Name: Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-06-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Naucz się przygotowywania tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka za pomocą mikrokeratomu mechanicznym. Ta precyzyjna metoda zapewnia cieńsze i symetryczne przeszczepy z minimalną utratą komórek endotelialnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wspierane częściowo przez NIH/NEI EY017885 (RMS).

1. Przygotowanie: technika aseptyczna11
<ol>
 <li>Włączdygawkę z laminarnym przepływem powietrza (LFH).</li>
 <li>Włącz jednostkę sterującą gazem azotowym. Upewnij się, że wąż jest podłączony między jednostką konsoli a butlą z azotem. Otwórz dopływ gazu. Ustawienie gazu na regulatorze butli powinno wynosić 50-60 PSI. Ciśnienie turbiny w jednostce powinno wynosić od 3,3 do 3,4 Bars.</li>
 <li>Naciśnij przycisk Test. Ciśnienie atmosferyczne powinno wynosić około 700, a pompy 1 i 2 powinny wskazywać wartość poniżej 200. Jednostka wyda sygnał dźwiękowy po zakończeniu testu. Załóż maskę z ochroną oczu, jeśli jest wymagana, oraz czepek. Umyj ręce i załóż rękawiczki niesterylne. Umieść sterylne zestawy wewnątrz LFH i otwórz opakowania, aby utworzyć pole sterylne.</li>
 <li>Umieść jeden sterylny kubek do leków i jedną sterylną plastikową miseczkę z jałową gazą obok przygotowanego pola sterylnego. Wlej sterylny alkohol izopropylowy do kubka do leków. Przetrzyj sondę pachymetryczną gazikiem nasączonym alkoholem i umieść sondę końcówką w dół w kubku do leków. Końcówka sondy powinna być moczona w alkoholu izopropylowym przez 10 minut. Po 10-minutowym moczeniu sondy pachymetrycznej opłucz jej końcówkę sterylną wodą z gotowej strzykawki, aby usunąć alkohol, a następnie umieść sondę w plastikowej miseczce.</li>
 <li>Stosując technikę aseptyczną, otwórz i połóż sterylne elementy (skalpel, sterylne rękawiczki oraz komory do oglądania rogówki) na polu sterylnym, chyba że są one już częścią gotowego zestawu.</li>
 <li>Pobierz tkankę rogówki w medium konserwującym i umieść ją wewnątrz LFH (Rysunek 2).</li>
 <li>Otwórz fiolkę(fiolki) i wyrzuć zakrętkę(zakrętki) do odpowiedniego pojemnika na odpady biologiczne. Zdejmij rękawiczki niesterylne.</li>
 <li>Załóż sterylne rękawiczki. Postaw przygotowaną plastikową miseczkę obok pola, na którym znajduje się pachymetr. Podłącz linię infuzyjną do kurka i wyprowadź koniec linii infuzyjnej na zewnątrz dygestorium, zabezpieczając ją w taki sposób, aby zapobiec ponownemu wprowadzeniu linii do wnętrza dygestorium i dotknięciu pola sterylnego.</li>
 <li>Wykonaj przeniesienie tkanki rogówki. Delikatnie wlej tkankę wraz z medium, jednym ruchem, z obecnej fiolki do sterylnej komory do oglądania. Upewnij się, że strona śródbłonowa jest skierowana do góry. Załóż zakrętkę na komorę. Przechowuj komory zawierające tkankę i media na polu sterylnym. Usuń fiolkę(fiolki) z LFH. Zdejmij i wyrzuć sterylne rękawiczki.</li>
 <li>Wprowadź linię infuzyjną do butelki z zrównoważonym roztworem soli (BSS). Zawieś butelkę ze sterylnym BSS w odległości około czterech stóp od powierzchni roboczej.</li>
 <li>Otwórz dwie pary sterylnych rękawiczek oraz sterylną koszulę z ręcznikiem.</li>
 <li>Wykonaj sześciominutowe chirurgiczne mycie rąk i osusz je.</li>
 <li>Załóż sterylną koszulę, a następnie obie pary sterylnych rękawiczek.</li>
 <li>Otwórz pudełka z instrumentami i umieść ich zawartość na polu sterylnym.</li>
 <li>Odlej 10-20 cc roztworu BSS do metalowej miski lub kubka do leków. Napełnij sterylną pipetę roztworem BSS. Podłącz kurek i linię infuzyjną do portu infuzyjnego przedniej komory i przemyj go roztworem BSS tak, aby niewielka ilość była widoczna na górze tłoka.</li>
 <li>Ustaw sztuczną komorę w LFH na gazie. Obniż tłok, obracając pierścień zaciskający przeszczep w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.</li>
</ol>
2. Procedura
<ol>
 <li>Używając pęsety, delikatnie uchwyć rogówkę za krawędzią twardówki. Otwórz kurek, aby przepłukać układ roztworem BSS, ostrożnie centrując rogówkę na tłoku stroną śródbłonkową do dołu. Jeśli pod rogówką widoczne są pęcherzyki powietrza, kontynuuj infuzję BSS i lekko poruszaj rogówką, aby je usunąć. Przerwij infuzję po usunięciu pęcherzyków powietrza. Upewnij się, że rogówka jest wycentrowana na tłoku (Rysunek 3a).</li>
 <li>Umieść pokrywę przedniej komory na pierścieniu blokującym podstawy tak, aby wypustki pokrywy pasowały do wolnych przestrzeni w podstawie. Zablokuj pokrywę w podstawie, obracając ją o 15° zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Podnieś tłok i całkowicie dokręć (Rysunek 3b).</li>
 <li>Palcem w sterylnej rękawiczce dotknij górnej części rogówki, aby upewnić się, że wywierany nacisk jest wystarczający do przeprowadzenia procedury.</li>
 <li>Sprawdź pachymetrię, przykładając sondę do powierzchni rogówki, aby uzyskać odczyt grubości (Rysunek 4). Odchylenie standardowe musi być mniejsze niż 10. W przeciwnym razie powtórz pomiar. Ręką w sterylnej rękawiczce, która nie była używana do pachymetrii, przekaż wąż turbiny do ręki wykonującej pachymetrię i wkręć wąż turbiny do jednostki sterującej. Poproś asystującego technika o zapisanie odczytu pachymetrii.</li>
 <li>Zdejmij zanieczyszczone rękawiczki.</li>
 <li>Używając sterylnego pisaka do znakowania, narysuj linię o długości 4 mm od limbusa w kierunku centrum rogówki (lub nie zaznaczaj, jeśli chirurg tak preferuje). Za pomocą pipety nanieś pięć kropli BSS na górną część rogówki.</li>
 <li>Jeśli chirurg nie podał specyficznych instrukcji, należy użyć głowicy tnącej 300 μm, jeżeli pomiar pachymetrii przed cięciem wynosi mniej niż 600 μm. Jeśli pomiar przekracza 600 μm, należy użyć głowicy tnącej 350 μm.</li>
 <li>Trzymając ostrze gwintem w swoją stronę i numerem do góry, załaduj ostrze do prawej strony głowicy mikrokeratomu, zaczynając od strony ostrej, unikając kontaktu z ostrzem.</li>
 <li>Trzymając głowicę po obu stronach, wkręć ją w turbinę. Dokręć sztuczną komorę palcami.</li>
 <li>Wkręć turbinę w wąż turbiny.</li>
 <li>Przetestuj oscylację ostrza, naciskając raz pedał próżni, zanurzając głowicę tnącą w sterylnej wodzie i uruchamiając turbinę impulsowo przez 5 sekund.</li>
 <li>Dokręć ponownie tłok.</li>
 <li>Umieść mikrokeratom na podstawie z trzpieniem montażowym w pozycji na godzinie piątej. Naciśnij i przytrzymaj pedał turbiny, aby wywołać oscylację ostrza (Rysunek 5a).</li>
 <li>Używając palca wskazującego i kciuka, trzymaj mikrokeratom w połowie odległości między podstawą a górną częścią turbiny. Obróć nadgarstek, aby wykonać gładkie, równomierne cięcie przez całą szerokość rogówki. Zwolnij pedał turbiny i podnieś mikrokeratom pionowo z jednostki. Naciśnij pedał próżni, aby wyłączyć próżnię (Rysunek 5b).</li>
 <li>Załóż sterylną rękawiczkę i ponownie sprawdź odczyt pachymetrii po usunięciu czapeczki rogówkowej, przykładając sondę do powierzchni rogówki, aby uzyskać drugi odczyt grubości, pamiętając, że tkanka jest bardzo cienka i łatwo ulega uszkodzeniu. Zdejmij zanieczyszczoną rękawiczkę. Poproś asystującego technika o zapisanie drugiego odczytu pachymetrii.</li>
 <li>Używając sterylnego pisaka do znakowania, nanieś znacznik (jeśli chirurg o to poprosił) na środkową krawędź obwodową pozostałego łóżka stromy w sztucznej komorze. Nanieś kilka kropli sterylnego BSS na pozostałe łóżko stromy.</li>
 <li>Zdejmij przednią czapeczkę rogówkową z mikrokeratomu (Rysunek 6) i nałóż ją na rogówkę przed wyjęciem rogówki ze sztucznej przedniej komory. Czapeczka powinna zostać wycentrowana na rogówce, używając znaczników obwodowych do prawidłowego wyrównania czapeczki, jeśli dotyczy. Użyj aplikatora z watkiem, aby delikatnie przesunąć czapeczkę na rogówce. Użyj nowego aplikatora, aby wchłonąć nadmiar BSS spod przedniej czapeczki.</li>
 <li>Otwórz kurek, odwróć komorę do góry dnem i opuszczaj tłok wystarczająco powoli, aby zapobiec deformacji rogówki. Odblokuj podstawę i pozwól, aby ciśnienie przepływu BSS wypchnęło kubek sztucznej komory z podstawy. Pęsetą delikatnie pociągnij za krawędź rogówki w pozycjach na godzinie 9, 12 i 3, aby poluzować ją w kubku. Po poluzowaniu użyj pęsety w pozycji na godzinie 12, aby wyjąć rogówkę. Umieść rogówkę w komorze obserwacyjnej stroną śródbłonkową do góry (Rysunek 7). Nałóż pokrywkę na komorę obserwacyjną. Zdejmij sterylną rękawiczkę.</li>
 <li>Dokręć pokrywę komory obserwacyjnej.</li>
 <li>Przeprowadź ocenę w lampie szczelinowej po cięciu oraz mikroskopię zwierciadłową rogówki i zapisz wyniki.</li>
 <li>Umieść komorę(y) w odpowiedniej sekcji lodówki.</li>
 <li>Zapakuj do transportu do chirurga (Rysunek 8).</li>
</ol>
3. Reprezentatywne wyniki
Prawidłowa preparacja rogówki dawcy za pomocą mechanicznego mikrokeratomu pozwala na uzyskanie gładkiej i jednorodnej tkanki lamellarnej rogówki. Przedstawiono to na obrazie optycznej koherentnej tomografii (OCT) rogówki w przekroju poprzecznym (Rysunek 9). Końcowa tkanka tylnej części rogówki powinna mieć odpowiednią grubość zmierzoną za pomocą pachymetrii. W ciągu ostatnich 6 miesięcy w Michigan Eye Bank średnia grubość rogówki przed preparacją wynosiła 558 micronów, a grubość tkanki tylnej części rogówki po preparacji wynosiła 158 micronów. Osiemdziesiąt siedem procent tkanki dawcy preparowanej mikrokeratomem miało grubość od 100-200 micronów, 10,9% miało grubość &gt;200 micronów, a 2,1% miało grubość &lt;100 micronów.
Tkanka tylnej części rogówki musi zachować wysoką gęstość komórek śródbłonka (ECD), aby zapewnić lepszą funkcję śródbłonka u biorcy przeszczepu. Do pomiaru ECD wykorzystuje się mikroskopię zwierciadlaną. W ciągu ostatnich 6 miesięcy wszystkie tkanki rogówki uznane za kwalifikujące się do keratoplastyki śródbłonkowej z Banku Oka w Michigan miały ECD &gt;2200 cells/mm2. Dziewięćdziesiąt dziewięć procent tkanek do DSAEK przed wstępnym cięciem miało ECD po obróbce &gt;2400 cells/mm2, a 19% miało ECD &gt; 3000 cells/mm2. Średnia zmiana ECD między etapem przed i po obróbce była pomijalna i wynosiła 1,2% (p=0,0003, parzysty dwustronny test t). Powikłania, które mogą wystąpić podczas procedury, obejmują utratę ciśnienia, asymetryczną dyssekcję oraz znaczne wgniecenie tkanki (prowadzące do utraty komórek śródbłonka rogówki). Nieprawidłowa dyssekcja może również doprowadzić do perforacji tkanki.
<img alt="Schemat dynamicznego procesu zginania; analiza sprężystości struktur belek; etapy deformacji strukturalnej." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Ogólny schemat przygotowania tkanki rogówki do keratoplastyki śródbłonowej. Rysunki 1a do 1e przedstawiają przekroje poprzeczne przygotowania rogówki dawcy. Rysunki 1f do 1i przedstawiają przekroje poprzeczne rogówki biorcy przeszczepu podczas operacji DSAEK.
<ol class="lalpha">
 <li>Rogówkę dawcy montuje się w sztucznej przedniej komorze i rozcina za pomocą głowicy mikrokeratomu.</li>
 <li>Po rozcięciu tkanki dwie blaszki są odseparowane, lecz przednią blaszkę (czapeczkę) umieszcza się z powrotem na pozostałym łożu rogówki w celu transportu do chirurga.</li>
 <li>Na sali operacyjnej chirurg używa trepanu do pionowego wycięcia centralnej tkanki rogówki przez obie blaszki, przednią i tylną.</li>
 <li>Po wycięciu trepanem obwodowa część rogówki dawcy jest usuwana z pola operacyjnego.</li>
 <li>Tylna blaszka jest delikatnie oddzielana od przedniej za pomocą szpatułki. Tylna blaszka dawcy (tkanka DSAEK) zastępuje chorą część rogówki biorcy (1i).</li>
 <li>Pacjent ma chorą tylną część rogówki, która wymaga usunięcia.</li>
 <li>Chora tylna część rogówki jest nacinana instrumentem wewnątrzgałkowym (odwrócony hak Sinsky'ego) w okręgu o dużej średnicy.</li>
 <li>Po nacięciu chorej rogówki usuwa się tylną błonę rogówki.</li>
 <li>Tylną blaszkę dawcy (tkankę DSAEK) umieszcza się w oku biorcy.</li>
</ol>
<img alt="Wzrost hodowli komórkowej w naczyniu Petri; eksperyment mikroskopowy; zastosowanie w badaniach nad komórkami macierzystymi." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Tkanka rogówki w pożywce. Tkanka rogówki znajduje się w pożywce konserwującej po pobraniu od dawcy.
<img alt="Montaż implantu oka; aparat do zabezpieczania mechanicznego; zbliżenie na sprzęt medyczny; metoda stabilizacji." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Tkanka rogówki na sztucznej przedniej komorze oka.
<ol class="lalpha">
 <li>Tkanka rogówki jest montowana w sztucznej przedniej komorze przed zablokowaniem pierścienia podstawowego lub preparowaniem tkanki.</li>
 <li>Tkanka rogówki jest montowana w sztucznej przedniej komorze z uszczelnionym pierścieniem blokującym podstawy nad tkanką.</li>
</ol>
<img alt="Przygotowanie preparatu do krio-EM; sprzęt mikroskopowy do analizy struktury molekularnej." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Pomiar grubości tkanki rogówki. Grubość rogówki jest sprawdzana przy użyciu sondy do pachymetrii ultradźwiękowej na powierzchni rogówki.
<img alt="Przygotowanie próbki do mikroskopii, etap ostrzenia; precyzyjna regulacja, eksperyment obrazowania optycznego." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5. Disekcja tkanki rogówki.
<ol class="lalpha">
 <li>Ostrze mikrokeratomu umieszczone jest na podstawie z trzpieniem montażowym i ustawione na godzinie piątej.</li>
 <li>Mikrokeratom zostaje przeprowadzony przez rogówkę w celu wykonania dyssekcji warstwowej.</li>
</ol>
<img alt="Przygotowanie próbki do mikroskopii; zbliżenie na zestaw laboratoryjny, pęsetę i uchwyt na preparat." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6. Przedni fragment rogówki po sekcji. Przedni fragment rogówki jest wolny po zakończeniu sekcji za pomocą mikrokeratomu.
<img alt="Ustawienie hodowli komórkowej; naczynie cylindryczne z pożywką do wzrostu i badania komórek in vitro." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7. Wypreparowana rogówka w komorze obserwacyjnej. Po zakończeniu dyssekcji rogówka jest przenoszona z powrotem do komory obserwacyjnej w celu transportu.
<img alt="Układ chłodzenia w pojemniku styropianowym dla eksperymentu wrażliwego na temperaturę." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8. Rogówka w opakowaniu do transportu. Rogówka w komorze obserwacyjnej zostaje następnie bezpiecznie zapakowana do transportu do chirurga.
<img alt="Wynik optycznej koherentnej tomografii; przekrój poprzeczny siatkówki, wyświetlone pomiary warstw siatkówki." src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9. Obraz rogówki w OCT. Obraz OCT końcowo wypreparowanej rogówki (w przekroju poprzecznym) pokazuje, że rogówka jest podzielona na dwie połowy. Powierzchnia styku wykazuje silniejszą reflekcję niż otaczająca tkanka, co wskazano strzałką.

<ol><li>Melles, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+surgical+technique+for+posterior+lamellar+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A surgical technique for posterior lamellar keratoplasty.</a> Cornea. 17, 618-626 (1998).</li>
<li>Melles, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+clinical+results+of+posterior+lamellar+keratoplasty+through+a+sclerocorneal+pocket+incision%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthal%22%5BJournal%5D)">Preliminary clinical results of posterior lamellar keratoplasty through a sclerocorneal pocket incision.</a> Ophthal. 107, 1850-1856 (2000).</li>
<li>Terry, M. A., Ousley, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Replacing+the+endothelium+without+corneal+surface+incisions+or+sutures%3A+the+first+United+States+clinical+series+using+the+deep+lamellar+endothelial+keratoplasty+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthal%22%5BJournal%5D)">Replacing the endothelium without corneal surface incisions or sutures: the first United States clinical series using the deep lamellar endothelial keratoplasty procedure.</a> Ophthal. 110, 755-764 (2003).</li>
<li>Price, F. W., Price, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+stripping+with+endothelial+keratoplasty+in+50+eyes%3A+a+refractive+neutral+corneal+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Descemet's stripping with endothelial keratoplasty in 50 eyes: a refractive neutral corneal transplant.</a> J. Refract Surg. 21, 339-345 (2005).</li>
<li>Price, M. O., Price, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Descemet%27s+stripping+with+endothelial+keratoplasty%3A+comparative+outcomes+with+microkeratome-dissected+and+manually+dissected+donor+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthal%22%5BJournal%5D)">Descemet's stripping with endothelial keratoplasty: comparative outcomes with microkeratome-dissected and manually dissected donor tissue.</a> Ophthal. 113, 1936-1942 (2006).</li>
<li>Bahar, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrospective+contralateral+study+comparing+descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+with+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Retrospective contralateral study comparing descemet stripping automated endothelial keratoplasty with penetrating keratoplasty.</a> Cornea. 28, 485-488 (2009).</li>
<li>Rose, L., Briceno, C. A., Stark, W. J., Gloria, D. G., Jun, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Eye+Bank-Prepared+Posterior+Lamellar+Corneal+Tissue+for+Endothelial+Keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthal%22%5BJournal%5D)">Assessment of Eye Bank-Prepared Posterior Lamellar Corneal Tissue for Endothelial Keratoplasty.</a> Ophthal. 115, 279-286 (2008).</li>
<li>Price, M. O., Baig, K. M., Brubaker, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((prospective+comparison+of+precut+versus+surgeon-dissected+grafts+for+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">prospective comparison of precut versus surgeon-dissected grafts for Descemet stripping automated endothelial keratoplasty.</a> Am. J. Ophthalmol. 146, 36-41 (2008).</li>
<li>Chen, E. S., Terry, M. A., Shamie, N., Hoar, K. L., Friend, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precut+tissue+in+Descemet%27s+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+donor+characteristics+and+early+postoperative+complications%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Precut tissue in Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty donor characteristics and early postoperative complications.</a> Ophthalmology. 115, 497-502 (2008).</li>
<li>Terry, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+Keratoplasty%3A+A+Comparision+of+Complication+Rates+and+Endothelial+Survival+between+Precut+Tissue+and+Surgeon-cut+Tissue+by+a+Single+DSAEK+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22Trans.+Am.+Ophthalmol.+Soc%22%5BJournal%5D)">Endothelial Keratoplasty: A Comparision of Complication Rates and Endothelial Survival between Precut Tissue and Surgeon-cut Tissue by a Single DSAEK Surgeon.</a> Trans. Am. Ophthalmol. Soc. 107, 184-193 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Reference+document+E1.710+Corneal+Tissue+Preparation+for+Lamellar+Procedures%22">Reference document E1.710 Corneal Tissue Preparation for Lamellar Procedures</a>. , MidWest Eye Banks. 1-5 (2010).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Eye+Banking+Statistical+Report%22">Eye Banking Statistical Report</a>. , Bank Association of America. Washington, DC., Eye. 1-5 (2009).</li>
<li>Glasser, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+complications+during+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Tissue complications during endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 29, 1428-1429 (2010).</li>
<li>Kelliher, C., Engler, C., Speck, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive+analysis+of+eye+bank-prepared+posterior+lamellar+corneal+tissue+for+use+in+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">A comprehensive analysis of eye bank-prepared posterior lamellar corneal tissue for use in endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 28, 966-970 (2009).</li>
<li>Price, F. W. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precut+tissue+for+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Precut tissue for Descemet stripping automated endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 27, 630-631 (2008).</li>
</ol>

Doktorzy Woodward i Shtein nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów. Pan Mavin i pan Titus są pracownikami Midwest Eye Banks.

Najwewnętrzna warstwa rogówki, śródbłonek, utrzymuje przejrzystość optyczną rogówki poprzez zapewnienie jej odwodnienia. Liczne stany chorobowe wpływają bezpośrednio na zdrowie i żywotność śródbłonka rogówki, w tym dystrofie, infekcje, procesy zapalne oraz degeneracje. Do niedawna przeszczep rogówki w celu zastąpienia chorobowego śródbłonka wymagał transplantacji pełnej grubości rogówki. W ciągu ostatniej dekady cel ten, przy krótszym czasie rekonwalescencji, udało się osiągnąć dzięki celowej wymianie tylnej części rogówki za pomocą przeszczepu częściowej grubości, takiego jak zabieg DSAEK. Niezależnie od zastosowanej techniki, przeszczepione tkanki muszą zachować zdrowy śródbłonek, aby utrzymać przejrzystość optyczną w przeszczepionej rogówce; w związku z tym wszystkie techniki przetwarzania tkanek obejmują dodatkowe etapy mające na celu ochronę śródbłonka rogówki.
Zautomatyzowana dyssekcja mikrokeratomem jest obecnie standardem przygotowania tkanki rogówki do keratoplastyki śródbłonka. Wykazano, że zastosowanie mikrokeratomu zmniejsza częstotliwość perforacji tkanki dawcy i przyspiesza powrót wzroku w porównaniu z dyssekcją manualną 5. Kiedy początkowo wprowadzono metodę DSAEK, niektórzy chirurdzy zakupili sprzęt do mikrokeratomii i przeprowadzali lamellarną dyssekcję tkanki dawcy w sali operacyjnej na początku zabiegu. W przypadku niepowodzenia przygotowania tkanki operacja musiała zostać odwołana, co wiązało się z niedogodnościami i kosztami dla pacjenta oraz chirurga. W 2006 roku banki tkanek oka zaczęły wykonywać dyssekcję mikrokeratomem w warunkach zewnętrznych („off site”), w kontrolowanym środowisku laboratorium banku tkanek, na dzień przed operacją 12. Jeśli przygotowanie tkanki w takich warunkach nie powiedzie się, istnieje czas na przeprowadzenie kolejnej dyssekcji z wykorzystaniem świeżej tkanki.
Disekcja tylnej lamelli tkanki rogówki dawcy za pomocą mikrokeratomu wymaga delikatnej i precyzyjnej techniki, aby zminimalizować powikłania. Rogówkę należy ostrożnie umieścić na sztucznej przedniej komorze (AAC), aby uniknąć uszkodzenia delikatnych komórek śródbłonka. Po zamontowaniu i wyrównaniu rogówki na AAC, pierścień blokujący musi zostać ustawiony i dopasowany tak, aby zapewnić szczelność, co pozwoli na utrzymanie wysokiego ciśnienia wewnątrz komory i zmniejszy ryzyko zapadnięcia się tkanki podczas dysekcji mikrokeratomem. Aby zapewnić jednorodność cięcia, głowica mikrokeratomu powinna być obracana w sposób stały i płynny. Po zakończeniu dysekcji z tkanką należy ponownie obchodzić się ostrożnie, aby zminimalizować uszkodzenia komórek śródbłonka. Ponadto kluczowe jest potwierdzenie, że cięcie lamellarne jest centryczne i kompletne, aby upewnić się, że tylna lamella będzie odpowiednia do wykorzystania w zabiegu chirurgicznym 13.
Perforacja rogówki dawcy jest poważnym powikłaniem tej procedury; staje się ono rzadsze wraz z nabywaniem doświadczenia. Jeśli podczas przejść mikrokeratomu dochodzi do powtarzających się perforacji, ważne jest sprawdzenie wielu etapów procedury. Rogówka musi być prawidłowo zamocowana i wyrównana w AAC. Przed przejściem mikrokeratomu należy uzyskać szczelne zamknięcie i wysokie ciśnienie, które muszą być utrzymywane przez cały czas trwania procedury. Okazyjnie na brzegu twardówki pozostaje resztka spojówki, którą należy wyciąć przed zamocowaniem. Ostrze mikrokeratomu powinno być ostre i pozbawione wyszczerbień. Należy dobrać odpowiednią grubość głowicy mikrokeratomu w oparciu o szacowaną grubość rogówki. Głowica mikrokeratomu musi oscylować prawidłowo przed wykonaniem cięcia. W przypadku dalszych problemów z tą techniką należy skonsultować się z dostawcą mikrokeratomu, aby zweryfikować, czy cały sprzęt działa prawidłowo.
Nawet przy idealnym wykonaniu technika ta posiada pewne ograniczenia. Głowice mikrokeratomu są dostępne w wersjach umożliwiających wycięcie tkanki rogówki o różnej grubości; jednak zależność między głowicą mikrokeratomu a końcową grubością tkanki jest niedokładna, a ta sama głowica może zapewnić szeroki zakres końcowych grubości tkanki 7. Ponadto istnieje znacząca krzywa uczenia się, a komplikacje podczas przygotowania występują częściej u nowych użytkowników. Wykonywanie sekcji lamelarnej w warunkach banku oczu pozwala przeszkolonym technikom, którzy przeprowadzają ten zabieg wielokrotnie w ciągu dnia, na zoptymalizowanie swojej techniki, co minimalizuje komplikacje wynikające z braku doświadczenia.
Istnieją modyfikacje techniki preparowania rogówki za pomocą mikrokeratomu w endotelialnej keratoplastyce. Niektórzy preferują stosowanie materiału wiskoelastycznego lub mediów do przechowywania rogówki zamiast zrównoważonego roztworu soli pod guzikiem rogówki w sztucznej przedniej komorze, aby zapewnić lepszą ochronę śródbłonka rogówki. Istnieją również warianty metody określania miejsca, w którym należy rozpocząć nacięcie mikrokeratomem. Różne banki tkanek i różni chirurdzy rogówki mogą mieć szczególne preferencje dotyczące sposobu znakowania rogówki w celu identyfikacji przedniej czapeczki rogówki lub orientacji warstwy tylnej. Należy zauważyć, że producenci oferują sprzęt podobny do tego, który został użyty w niniejszym protokole. Niezależnie od stosowanego sprzętu, należy przestrzegać instrukcji konkretnego producenta.
Niezawodne przygotowanie wyciętej tkanki rogówki przez banki tkanek do zabiegu DSAEK przyczyniło się do powszechnego przyjęcia tej stosunkowo nowej techniki chirurgicznej. Gdy chirurdzy zyskali pewność co do jakości pracy banków tkanek wykonujących „pierwszy krok” w transplantacji rogówki – a mianowicie przygotowanie tkanki – wiele praktycznych ograniczeń związanych z DSAEK zostało wyeliminowanych. Banki tkanek stały się w stanie niezawodnie zaspokajać zapotrzebowanie na przetworzoną tkankę, zapewniając bezpieczne, skuteczne i terminowe dostawy tkanek dawców. Wysokiej jakości tkanki do DSAEK mogą być obecnie zamawiane z wyprzedzeniem, co przełożyło się na skrócenie czasu pracy na sali operacyjnej oraz zmniejszenie liczby powikłań związanych z przygotowaniem tkanki 9, 14-15.
Niniejszy protokół opisuje przygotowanie przeszczepów DSAEK z perspektywy banku tkanek w kontekście przetwarzania tkanki rogówki od dawcy; technika ta jest jednak bezpośrednio przydatna chirurgom zainteresowanym samodzielnym przygotowaniem lamellarnej tkanki rogówki dawcy, a także osobom zainteresowanym prowadzeniem laboratoryjnych lub klinicznych badań nad lamellarną transplantacją rogówki.
Kierunki rozwoju przygotowywania warstw rogówki obejmują wykorzystanie lasera femtosekundowego do obróbki tkanek, tworzenie „ultra-cienkich” tkanek rogówki DSAEK lub przygotowywanie zwitków śródbłonka rogówki do keratoplastyki błony Descemeta (DMEK). Keratoplastyka śródbłonka jest dziedziną chirurgii w fazie rozwoju, a symbiotyczna relacja między bankiem tkanek a chirurgiem rogówki będzie ewoluować wraz z optymalizacją technik operacyjnych.

<table><tbody><tr><td>Mikrokeratom</td><td>Moria</td><td>1021174</td><td></td></tr><tr><td>Podstawa sztucznej przedniej komory</td><td>Moria</td><td>19161-562</td><td></td></tr><tr><td>Pokrywa sztucznej przedniej komory</td><td>Moria</td><td>19172-220</td><td></td></tr><tr><td>Głowica mikrokeratomu 300</td><td>Moria</td><td>O304</td><td></td></tr><tr><td>Głowica mikrokeratomu 350</td><td>Moria</td><td>N791</td><td></td></tr><tr><td>Konsola</td><td>Moria</td><td>19360-3482</td><td></td></tr></tbody></table>

przygotowanie tkanki rogówki od dawcy do keratoplastyki śródbłonowej

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

W ciągu ostatnich dziesięciu lat techniki chirurgiczne przeszczepiania rogówki przeszły rewolucyjne zmiany1,2. Od momentu swojego powstania tradycyjny przeszczep rogówki pełnej grubości był metodą przywracania wzroku osobom z chorobami rogówki. Do wad tego podejścia należą wysoki stopień astygmatyzmu pooperacyjnego, brak przewidywalnych wyników refrakcyjnych oraz zaburzenia powierzchni gałki ocznej. Opracowanie keratoplastyki śródbłonkowej z odwarstwieniem błony Descemeta (DSEK), polegającej na przeszczepieniu jedynie tylnej części zrębu rogówki, błony Descemeta i śródbłonka, radykalnie zmieniło leczenie chorób śródbłonka rogówki. DSEK wykonuje się poprzez mniejsze nacięcie; technika ta pozwala uniknąć chirurgii typu „open sky” z wiążącym się z nią ryzykiem krwotoku lub wypadnięcia zawartości komory przedniej, zmniejsza częstość występowania pooperacyjnego rozwarstwienia rany, ogranicza nieprzewidywalne wyniki refrakcyjne i może obniżyć odsetek odrzutów przeszczepu3-6.
Początkowo tylna dyssekcja lamellarna rogówki dawcy do zabiegu DSEK była wykonywana manualnie1, co prowadziło do zmiennej grubości przeszczepu oraz uszkodzeń delikatnej tkanki śródbłonka rogówki podczas przetwarzania tkanki. Aby rozwiązać te problemy, opracowano zautomatyzowaną dyssekcję lamellarną (zautomatyzowana keratoplastyka śródbłonkowa z odwarstwieniem błony Descemeta, DSAEK). Zautomatyzowana dyssekcja wykorzystuje tę samą technologię, co tworzenie płata rogówki w metodzie LASIK, z zastosowaniem ostrza mikrokeratomu mechanicznego, co pomaga w tworzeniu jednolitych i cienkich przeszczepów tkankowych do operacji DSAEK przy minimalnej utracie komórek śródbłonka rogówki podczas przetwarzania tkanki.
Banki tkanek oka od wielu lat dostarczają rogówki o pełnej grubości do transplantacji chirurgicznych. W 2006 roku banki tkanek oka zaczęły opracowywać metodologię dostarczania wstępnie pociętej tkanki rogówkowej do keratoplastyki śródbłonowej. Dzięki współpracy z chirurgami rogówki, banki tkanek opracowały szczegółowe protokoły bezpiecznego i skutecznego przygotowania tkanki tylnej blaszki do zabiegu DSAEK. Może to być wykonane przedoperacyjnie w banku tkanek. Badania wykazują brak istotnych różnic w zakresie jakości tkanki7 lub wyników u pacjentów8,9 przy zastosowaniu tkanki wstępnie pociętej przez bank tkanek w porównaniu z tkanką przygotowaną przez chirurga do zabiegu DSAEK. Dla większości chirurgów rogówki dostępność wstępnie pociętej tkanki rogówkowej do DSAEK pozwala zaoszczędzić czas i pieniądze10 oraz zmniejsza stres związany z przeprowadzaniem preparowania rogówki dawcy na sali operacyjnej. Częściowo dzięki zdolności banków tkanek do terminowego dostarczania wysokiej jakości tylnej blaszki rogówki, metoda DSAEK stała się standardem opieki w chirurgicznym leczeniu chorób śródbłonka rogówki.
Opisywana procedura dotyczy przygotowania tylnych warstw rogówki w banku tkanek oka na potrzeby transplantacji w chirurgii DSAEK (Rysunek 1).

Przeszczep śródbłonkowy rogówki jest techniką chirurgiczną stosowaną w leczeniu chorób tylnej części rogówki. Disekcja za pomocą mechanicznego mikrokeratomu w celu przygotowania tkanki pozwala na uzyskanie cieńszych, bardziej symetrycznych graftów, z mniejszą utratą komórek śródbłonka oraz lepszymi efektami terapeutycznymi. Disekcje mogą być przeprowadzane w banku tkanek oka przed zabiegiem transplantacji rogówki.

Przygotowanie tkanki rogówki od dawcy do keratoplastyki śródbłonowej

W ciągu ostatnich dziesięciu lat techniki chirurgiczne transplantacji rogówki przeszły rewolucyjne zmiany1,2. Od momentu swojego powstania tradycyjna pełna...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest powtarzalne przygotowywanie tkanki do lamellarnego przeszczepu rogówki, która nadaje się do transplantacji. W tym celu w pierwszej kolejności tworzy się sterylne pole pracy w komorze z laminarnym przepływem powietrza. Następnie rogówkę mocuje się w sztucznej przedniej komorze oka.Następnie używa się mikrokeratomu, aby wykonać gładkie cięcie w poprzek rogówki. Ostatnim krokiem jest ostrożne przeniesienie rogówki z przedniej komory sztucznej do podłoża przechowawczego. Ostatecznie poprawność przygotowania przeszczepu lamellarnego weryfikuje się za pomocą badania rogówki w lampie szczelinowej oraz mikroskopii zwierciadlanej komórek śródbłonka.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak keratoplastyka penetrująca, jest fakt, że w przypadku DSAEK wymieniana jest tylko tylna część rogówki, co umożliwia przeprowadzenie operacji z małym cięciem, przy zastosowaniu mniejszej liczby szwów, szybszej rekonwalescencji i lepszych wyników refrakcyjnych. Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa. Etapy sekcji lamelarnej w keratoplastyce śródbłonkowej są trudne do opanowania.Podczas wycinania tkanki należy zachować precyzję i ostrożność, aby zachować zdrową tkankę rogówki. Należy rozpocząć od ustawienia ciśnienia gazu azotowego w dygestorium z laminarnym przepływem powietrza na 50 do 60 PSI. Ciśnienie turbiny w urządzeniu powinno wynosić od 3,3 do 3,4 bar.Upewnij się, że ciśnienie na konsoli Moria dla pomp pierwszej i drugiej znajduje się w przedziale siedmiuset. Ciśnienie powinno być niższe niż 200 PSI. Stosując technikę aseptyczną, przygotuj sterylne pole z otwartymi sterylizowanymi zestawami oraz tkanką rogówki dawcy; upewnij się, że sonda pachymetryczna została wysterylizowana i oczyszczona izopropanolem.Następnie, po usunięciu zawartości ze sterylnej tacki, podłącz linię infuzyjną do kurka odcinającego i wyprowadź koniec z kolcem linii poza komorę laminaryjną. Odłóż linię infuzyjną i usuń sterylną tackę. Następnie wprowadź kolec do butelki z zrównoważonym roztworem soli i zawieś ją w odległości około czterech stóp od obszaru roboczego.Następnie przeprowadź sześciominutowe chirurgiczne mycie rąk i osusz je sterylnym ręcznikiem. Załóż sterylną kitle oraz dwie pary steryjnych rękawiczek w strefie jałowej. Otwórz pudełka z instrumentami i umieść ich zawartość na polu sterylnym.Nalej od 10 do 20 cc BSS do metalowej miseczki lub kubka medycznego i napełnij sterylną pipetę. Za pomocą tego BSS połącz kurek i linię infuzyjną z portem infuzyjnym przedniej komory i przemyj go BSS. Zaprzestań płukania, gdy BSS stanie się widoczny nad tłokiem.Następnie umieść sztuczną komorę na sterylnej gazie i obniż tłok, obracając pierścień zaciskający przeszczep przeciwnie do ruchu wskazówek zegara o około pięć milimetrów za pomocą pęsety. Wycentruj rogówkę nad tłokiem, stroną śródbłonkową skierowaną w dół, i przepłucz system roztworem BSS, aż pod rogówką nie będzie pęcherzyków powietrza. W razie potrzeby delikatnie przesuń rogówkę.Następnie dopasuj pokrywę przedniej komory do wolnych przestrzeni w pierścieniu blokującym podstawy i zablokuj ją, wykonując niewielki obrót o 15 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Następnie podnieś tłok i dokręć komorę do podstawy, używając palca w sterylnej rękawiczce. Dotknij wierzchołka rogówki, aby sprawdzić, czy wywierany nacisk jest wystarczający do przeprowadzenia procedury.Teraz należy umieścić sondę pachymetryczną na powierzchni rogówki i poprosić asystenta o zapisanie odczytu. Jeśli odchylenie standardowe przekracza 10 µm, należy powtórzyć pomiar, używając sterylnej rękawiczki. Przenieś wąż turbiny do drugiej ręki i przykręć go do jednostki sterującej.Po wyrzuceniu zanieczyszczonych rękawiczek, nanieś kilka kropel BSS na rogówkę, chyba że chirurg określi inaczej. Następnie wybierz ostrze tnące odpowiednie do grubości rogówki, tak aby nitka była skierowana w Twoją stronę, a numer znajdował się u góry. Włóż ostrze końcem skierowanym do przodu w prawą stronę głowicy mikrokeratomu.Zawsze unikaj kontaktu z ostrzem, trzymając głowicę po obu stronach. Przykręć ją do turbiny, a następnie przykręć turbinę do węża turbiny. Przetestuj oscylację ostrza, naciskając raz pedał próżni z głowicą tnącą w BSS, uruchamiając turbinę impulsowo przez pięć sekund.Teraz dokręć tłok palcami. Następnie zamontuj mikrokeratom na podstawie w miejscu trzpienia i ustaw go na godzinie piątej. Potem naciśnij i przytrzymaj pedał turbiny, aby wprawić ostrze w ruch oscylacyjny.Trzymając mikrokeratom palcem wskazującym i kciukiem w połowie odległości między podstawą a górą turbiny, wykonaj płynne, równomierne cięcie przez rogówkę i w poprzek niej, obracając nadgarstkiem. Upewnij się, że ruch mikrokeratomu jest gładki i jednostajny dzięki zachowaniu stałej prędkości; w przeciwnym razie grubość przeszczepu może być nierównomierna.Zwolnij pedał turbiny i podnieś mikrokeratom pionowo do góry, zdejmując go z urządzenia. Następnie wyłącz urządzenie próżniowe. Załóż jałową rękawiczkę i przy pomocy asystenta ponownie sprawdź odczyt pachymetrii, pamiętając, że tkanka jest bardzo cienka i łatwo ulega uszkodzeniu.Następnie nanieś kilka kropel sterylnego BSS na pozostałe łożysko stromy. Po czym umieść tylną część nakładki z powrotem na rogówce w komorze. Użyj bawełnianego aplikatora w kształcie kuli, aby wycentrować nakładkę, korzystając z dostępnych oznaczeń, oraz w celu wchłonięcia nadmiaru BSS spod nakładki przedniej.Teraz otwórz kurek, obróć komorę bokiem i powoli opuść tłok, aby zapobiec deformacji rogówki. Odblokuj podstawę i pozwól, aby ciśnienie przepływu BSS docisnęło kubek sztucznej komory, co poluzuje rogówkę w kubku. Za pomocą pęsety delikatnie pociągnij za jej brzeg na pozycjach odpowiadających godzinie dziewiątej, dwunastej i trzeciej.Po poluzowaniu chwyć krawędź w pozycji godziny 12 i ostrożnie przenieś rogówkę do komory obserwacyjnej stroną śródbłonkową do góry. Następnie zamknij komorę obserwacyjną. Powoli pozwól, aby nasadka oddzieliła się od przedniej komory oka.Zapewni to, że rogówka nie zapadnie się, co mogłoby spowodować uszkodzenie błony śródbłonka. Na koniec przeprowadź ocenę w lampie szczelinowej oraz badanie rogówki za pomocą mikroskopii zwierciadlanej. Następnie schłodź komory i zapakuj rogówkę do transportu do chirurga.Prawidłowa dyssekcja rogówki dawcy za pomocą mechanicznego mikrokeratomu pozwala na uzyskanie gładkiej, jednorodnej warstwy rogówki; w ciągu sześciu miesięcy zapisów średnia grubość rogówki przed obróbką wynosiła 558 µm, a grubość tylnej tkanki rogówki po obróbce wynosiła 158 µm. Tylna tkanka rogówki musi zachować wysoką gęstość komórek śródbłonka, aby zapewnić lepszą funkcję śródbłonka u biorcy przeszczepu. Parametr ten był mierzony za pomocą mikroskopii zwierciadlanej w ciągu ostatnich sześciu miesięcy.Wszystkie tkanki rogówki uznane za kwalifikujące się do keratoplastyki śródbłonowej miały więcej niż 2 200 komórek śródbłonka na milimetr kwadratowy. Średnia zmiana ECD przed i po przetworzeniu była pomijalna i wyniosła 1,2%. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat przygotowania tkanki lamelowej do chirurgii. Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, zabieg ten można przeprowadzić w 20 minut.

corneal-donor-tissue-preparation-for-endothelial-keratoplasty

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przygotowanie tkanki rogówki dawcy do keratoplastyki endotelialnej

W pracy opisano uproszczoną technikę wycinania rogówki oraz ewizceracji tkanek siatkówki z gałki ocznej ludzkich dawców pośmiertnych. Opisana tutaj technika pozwala na pobranie wysokiej jakości tkanek do celów transplantacyjnych, chirurgicznych lub badawczych bez uszkadzania pozostałych struktur gałki ocznej.

Uproszczona technika wycięcia rogówki in situ oraz ewakuacji tkanki siatkówki z ludzkiego gałki ocznej

Myszy były używane jako model do badania wielu form transplantacji, w tym przeszczepu rogówki.  W niniejszym raporcie opisujemy mysi model zarówno do ostrego, jak i późnego przeszczepu rogówki.

Przeszczep rogówki u myszy: model do badania najczęstszej formy przeszczepu narządów litych

Śródbłonkowa keratoplastyka jest techniką chirurgiczną, która stale ewoluuje, ponieważ postęp prowadzi do przeszczepu cieńszych przeszczepów z każdym kolejnymkrokiem 1. W tym miejscu przedstawiamy technikę kontrolowanego ręcznego preparowania tkanek, która umożliwia bezpieczne i powtarzalne oddzielenie śródbłonka i błon Descemeta od guzików twardówkowych dawcy do przeszczepu2.

Przygotowanie tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka błony Descemeta

W przeszczepie śródbłonka proponuje się całkowicie laserową procedurę. Technika chirurgiczna opiera się na wykorzystaniu lasera femtosekundowego do przygotowania tkanki dawcy. Następnie stosuje się technikę spawania laserowego, aby zabezpieczyć śródbłonek dawcy we właściwej pozycji.

"Całkowicie laserowy" przeszczep śródbłonka

Przykład terapii genowej adenowirusa w ludzkich rogówkach z hodowlą narządów cukrzycowych jest przedstawiony w kierunku normalizacji opóźnionego gojenia się ran i znacznie zmniejszonej ekspresji markerów nabłonkowych komórek macierzystych w tych rogówkach. Opisano również optymalizację tego procesu w kulturach nabłonka rąbka włokanego wzbogaconych komórkami macierzystymi.

Adenowirusowa terapia genowa w keratopatii cukrzycowej: wpływ na gojenie się ran i ekspresję markerów komórek macierzystych w rogówkach i komórkach nabłonka rąbka ludzkiego hodowanych w narządach

Ten protokół opisuje nowatorski trójwymiarowy model in vitro, w którym komórki zrębu rogówki i zróżnicowane komórki neuronalne są hodowane razem, aby pomóc w badaniu i zrozumieniu interakcji dwóch typów komórek.

Inżynieria tkanki rogówki: model in vitro interakcji zrębu-nerw ludzkiej rogówki

Opisujemy użycie pełnej koherentnej mikroskopii optycznej jako metody wysokiej jakości oceny zrębu dawcy rogówki. Protokół ten może być stosowany do identyfikacji cech wskazujących na zdrowie lub chorobę i ma na celu poprawę badań przesiewowych i selekcji tkanek dawcy, a tym samym wyników keratoplastyki.

Pełnopolowa optyczna mikroskopia koherentna do histologicznej analizy cech zrębu w przeszczepach rogówki

Opisano protokół dla modelu hodowli narządów rogówki ex vivo, przydatnego do badań nad gojeniem się ran. Ten system modelowy może być używany do oceny działania środków wspomagających regeneracyjne gojenie lub toksyczność leków w zorganizowanym środowisku wielokomórkowym 3D.

Model hodowli narządów rogówki ex vivo do badań nad gojeniem się ran

Tutaj prezentujemy protokół odłączania komórek śródbłonka rogówki (CEC) od błony Descemeta (DM) za pomocą lasera neodymowego:YAG (Nd:YAG) jako model choroby ex vivo dla keratopatii pęcherzowej (BK).

Opracowanie nieinwazyjnego, wspomaganego laserem eksperymentalnego modelu utraty komórek śródbłonka rogówki

Ten protokół opisuje kluczowe kroki wymagane do założenia i wyhodowania hodowli komórek śródbłonka rogówki z eksplantatów tkanek ludzkich lub owczych. Przedstawiono również metodę subhodowli komórek śródbłonka rogówki na biomateriałach błoniastych.

Wzrost warstw komórek śródbłonka rogówki ludzi i owiec na błonach biomateriałowych

Stripping Only Descemeta to eksperymentalna procedura, w której pacjenci z centralnym gutem rogówki wynikającym z dystrofii śródbłonka Fuchsa mają usuniętą błonę Descemeta na potrzeby komórek obwodowych w celu regeneracji warstwy śródbłonka. Przedstawiono nowatorską metodologię symulującą DSO w dystroficznych rogówkach ludzkich ex vivo z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez eFGF1 (NM141).

Model hodowli ludzkiego narządu rogówki z usuwaniem Descemeta tylko z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez zmodyfikowany czynnik wzrostu fibroblastów 1

Naucz się przygotowywania tkanki dawcy rogówki do keratoplastyki śródbłonka za pomocą mikrokeratomu mechanicznym. Ta precyzyjna metoda zapewnia cieńsze i symetryczne przeszczepy z minimalną utratą komórek endotelialnych.

Przygotowanie tkanki rogówki od dawcy do keratoplastyki śródbłonowej

Przeglądaj więcej filmów