za pomocą lustra dichroicznego, a następnie obrazowany na dwóch kamerach CCD. Jedna kamera CCD służy jako główny instrument do pozyskiwania danych i jest wyzwalana programowo w celu zapewnienia precyzyjnych częstotliwości próbkowania. Druga kamera CCD jest wykorzystywana do obrazowania pojedynczej, unieruchomionej mikrosfery referencyjnej, której pozycja służy jako system sprzężenia zwrotnego do kompensacji dryftu mikroskopu.Próbkę wstępnie pozycjonuje się względem obiektywu za pomocą stolika XY, a następnie można ją precyzyjnie ustawić za pomocą wbudowanego trójwymiarowego stolika piezoelektrycznego. Rozproszone do przodu oraz przechodzące światło laserowe jest zbierane przez kondensator w jasnym polu i ogniskowane na fotodetektorze w celu kalibracji rozmiaru kulek; należy napełnić komorę próbkową roztworem rozproszonych mikrosfer polistyrenowych o średnicy 800 nanometrów rozcieńczonym w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami. Pozostawić na 10 do 15 minut, a następnie delikatnie przepłukać buforem.Aby usunąć nadmiar mikrosfer, należy zlokalizować mikrosferę przypadkowo przyklejoną do szkiełka nakrywki i regulować wysokość komory z próbką, aż mikrosfera znajdzie się około jednego mikrometra poniżej płaszczyzny ostrości. Aby wygenerować obraz nieostrość służący do pomiaru pozornej wielkości obrazu za pomocą programu LabVIEW, należy najpierw znaleźć środek mikrosfery, korzystając z funkcji dopasowywania wzorców geometrycznych. Następnie należy wygenerować radialny profil intensywności mikrosfery poprzez uśrednienie wartości w zakresie 360 stopni.W okolicy centrum każdego przekroju dopasowano profil radialny, który odpowiada białemu pierścieniowi na każdym z obrazów w jasnym polu, przy użyciu funkcji kwadratowej. Aby wyznaczyć szczyt jasności, odległość między tym szczytem a centrum można wykorzystać jako miarę pozornej wielkości kuleczki. Używając skalibrowanego stolika piezoelektrycznego, stopniowo zwiększaj pozycję osiową mikrosfery i wykonuj obraz w każdej pozycji osiowej za pomocą kamery CCD. Powtórz analizę obrazu dla każdego kolejnego zdjęcia, aby skorelować pozorną wielkość mikrosfery z jej położeniem osiowym.Rozdzielczość osiowa uzyskana tą metodą wynosi około 1,4 nanometra. Aby zmapować potencjał optyczny wiązki manipulacyjnej, należy rozpocząć od kolimacji i wyrównania wiązki manipulacyjnej z wiązką kalibracyjną przy wyłączonej wiązce manipulacyjnej. Następnie należy uwięzić wolną mikrosferę w znacznie sztywniejszej pułapce wiązki kalibracyjnej. Teraz należy włączyć wiązkę manipulacyjną.Ponieważ jest on znacznie słabszy od wiązki kalibracyjnej, pozycja osiowa mikrosfery ulegnie niewielkiemu zaburzeniu. Wynikową zmianę pozycji osiowej można zmierzyć na podstawie obrazów w jasnym polu z defokusem, zgodnie z wcześniejszym opisem. Przesuń ostrzenie osiowe i powtórz czynność, a następnie nanieś przemieszczenie delta X w funkcji pozycji osiowej ogniska wiązki kalibracyjnej.Pozycja osiowa odpowiadająca największemu przemieszczeniu mikrosfery wyznacza środek obszaru liniowego pułapki optycznej. W celu rozciągnięcia próbki DNA zamocuj komorę zawierającą cząsteczki DNA przytwierdzone do powierzchni, a następnie, obserwując obraz w jasnym polu, ustaw ostrość wiązki manipulacyjnej nieco powyżej nierozciągniętych mikrosfer za pomocą teleskopu, a następnie koryguj położenie stolika, aż do momentu uwięzienia jednej z mikrosfer. Wstępnie ustaw mikrosferę w centrum płaszczyzny XY pułapki optycznej, wygeneruj w programie LabVIEW serię fal prostokątnych i prześlij je do AOD, aby cyklicznie włączać i wyłączać wiązkę laserową.Obserwuj mikrosferę podczas wielokrotnego włączania i wyłączania pułapki. Zwróć uwagę, czy laser indukuje jakiś preferowany kierunek ruchu mikrosfery podczas iteracyjnego dostrajania jej pozycji w kierunkach X i y. Dzięki sterowaniu stolikiem piezoelektrycznym ruchy chaotyczne mikrosfery powinny stać się izotropowe w płaszczyźnie XY, choć będą wyraźnie ograniczone w czasie działania lasera.Następnie ustaw koralik w kierunku osi Z. Ponownie włączaj i wyłączaj wiązkę lasera impulsowo, tym razem jednocześnie mierząc przemieszczenie osiowe mikrosfer w czasie rzeczywistym.Ustaw scenę w obrębie obszaru liniowego, który jest punktem, w którym przemieszczenie w osi Z jest największe podczas rozciągania rampy DNA, oraz ustaw intensywność lasera, wysyłając sygnał napięcia do A OD od 0 V do 0,5 V w krokach co 0,025 V. Nagraj 400 klatek przy 100 klatkach na sekundę i wyciągnij z nich średnią, aby uzyskać przemieszczenie osiowe. Na koniec wykreśl krzywe rozciągania siły i dopasuj je do zmodyfikowanego modelu łańcucha przypominającego robaka (worm-like chain model).Przedstawiono tutaj krzywe rozciągania dla sekwencji NA 2D o długościach 1, 298 par zasad oraz 247 par zasad dla krótkich fragmentów DNA. Konwencjonalny model łańcucha przypominającego robaka (WLC) nie wyjaśnia w pełni zależności między siłą a rozciągnięciem, ponieważ w tych skalach długości należy uwzględnić efekty skończonego rozmiaru oraz rozciągnięcie przy zerowej sile wynikające z ograniczeń brzegowych. Pomiary rozciągania pod wpływem siły muszą zatem zostać dopasowane przy użyciu zmodyfikowanego modelu WLC, w którym parametrami dopasowania są efektywna długość persystencji oraz rozciągnięcie przy zerowej sile, opisane szczegółowo w materiałach uzupełniających.Dla dużych długości konturowych D-S-D-N-A efektywna długość persystencji jest po prostu nominalną długością persystencji wynoszącą około 50 nanometrów, a rozciągnięcie przy zerowej sile można pominąć w zmodyfikowanych dopasowaniach modelu WLC. Efektywne długości persystencji wynoszą 35 nanometrów dla DNA o długości 298 par zasad oraz 25 nanometrów dla DNA o długości 247 par zasad po jego opracowaniu. Metoda ta utorowała drogę do szeregu nanomechanicznych pomiarów DNA oraz kompleksów DNA-białko, w tym do badania kinetyki tworzenia i rozpadu pętli DNA pośredniczonych przez białka regulacyjne.

stretching-short-sequences-dna-with-constant-force-axial-optical

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Rozciąganie krótkich sekwencji DNA z użyciem stałej siły przy pomocy osiowych szczypiec optycznych

Opisujemy metodę obserwacji replikacji pojedynczych cząsteczek DNA w czasie rzeczywistym, pośredniczonej przez białka systemu replikacyjnego bakteriofaga.

Bezpośrednia obserwacja enzymów replikujących DNA z wykorzystaniem testu rozciągania pojedynczej cząsteczki DNA

W niniejszym artykule opisujemy zastosowanie pęset magnetycznych do badania wpływu siły na proteolizę enzymatyczną na poziomie pojedynczej cząsteczki w sposób wysoce równoległy.

Multipleksowe pomiary proteolizy pojedynczych cząsteczek siłowych przy użyciu pęset magnetycznych

Tutaj opisujemy oprzyrządowanie i metody wykrywania pojedynczych fluorescencyjnie znakowanych cząsteczek białka oddziałujących z pojedynczą cząsteczką DNA zawieszoną pomiędzy dwiema optycznie uwięzionymi mikrosferami.

Połączenie manipulacji pojedynczymi cząsteczkami i obrazowania w celu badania interakcji białko-DNA

Pęseta magnetyczna, potężna technika manipulacji pojedynczymi cząsteczkami, może być dostosowana do bezpośrednich pomiarów skrętu (przy użyciu konfiguracji zwanej pęsetą magnetyczną swobodnie orbitującą) i momentu obrotowego (przy użyciu konfiguracji określanej jako pęseta magnetyczna) w makrocząsteczkach biologicznych. Podano wytyczne dotyczące wykonywania takich pomiarów, w tym zastosowania do badania DNA i związanych z nim włókien nukleotywo-białkowych.

Pęseta magnetyczna do pomiaru skrętu i momentu obrotowego

Pęsety optyczne były używane do badania fałdowania RNA poprzez rozciąganie pojedynczych cząsteczek od ich końców 5' i 3'. Tutaj opisano typowe procedury syntezy cząsteczek RNA do pęsety, kalibracji instrumentu i metod manipulowania pojedynczymi cząsteczkami.

Nanomanipulacja pojedynczymi cząsteczkami RNA za pomocą pęsety optycznej

Ten protokół demonstruje prosty, solidny i wysokoprzepustowy test rozciągania przepływu pojedynczej cząsteczki do badania jednowymiarowej (1D) dyfuzji cząsteczek wzdłuż DNA.

Prosta, solidna i wysokowydajna implementacja testu rozciągania przepływu pojedynczej cząsteczki do badania transportu cząsteczek wzdłuż DNA

Zgłoszono platformę jednocząsteczkowych pęsety magnetycznej do manipulowania G-quadruplexami, która pozwala na badanie stabilności i regulacji G4 przez różne białka.

Manipulacja pojedynczymi cząsteczkami G-kwadrupleksów za pomocą pęsety magnetycznej

Wizualna, jednocząsteczkowa biochemia badana za pomocą komór mikroprzepływowych jest znacznie ułatwiona dzięki szklanemu cylindrowi, gazoszczelnym strzykawkom, stabilnym połączeniom rurek z komórkami przepływowymi i eliminacji pęcherzyków poprzez umieszczenie zaworów przełączających między strzykawkami a rurkami. Protokół opisuje podwójne pułapki optyczne, które umożliwiają wizualizację transakcji DNA i oddziaływań międzycząsteczkowych.

Zastosowanie podwójnej pęsety optycznej i mikrofluidyki do badań pojedynczych cząsteczek

Tutaj opisujemy szybki zestaw pęsety magnetycznej, który wykonuje nanomechaniczne pomiary na wrażliwych na siłę biomolekułach z maksymalną szybkością 1,2 kHz. Wprowadzamy jego zastosowanie do spinek do włosów DNA i kompleksów SNARE jako układów modelowych, ale będzie on miał również zastosowanie do innych cząsteczek biorących udział w zdarzeniach mechanobiologicznych.

Pęseta magnetyczna o dużej prędkości do pomiarów nanomechanicznych na elementach wrażliwych na siłę

Protokół ten demonstruje wykonanie testu pojedyncząłego w celu wizualizacji na żywo rozwijania DNA za pomocą helikazy CMG. Opisuje (1) przygotowanie substratu DNA, (2) oczyszczanie fluorescencyjnie znakowanej helikazy Drosophila melanogaster CMG, (3) przygotowanie komórki przepływowej mikrofluidycznej do mikroskopii całkowitej fluorescencji odbicia wewnętrznego (TIRF) oraz (4) test odwijania DNA pojedyncząłą.

Wizualizacja rozwijania DNA w czasie rzeczywistym pojedyncząłą cząsteczką przez helikazę CMG

Ten protokół demonstruje użycie pęsety magnetycznej do badania interakcji między telomerowymi białkami wiążącymi DNA (Telomer Repeat-binding Factor 1 [TRF1] i TRF2) a długimi telomerami ekstrahowanymi z komórek ludzkich. Opisano w nim etapy przygotowawcze do telomerów i telomerowych czynników wiążących powtórzenia, wykonywanie eksperymentów na pojedynczych cząsteczkach oraz metody gromadzenia i analizy danych.

Analiza telomerowych oddziaływań białko-DNA za pomocą jednocząsteczkowej pęsety magnetycznej

Poznaj technikę rozciągania krótkich cząsteczek DNA za pomocą osiowej pęsety optycznej o stałej sile. Metoda umożliwia badanie właściwości mechanicznych DNA i kinetyki wiązania białek.

Rozciąganie krótkich sekwencji DNA za pomocą osiowych pęset optycznych o stałej sile

Przeglądaj więcej filmów