Name: Zakłócenie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI przy użyciu przezczaszkowego zogniskowanego ultrasonografu w modelu szczurzym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę zakłócania bariery krew-mózg przy użyciu przezczaszkowego zogniskowanego ultrasonografu z mikrobaniek w modelu szczurzym. Technika ta umożliwia ukierunkowane dostarczanie leków do mózgu pod kontrolą MRI.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Shawnie Rideout-Gros i Alexandrze Garces za pomoc w opiece nad zwierzętami oraz Ping Wu za wsparcie techniczne. Wsparcie dla niniejszej pracy zapewniły National Institutes of Health w ramach grantu nr EB003268 oraz program Canada Research Chairs Program.

1. Konfiguracja USG i MRI
W badaniu tym wykorzystano kompatybilny z MRI trójosiowy system skupionego ultradźwięków (FUS Instruments, Inc., Toronto, Ontario, Kanada). Zastosowano dwa różne przetworniki ultradźwiękowe: skonstruowany wewnętrznie przetwornik sferycznie skupiony o częstotliwości 551,5 kHz (promień krzywizny = 60 mm, średnica zewnętrzna = 75 mm, średnica wewnętrzna = 20 mm) oraz macierz 8-sektorową o częstotliwości 1,503 MHz z zintegrowanym hydrofonem PZT (Imasonic Inc., Voray-sur-L'Orgnon, Francja), sterowaną jako pojedynczy element przetwornika sferycznie skupionego (FN = 0,8, apertura = 10 cm). Do rejestracji emisji akustycznych podczas korzystania z przetwornika 551,5 kHz użyto kompatybilnego z MRI odbiornika PVDF8. W przypadku zastosowania innego sprzętu sugeruje się następujące rozwiązania:
<ol>
	<li>Wybierz odpowiedni, skalibrowany przetwornik ultradźwiękowy o częstotliwości centralnej w zakresie 0,25 MHz - 1,5 MHz i aperturze f-number (promień krzywizny/apertura) równej 1 lub mniejszej.</li>
	<li>Umieść kąpiel wodną wypełnioną ciepłą, odgazowaną wodą dejonizowaną na stole urządzenia MRI o natężeniu pola 1,5 T lub 3 T. Kąpiel wodna powinna posiadać płytę górną, na której można umieścić zwierzęta. Zamontuj przetwornik ultradźwiękowy w zbiorniku na kompatybilnej z MRI trójosiowej platformie lub systemie pozycjonującym9, skierowany w stronę powierzchni wody.</li>
	<li>Poprowadź kabel przetwornika do urządzenia sterującego ultradźwiękami poprzez panel przepustowy.</li>
	<li>Wygeneruj sygnał sterujący przetwornikiem za pomocą generatora funkcji i wzmacniacza mocy. Użyj zewnętrznego obwodu dopasowującego, aby zminimalizować odbitą moc elektryczną.</li>
	<li>Znając ogniskową przetwornika, ustaw ognisko przetwornika na powierzchni wody i poddaj powierzchnię wody sonikacji, aby wytworzyć widoczny fontannowy strumień wody. Kroki 1.6 i 1.7 opisują sposób rejestracji ogniska za pomocą wytworzonego strumienia wody. Bardziej precyzyjną metodę lokalizacji ogniska, polegającą na sonikacji żelu pochłaniającego ciepło i obrazowaniu wynikającego z tego wzrostu temperatury w ognisku za pomocą MRI, można znaleźć w9.</li>
	<li>Oznacz miejsce ogniska za pomocą markera, który będzie widoczny na obrazach MR. Można to zrobić za pomocą płyty z otworem centralnym, który wypełni się wodą po umieszczeniu nad ogniskiem. Wypełniony wodą otwór będzie widoczny w MRI i dostarczy współrzędnych ogniska w dwóch płaszczyznach, natomiast współrzędną w kierunku osiowym przetwornika można określić na podstawie powierzchni wody.</li>
	<li>Używając sekwencji lokalizacyjnej w trzech płaszczyznach, obrazuj marker ogniska i zarejestruj położenie ogniska w układzie współrzędnych MRI.</li>
	<li>Aby monitorować emisje akustyczne, zamontuj w kąpieli wodnej skierowany na ognisko przetwornika hydrofon kompatybilny z MR8, który służy jako pasywny detektor kawitacji (PCD), lub użyj przetwornika z zintegrowanym hydrofonem.</li>
	<li>Poprowadź kable PCD do karty oscyloskopowej, która jest wystarczająco szybka, aby rejestrować serie sygnałów o czasie trwania do 10 ms przy PRF do 2 Hz (np. ATS460, AlazarTech, Pointe-Claire, Quebec, Canada). Kable muszą być uziemione do panelu przepustowego lub ekranu RF w celu zminimalizowania szumów.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Znieczul zwierzęta za pomocą gazu izofluranowego. Ponieważ izofluran wpływa na rozszczelnienie bariery krew-mózg (BBB)10, zwierzęta należy odłączyć od gazu na 10 minut przed rozpoczęciem eksperymentu. Na początku znieczulenia nanieś maść lubrykującą do oczu do każdego oka, aby chronić rogówkę przed wysuszeniem lub innymi urazami.</li>
	<li>Za pomocą golarki elektrycznej ogol sierść z górnej części głowy i szyi zwierzęcia, następnie usuń pozostałą sierść za pomocą kremu do depilacji (np. Nair, Church &amp; Dwight Co., Princeton, NJ, USA) i opłucz skórę głowy łagodnym mydłem i wodą.</li>
	<li>Przygotuj ogon, stosując środek do mycia skóry Betadine, a następnie przemyj go roztworem Bridine. Przeprowadź końcowe przetarcie alkoholem, aby uwidocznić żyłę ogonową.</li>
	<li>Wprowadź do żyły ogonowej cewnik 22 G z trójdrożnym kurkiem i przepłucz go mieszaniną heparyny z solą fizjologiczną (33 U/mL), aby zapobiec tworzeniu się skrzepów w cewniku.</li>
	<li>Podaj znieczulenia do wstrzykiwań (40-50 mg/kg ketaminy, 10 mg/kg ksylazyny) drogą domięśniową i odłącz zwierzę od izofluranu.</li>
	<li>Umieść znieczulone zwierzę w pozycji na plecach w systemie pozycjonującym do USG, tak aby górna część głowy stykała się z kąpielą wodną przez otwór w górnej płycie (Ryc. 1). Na górną część głowy zwierzęcia można nanieść niewielką ilość żelu do USG, aby zminimalizować ryzyko powstania pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Przymocuj nogi do systemu pozycjonującego taśmą. Głowę można utrzymać w miejscu za pomocą listwy do gryzienia, jeśli jest dostępna, lub taśmy mocno przyklejonej w poprzek brody.</li>
	<li>Przykryj zwierzę ręcznikiem i kocem z krążącą wodą, aby utrzymać jego ciepłotę ciała.</li>
</ol>
3. Wybór celu
<ol>
	<li> Należy wykonać bazowe osiowe obrazy MR mózgu w obrazowaniu T2-zależnym oraz T1-zależnym. W przypadku użycia aparatu MRI 1,5 T i dedykowanej cewki powierzchniowej odbiorczej RF o rozmiarze dopasowanym do głowy, odpowiednie parametry skanowania mogą obejmować: 
	 
	obrazowanie T2-zależne: FSE, TE = 60 ms, TR = 2000 ms 
	obrazowanie T1-zależne: FSE, TE = 10 ms, TR = 500 ms </li>
	<li>Należy wybrać cel na skanach T2-zależnych, unikając komór mózgowia oraz linii środkowej mózgu i wybierając głębokość w obrębie środkowej części mózgu.</li>
	<li>Należy przesunąć ognisko przetwornika do lokalizacji celu.</li>
</ol>
4. Przygotowanie mikropęcherzyków
Mikropęcherzyki Definity (Lantheus Medical Imaging, MA, USA) są stosowane przez kilka grup badawczych w celu wywołania BBBD za pomocą FUS wspomaganego mikropęcherzykami2,5,7. Odpowiednie dawki dla innych rodzajów mikropęcherzyków można znaleźć w literaturze11,12.
<ol>
	<li>Aktywować mikropęcherzyki Definity i powoli nabrać niewielką objętość do strzykawki 1 mL za pomocą igły o rozmiarze 18G.</li>
	<li>Usunąć pęcherzyki powietrza ze strzykawki, delikatnie przesuwając tłok w przód i w tył. Nie opukiwać strzykawki, ponieważ może to doprowadzić do rozpadu pęcherzyków.</li>
	<li>Rozcieńczyć Definity w soli fizjologicznej w stosunku 10:1 (sól fizjologiczna do Definity), powoli wstrzykując wymaganą objętość preparatu Definity do strzykawki z solą fizjologiczną. W przypadku podawania w formie infuzji, Definity można dodatkowo rozcieńczyć do 50:1 lub 100:1.</li>
	<li>Delikatnie odwracać strzykawkę, aby dokładnie wymieszać Definity z solą fizjologiczną, aż do uzyskania jednorodnego wyglądu. Delikatne odwrócenie strzykawki bezpośrednio przed wstrzyknięciem może być również konieczne, jeśli pęcherzyki zaczęły wypływać z zawiesiny.</li>
	<li>Obliczyć wymaganą objętość dawki w oparciu o 0,02 mL/kg Definity lub 0,2 mL/kg roztworu (przy rozcieńczeniu 10:1).</li>
</ol>
5. Podawanie ultradźwięków
<ol>
	<li>Ustaw parametry sonikacji, stosując serie impulsów o niskim cyklu pracy, a nie sonikację falą ciągłą. Odpowiednie parametry sonikacji przy 0.5 MHz to ciśnienie in situ 0.23 MPa, impulsy 10 ms przy PRF 1 Hz oraz całkowity czas sonikacji 2 min. Przy 1.5 MHz odpowiednie ciśnienia in situ wynoszą około 0.45-0.5 MPa.</li>
</ol>
Odpowiednie ciśnienia przy różnych częstotliwościach można oszacować, przyjmując indeks mechaniczny wynoszący 0,46 13.
<ol start="2">
	<li>Sprawdzić, czy głowa zwierzęcia jest nadal sprzężona z wodą.</li>
	<li>Powoli wstrzyknąć mikropęcherzyki do cewnika w żyle ogonowej i przepłukać 0.5 mL soli fizjologicznej. Sonikację rozpocząć jednocześnie z początkiem wstrzykiwania.</li>
</ol>
6. Ocena efektów leczenia w badaniu MRI
<ol>
	<li>Po sonikacji wstrzyknij do cewnika w żyle ogonowej środek kontrastowy do MRI (np. 0,2 ml/kg Omniscan, GE Healthcare), a następnie przepłucz go 0,5 mL soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wykonaj obrazowanie T1-zależne aż do momentu przejścia szczytu kontrastowego. Miejsca sonikacji, które zostały pomyślnie rozszczelnione, wykażą silniejsze wzmocnienie niż tkanka otaczająca.</li>
	<li>Wykonaj obrazowanie T2-zależne w celu sprawdzenia obecności obrzęku. Wysoki sygnał w miejscach sonikacji świadczy o wystąpieniu obrzęku.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
Kontrastowe środki do MRI mogą być skutecznie dostarczane przez BBB przy użyciu skupionej wiązki ultradźwięków i krążących mikropęcherzyków. Rysunek 2 przedstawia typowe obrazy T1-w przed i po FUS. Rysunek 2B przedstawia obraz T1-w z wzmocnieniem kontrastowym (CE), z wyraźnymi ogniskowymi otwarciami w czterech miejscach sonikacji. Miejsca sonikacji 1 i 2 wykazują szczególnie jasne wzmocnienie. Na Rys. 3 widać również, że miejsca 1 i 2 odpowiadają wysokiemu sygnałowi T2-w, co wskazuje na obrzęk.
Zakres obrzęku w obrazach T2-w można czasem łatwiej zwizualizować na przekrojach strzałkowych. Rycina 4 przedstawia strzałkowe przekroje CE-T1-w oraz T2-w przez miejsca sonikacji 1 i 3. Obrzęk jest widoczny w miejscu 1, ale nie w miejscu 3.
Analiza spektralna zarejestrowanych danych emisji akustycznej (Rys.5) może wykazać emisje harmoniczne i/lub emisje sub- i ultraharmoniczne w przypadku występowania kawitacji stabilnej. Harmoniczne mogą wynikać również z nieliniowości tkanek, podczas gdy emisje sub- i ultraharmoniczne mogą pojawić się wyłącznie w wyniku aktywności pęcherzyków14. Przy wyższych ciśnieniach można również wykryć emisje szerokopasmowe wskazujące na kawitację inercyjną. Wiąże się je jednak z większą ilością ekstrawasacji erytrocytów i mikrourazów niż w przypadku sonikacji bez kawitacji inercyjnej11.
Stosowanie wyższych częstotliwości sonikacji prowadzi do bardziej zlokalizowanych otwarć dzięki mniejszej wielkości plamki ogniskowej. Rysunek 6 pokazuje, że wyższe częstotliwości mogą być wykorzystane do tworzenia mniejszych obszarów otwarcia. Pozwala to na badanie efektów w środkowym mózgu przy mniejszej liczbie efektów w pobliżu czaszki.
<img alt="Schemat ogniskowania ultradźwięków z wykorzystaniem MRI, myszy, przetwornika, generatora funkcji i pozycjonera 3-osiowego." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1."> 
Rycina 1. Układ eksperymentalny.
<img alt="Skany MRI mózgu, T1-zależne, przed i po FUS, pokazujące zmiany kontrastu, wykres intensywności obrazu." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2."> 
Rycina 2. Obrazy T1-zależne mózgu szczura przed (lewo) i po (prawo) leczeniu, wykazujące wzmocnienie sygnału w czterech miejscach sonikacji.
<img alt="Porównanie obrazów MRI mózgu w sekwencji T2, przed i po FUS, wykazujące zmianę intensywności, analiza obrazowania medycznego." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3."> 
Rysunek 3. Obrazy T2-w mózgu szczura przed (lewo) i po (prawo) leczeniu (ten sam osobnik co na Rys. 2), wykazujące obrzęk w obrazowaniu T2-w w miejscach sonikacji 1 i 2.
<img alt="Obrazy MRI po FUS; sekwencje CE-T1w i T2w wskazują odpowiedź tkankową, przegląd diagnostyczny." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 4."> 
Rycina 4. Obrazy w płaszczyźnie strzałkowej T1-w (lewo) i T2-w (prawo) po leczeniu, wykonane z tego samego mózgu szczura co na ryc. 2 i 3. Otwarcie w lokalizacji 1 (lewo) koreluje z obrzękiem w obrazie T2-w (prawo). Lokalizacja 3 wykazuje otwarcie (lewo), ale brak obrzęku w obrazie T2-w.
<img alt="Widmo częstotliwości sygnału, wykazujące piki przy 0,5f₀, f₀, 1,5f₀ i 2f₀ na wykresie w MHz." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 5."> 
Rycina 5. Widmo częstotliwości z danych zarejestrowanych podczas pojedynczego impulsu o czasie 10 ms przy 551,5 kHz. Widoczna jest częstotliwość podstawowa (f0) oraz harmoniczne (2f0) i subharmoniczne/ultraharmoniczne (0,5 f0, 1,5f0).
<img alt="Obrazy MRI, CE-T1w po FUS, 1,503 MHz, obrazowanie mózgu, pokazujące kierunkowy przepływ, badanie medyczne." src="/files/ftp_upload/3555/3555fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 6."> 
Rycina 6. Obrazy osiowe (lewo) i strzałkowe (prawo) CE-T1-w po leczeniu, wykonane z mózgu szczura poddanego sonikacji w czterech miejscach przy częstotliwości 1,503 MHz. Widać, że otwarcia BBB przy tej częstotliwości są bardziej zlokalizowane.

<ol><li>Kinoshita, M., McDannold, N., Jolesz, F. A., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+localized+delivery+of+Herceptin+to+the+mouse+brain+by+MRI-guided+focused+ultrasound-induced+blood-brain+barrier+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Noninvasive localized delivery of Herceptin to the mouse brain by MRI-guided focused ultrasound-induced blood-brain barrier disruption.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 11719-11723 (2006).</li>
<li>Jordão, J. F., Ayala-Grosso, C. A., Markham, K., Huang, Y., Chopra, R., McLaurin, J., Hynynen, K., Aubert, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibodies+targeted+to+the+brain+with+image-guided+focused+ultrasound+reduces+amyloid-beta+plaque+load+in+the+TgCRND8+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Antibodies targeted to the brain with image-guided focused ultrasound reduces amyloid-beta plaque load in the TgCRND8 mouse model of Alzheimer's disease.</a> PLoS One. 5 (5), e10549-e10549 (2010).</li>
<li>Liu, H. -L., Hua, M. -Y., Chen, P. -Y., Chu, P. -C., Pan, C. -H., Yang, H. -W., Huang, C. -Y., Wang, J. -J., Yen, T. -C., Wei, K. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+with+focused+ultrasound+enhances+delivery+of+chemotherapeutic+drugs+for+glioblastoma+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption with focused ultrasound enhances delivery of chemotherapeutic drugs for glioblastoma treatment.</a> Radiology. 255, 415-425 (2010).</li>
<li>Hynynen, K., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+MR+imaging-guided+focal+opening+of+the+blood-brain+barrier+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits.</a> Radiology. 220, 640-646 (2001).</li>
<li>Choi, J. J., Wang, S., Tung, Y. -S., Morrison, B., Konofagou, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecules+of+various+pharmacologically-relevant+sizes+can+cross+the+ultrasound-induced+blood-brain+barrier+opening+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecules of various pharmacologically-relevant sizes can cross the ultrasound-induced blood-brain barrier opening in vivo.</a> Ultrasound Med. Biol. 36, 58-67 (2010).</li>
<li>Pardridge, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+blood-brain+barrier%3A+bottleneck+in+brain+drug+development%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroRx%22%5BJournal%5D)">The blood-brain barrier: bottleneck in brain drug development.</a> NeuroRx. 2, 3-14 (2005).</li>
<li>Bing, K. F., Howles, G. P., Qi, Y., Palmeri, M. L., Nightingale, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+%28BBB%29+disruption+using+a+diagnostic+ultrasound+scanner+and+Definity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier (BBB) disruption using a diagnostic ultrasound scanner and Definity in mice.</a> Ultrasound Med. Biol. 35, 1298-1308 (2009).</li>
<li>O'Reilly, M. A., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+PVDF+receiver+for+ultrasound+monitoring+of+transcranial+focused+ultrasound+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">A PVDF receiver for ultrasound monitoring of transcranial focused ultrasound therapy.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 57, 2286-2294 (2010).</li>
<li>Chopra, R., Curiel, L., Staruch, R., Morrison, L., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+MRI-compatible+system+for+focused+ultrasound+experiments+in+small+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Phys%22%5BJournal%5D)">An MRI-compatible system for focused ultrasound experiments in small animal models.</a> Med. Phys. 36, 1867-1874 (2009).</li>
<li>McDannold, N., Zhang, Y., Vykhodtseva, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-Brain+Barrier+Disruption+and+Vascular+Damage+Induced+by+Ultrasound+Bursts+Combined+with+Microbubbles+can+be+Influenced+by+Choice+of+Anesthesia+Protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-Brain Barrier Disruption and Vascular Damage Induced by Ultrasound Bursts Combined with Microbubbles can be Influenced by Choice of Anesthesia Protocol.</a> Ultrasound Med. Biol. , (2011).</li>
<li>McDannold, N., Vykhodtseva, N., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+disruption+of+the+blood-brain+barrier+with+focused+ultrasound%3A+association+with+cavitation+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Targeted disruption of the blood-brain barrier with focused ultrasound: association with cavitation activity.</a> Phys. Med. Biol. 51, 793-807 (2006).</li>
<li>Yang, F. -Y., Liu, S. -H., Ho, F. -M., Chang, C. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+ultrasound+contrast+agent+dose+on+the+duration+of+focused-ultrasound-induced+blood-brain+barrier+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Acoust.+Soc.+Am%22%5BJournal%5D)">Effect of ultrasound contrast agent dose on the duration of focused-ultrasound-induced blood-brain barrier disruption.</a> J. Acoust. Soc. Am. 126, 3344-3349 (2009).</li>
<li>McDannold, N., Vykhodtseva, N., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+induced+by+focused+ultrasound+and+circulating+preformed+microbubbles+appears+to+be+characterized+by+the+mechanical+index%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption induced by focused ultrasound and circulating preformed microbubbles appears to be characterized by the mechanical index.</a> Ultrasound Med. Biol. 34, 834-840 (2008).</li>
<li>Neppiras, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acoustic+Cavitation%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+Reports+%28Review+Section+of+Physics+Letters%29%22%5BJournal%5D)">Acoustic Cavitation.</a> Physics Reports (Review Section of Physics Letters). 61, 159-251 (1980).</li>
<li>O'Reilly, M. A., Huang, Y., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+standing+wave+effects+on+transcranial+focused+ultrasound+disruption+of+the+blood-brain+barrier+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">The impact of standing wave effects on transcranial focused ultrasound disruption of the blood-brain barrier in a rat model.</a> Phys. Med. Biol. 55, 5251-5267 (2010).</li>
</ol>

K. Hynynen i R. Chopra są współzałożycielami firmy FUS Instruments, Inc. R. Chopra, A. Waspe i K. Hynynen są udziałowcami firmy FUS Instruments, Inc. K. Hynynen otrzymuje wsparcie badawcze od firmy FUS instruments, Inc.

Przygotowanie zwierząt i mikropęcherzyków to najistotniejsze aspekty tej procedury. Sierść z głowy zwierzęcia musi zostać całkowicie usunięta, aby uniknąć tłumienia wiązki ultradźwiękowej. Bariera krew-mózg (BBB) może być rozszczelniana w znieczuleniu izofluranem, jednak w takim przypadku trudniej jest uzyskać spójne otwarcie.
Z mikropęcherzykami należy zawsze obchodzić się ostrożnie; podczas ich pobierania należy używać igieł o małym rozmiarze (gauge) i dużej średnicy, aby uniknąć ich rozbic...

<table><tbody><tr><td>System do ukierunkowanego ultradźwięków dla małych zwierząt</td><td>FUS Instruments, Inc.</td><td>RK-100</td><td></td></tr><tr><td>Definity</td><td>Lantheus Medical Imaging</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Omniscan</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą mri z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

MRI-guided Disruption of the Blood-brain Barrier using Transcranial Focused Ultrasound in a Rat Model

Rozszczelnienie bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionej wiązki ultradźwięków (FUS) jest coraz częściej badaną techniką obchodzenia BBB1-5. BBB stanowi istotną przeszkodę w farmakologicznym leczeniu schorzeń mózgu, ponieważ ogranicza przenikanie cząsteczek z naczyń krwionośnych do tkanki mózgowej do cząsteczek o masie mniejszej niż około 500 Da6. Indukowane przez FUS rozszczelnienie BBB (BBBD) jest tymczasowe i odwracalne4 oraz posiada przewagę nad chemicznymi metodami indukcji BBBD dzięki wysokiej lokalizacji działania. BBBD indukowane przez FUS umożliwia badanie wpływu szerokiego zakresu środków terapeutycznych na mózg, których w przeciwnym razie nie udałoby się dostarczyć do tkanki w wystarczającym stężeniu. Choć wiele parametrów ultradźwięków okazało się skutecznych w rozszczelnianiu BBB2,5,7, w procedurze eksperymentalnej istnieje kilka krytycznych etapów zapewniających skuteczne rozszczelnienie przy precyzyjnym celowaniu. Niniejszy protokół opisuje sposób realizacji BBBD indukowanego przez FUS pod kontrolą MRI w modelu szczura, ze szczególnym uwzględnieniem krytycznych etapów przygotowania zwierzęcia oraz obchodzenia się z mikropęcherzykami w trakcie eksperymentu.

Wywoływanie przerwania bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionego ultradźwięku z wykorzystaniem mikropęcherzyków jest obiecującą techniką nieinwazyjnego, celowanego dostarczania leków do mózgu1-3. Niniejszy protokół opisuje procedurę eksperymentalną dla transkranialnego przerwania BBB pod kontrolą MRI w modelu szczura.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

Rozszczelnianie bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionej ultradźwięków (FUS) jest coraz częściej badaną techniką służącą do omijania BBB1-5. BBB jest...

Ogólnym celem tej procedury jest miejscowe przerwanie bariery krew-mózg, co umożliwia przedostanie się do tkanki cząsteczek, które normalnie są ograniczone do naczyń krwionośnych mózgu. Osiąga się to poprzez przygotowanie zwierzęcia i ułożenie go w pozycji grzbietowej na łaźni wodnej nad przetwornikiem ultradźwięków skupionych oraz trójosiowym systemem pozycjonowania przetwornika. Drugim krokiem procedury jest wykonanie obrazów MRI w celu dostarczenia systemu pozycjonowania informacji niezbędnych do celowania.Trzecim krokiem procedury jest przygotowanie i wstrzyknięcie roztworu mikropęcherzyków. Ostatnim etapem procedury jest ustawienie parametrów ultradźwięków i ich podanie. W rezultacie można uzyskać wyniki wykazujące przepuszczalność bariery krew-mózg w miejscach poddanych sonikacji za pomocą obrazowania MRI w obrazach T1 wzmocnionych kontrastem.Implikacje tej techniki rozciągają się na terapię schorzeń mózgu i ośrodkowego układu nerwowego, ponieważ ta lokalna i powtarzalna przerwa w barierze krew-mózg umożliwia badanie interwencji farmakologicznych w stanach, które wcześniej wykazywały słabą odpowiedź na terapię lekową. Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą będą napotykać trudności, ponieważ manipulowanie pęcherzykami i ich wstrzykiwanie wymagają cierpliwości i ostrożności, aby uniknąć ich pęknięcia przed dotarciem do celu. Przygotowanie zwierzęcia zostanie zademonstrowane w dalszej części.Technik z naszego laboratorium wybiera odpowiedni, skalibrowany przetwornik ultradźwiękowy. Następnie w kąpieli wodnej wypełnionej odgazowaną wodą dejonizowaną, wewnątrz skanera MRI o natężeniu pola 1,5 Tesla lub trzech Tesli, montuje przetwornik ultradźwiękowy w zbiorniku na kompatybilnej z MRI trójosiowej platformie lub systemie pozycjonującym, skierowanej w stronę powierzchni wody. Kąpiel wodna powinna posiadać górną płytę do unieruchamiania zwierząt; po znieczuleniu gazem izofluranowym należy zgolić sierść z górnej części głowy i szyi.Następnie należy usunąć pozostałą sierść za pomocą kremu depilacyjnego. Wprowadzić kaniulę o rozmiarze 22 G z trójdrożnym kranikiem do żyły ogonowej i przemyć mieszaniną soli fizjologicznej z heparyną, aby zapobiec tworzeniu się skrzepów w kaniuli. Podać środki znieczulające w formie zastrzyku domięśniowego i wyjąć zwierzę z izofluranu.Na 10 minut przed rozpoczęciem eksperymentu nanieś niewielką ilość żelu ultradźwiękowego na czubek głowy zwierzęcia, aby zminimalizować ryzyko powstania pęcherzyków powietrza. Następnie umieść znieczulone zwierzę w pozycji na plecach w systemie pozycjonowania do badań USG, tak aby czubek głowy stykał się z kąpielą wodną poprzez otwór w górnej płycie.Głowę można unieruchomić, używając listwy do gryzienia, jeśli jest dostępna, lub taśmy mocno przyklejonej w poprzek podbródka. Następnie należy przymocować nogi do systemu pozycjonującego za pomocą taśmy. Przykryj zwierzę ręcznikiem lub kocem, aby utrzymać jego ciepłotę.W trakcie eksperymentu wykonaj bazowe osiowe obrazy MR mózgu ważone T2 oraz ważone T1, stosując odpowiednie parametry skanowania. Wybierz cel na obrazach ważonych T2, unikając komór oraz linii środkowej mózgu i wybierając głębokość na poziomie śródmózgowia.Przesuń punkt ogniskowania przetwornika do miejsca docelowego. Aktywuj mikroprzypływy zgodnie z protokołem producenta i powoli pobierz niewielką objętość do strzykawki o pojemności jednego mililitra. Używając igły o rozmiarze 18 G, usuń uwięzione powietrze ze strzykawki, delikatnie przesuwając tłok w przód i w tył, zamiast stukania w ścianki.Ponieważ czynność ta może doprowadzić do rozpadu mikropęcherzyków, rozcieńcz mikropęcherzyki w soli fizjologicznej w stosunku 10:1 (sól fizjologiczna do mikropęcherzyków), powoli wstrzykując wymaganą objętość mikropęcherzyków do strzykawki z solą fizjologiczną. Delikatnie odwróć strzykawkę, aby dokładnie wymieszać mikropęcherzyki z solą fizjologiczną, aż do uzyskania jednorodnego wyglądu. Oblicz wymaganą objętość dawki w oparciu o 0,02 milliliters per kilogram mikropęcherzyków lub 0,2 milliliters per kilogram roztworu.Przy rozcieńczeniu 10:1. Ustaw parametry sonikacji, stosując krótkie impulsy przy niskim cyklu pracy zamiast sonikacji falą ciągłą. Sprawdź, czy głowa zwierzęcia nadal jest w kontakcie z wodą.Rozpocznij sonikację, jednocześnie powoli wstrzykując mikropęcherzyki do cewnika w ogonowej żyle. Następnie, po zakończeniu sonikacji, przemyj cewnik 0,5 ml soli fizjologicznej. Wstrzyknij środek kontrastowy do MRI przez cewnik w żyle ogonowej, a następnie przemyj go 0,5 ml soli fizjologicznej.Wykonaj obrazowanie T1-zależne do czasu przejścia szczytu kontrastowego. Sonikacja. Miejsca, w których doszło do skutecznej destrukcji, wykażą większe wzmocnienie niż tkanka otaczająca. Wykonaj obrazowanie T2-zależne, aby sprawdzić obecność wysokiego sygnału w miejscach sonikacji, co w tym przypadku wskazuje na obrzęk.Przedstawione są typowe obrazy MR ważone T1 przed i po zabiegu FUST. Obraz ważony T1 z kontrastem wykazuje wyraźne otwory ogniskowe. Widoczne są cztery miejsca sonikacji, z których lokalizacje jeden i dwa wykazują szczególnie jasne wzmocnienie kontrastu.Lokalizacje pierwsza i druga wykazują również wysoką intensywność sygnału w obrazowaniu T2-zależnym po FUS, co wskazuje na obrzęk. Zakres obrzęku w obrazowaniu T2-zależnym można czasami łatwiej zwizualizować na przekrojach strzałkowych; tutaj przedstawiono strzałkowe przekroje T1-zależne i T2-zależne przez obszar sonacji. Przedstawiono lokalizacje pierwszą i trzecią; obrzęk po FUS jest widoczny w lokalizacji pierwszej, ale nie w lokalizacji trzeciej.Analiza widmowa zarejestrowanych danych emisji akustycznej może wykazywać emisje harmoniczne oraz lub emisje sub- i ultraharmoniczne w przypadku występowania stabilnej kawitacji. Dane zarejestrowane podczas pojedynczego impulsu trwającego 10 milisekund przy częstotliwości 551,5 kilohertz wykazują częstotliwość podstawową, jak również harmoniczne oraz zarówno sub-, jak i ultraharmoniczne. Zastosowanie wyższych częstotliwości sonikacji prowadzi do bardziej zlokalizowanych otwarć ze względu na mniejszą wielkość plamki ogniskowej, co pokazano tutaj.Wyższe częstotliwości mogą być wykorzystywane do tworzenia mniejszych obszarów otwarcia, co pozwala na badanie śródmózgowia przy ograniczonym wpływie efektów bliskości czaszki. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że ostrożne obchodzenie się z mikropęcherzykami jest kluczowe dla osiągnięcia dobrych wyników. Po dopracowaniu tej techniki badacze mogą zacząć odpowiadać na inne pytania, takie jak: jaka jest skuteczność dostarczania terapeutyku do konkretnego celu w mózgu?

mri-guided-disruption-blood-brain-barrier-using-transcranial-focused

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Nieinwazyjne otwieranie bariery krew-mózg za pomocą przewodzonego rezonansem magnetycznym ultradźwięku skupiającego się na przepuszczaniu przez czaszkę w modelu szczura

Ten film opisuje metodę tymczasowego zakłócania bariery krew-mózg (BBB) poprzez tworzenie przejściowych otworów za pomocą zogniskowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). Te przejściowe lokalne otwory BBB mogą ostatecznie zostać wykorzystane do dostarczania większych cząsteczek leku bezpośrednio do miąższu mózgu.

Focus Ultrasounds Mikropęcherzykowe otwieranie bariery krew-mózg: technika tworzenia zlokalizowanych przejściowych otworów w barierze krew-mózg myszy za pomocą sonoporacji

Skoncentrowane ultradźwięki z mikropęcherzykami mogą otworzyć barierę krew-mózg punktowo i przejściowo. Technika ta została wykorzystana do dostarczania szerokiej gamy środków przez barierę krew-mózg. Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół miejscowego dostarczania do mózgu gryzonia z lub bez wskazówek MRI.

Podejście laboratoryjne do specyficznego dla lokalizacji otworu bariery krew-mózg przy użyciu zogniskowanych ultradźwięków w modelu szczurzym

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

Celem protokołu jest dostarczenie metody do wytwarzania nieinwazyjnych uszkodzeń neuronów w mózgu. Metoda wykorzystuje skoncentrowane ultradźwięki pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MRgFUS) do otwarcia bariery krew-mózg w sposób przejściowy i ogniskowy, w celu dostarczenia krążącej neurotoksyny do miąższu mózgu.

Ukierunkowane uszkodzenie neuronów w celu nieinwazyjnego odłączenia obwodów mózgowych

Ten protokół określa kroki niezbędne do dostarczenia genu poprzez skoncentrowanie ultradźwięków na otwarciu bariery krew-mózg (BBB), ocenę wynikowej ekspresji genu oraz pomiar aktywności neuromodulacyjnej receptorów chemogenetycznych za pomocą testów histologicznych.

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Ten protokół opisuje procedury chirurgiczne i techniczne, które umożliwiają w czasie rzeczywistym wielofotonowe obrazowanie fluorescencyjne mózgu gryzonia podczas skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzykowych w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg.

Mikroskopia wielofotonowa w czasie rzeczywistym w celu wizualizacji skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzyków w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg

Zakłócenie bariery krew-rdzeń kręgowy (BSCB) można z powodzeniem osiągnąć poprzez dożylne podawanie mikropęcherzyków i zastosowanie ultradźwięków o niskiej intensywności (LIFU). Protokół ten szczegółowo opisuje otwieranie BSCB za pomocą LIFU w modelu gryzoni, w tym konfigurację sprzętu, wstrzykiwanie mikropęcherzyków, lokalizację celu i wizualizację zakłóceń BSCB.

Przerwanie bariery krew-rdzeń kręgowy za pomocą zogniskowanych ultradźwięków o niskiej intensywności w modelu szczurzym

To badanie opisuje połączone obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) i protokół ultradźwięków o niskiej intensywności (FUS), wykorzystujący żywe szczury z cewnikowaniem żyły szyjnej do monitorowania otwarcia bariery krew-mózg (BBB).

Monitorowanie otwarcia bariery krew-mózg u szczurów za pomocą przedklinicznego systemu ultrasonograficznego

W patogenezie przerzutów do kości angiogeneza jest procesem kluczowym, w związku z czym stanowi cel obrazowania i terapii. W niniejszej pracy przedstawiamy szczurzy model miejscowych przerzutów raka piersi do kości oraz opisujemy strategie nieinwazyjnego obrazowania angiogenezy in vivo z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultrasonografii.

Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

Zakłócenie bariery krew-mózg pomaga w dostarczaniu niektórych leków do mózgu. Mannitol podawany dotętniczo obkurcza komórki otaczające naczynia krwionośne w celu fizycznego przerwania bariery.

Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

Poznaj nieinwazyjną metodę zakłócania bariery krew-mózg przy użyciu przezczaszkowego zogniskowanego ultrasonografu z mikrobaniek w modelu szczurzym. Technika ta umożliwia ukierunkowane dostarczanie leków do mózgu pod kontrolą MRI.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

Przeglądaj więcej filmów