Name: Funkcjonalna ocena perystaltyki jelit i zapalenia ściany jelita u gryzoni: analizy w standaryzowanym modelu manipulacji jelit (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Poznaj metodę oceny perystaltyki jelit i zapalenia ściany jelita u gryzoni w standaryzowanym modelu manipulacji jelit. Technika ta umożliwia badanie rozwoju i rozwiązania niedrożności pooperacyjnej oraz analizę odpowiedzi immunologicznej w warstwie mięśniowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez granty z Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) oraz BONFOR (O-112.0040).

1. Zwierzęta
Samce myszy C57Bl6/J o średniej masie ciała 25 g otrzymano z firmy Harlan Winkelmann (Borchen, Niemcy). Wszystkie eksperymenty przeprowadzono zgodnie z prawem federalnym dotyczącym ochrony zwierząt. Przestrzegano zasad opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Zwierzęta utrzymywano w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność, zapewniając im komercyjnie dostępną karmę dla gryzoni oraz wodę z kranu ad libitum. Zwierzęta powinny przebywać w zwierzęciu w Twoim ośrodku przez co najmniej 7 dni po przyjeździe przed rozpoczęciem eksperymentów. Należy pamiętać, że wszystkie eksperymenty można łatwo dostosować do szczurów lub innych gatunków, a po niewielkich modyfikacjach również do modeli dużych zwierząt.
2. Procedura operacyjna
<ol>
	<li>Znieczulenie wprowadza się i utrzymuje za pomocą izofluranu (Abbott, Wiesbaden, Niemcy) w tlenie. Po wystąpieniu znieczulenia zwierzęta umieszcza się w pozycji grzbietnej i unieruchamia kończyny za pomocą taśmy klejącej (Leukosilk, Beiersdorf, Hamburg, Niemcy).</li>
	<li>Po zgoleniu i chirurgicznej dezynfekcji ściany brzusznej wykonuje się laparotomię pośrodkową na długości 2 centymetrów. Do jam brzusznej dostaje się poprzez nacięcie wzdłuż linea alba. Umieszcza się dwa sterylne rozwieraki, aby utrzymać brzuch w pozycji otwartej. Jelito cienkie ostrożnie wysuwa się na lewo i kładzie na wilgotnej gazie bawełnianej.</li>
	<li>Całą zawartość światła jelita cienkiego usuwa się za pomocą dwóch wilgotnych i sterylnych aplikatorów bawełnianych (MaiMed, Neunkirchen, Niemcy), jednocześnie tocząc aplikator od odźwiernika do kątnicy. UWAGA: Należy unikać krwawień ze ściany jelita cienkiego lub uszkodzeń naczyń jelitowych. Jelito wprowadza się z powrotem do jamy otrzewnej bez skręcania, aby zapobiec niedokrwieniu lub niedrożności mechanicznej, a nacięcie brzucha zamyka się za pomocą dwuwarstwowego szwu ciągłego z niewchłanialnej nici poliamidowej 5/0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy).</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Po zakończeniu procedury umieść zwierzę pod lampą grzewczą i obserwuj je do czasu wybudzenia z narkozy. Umieść mysz z powrotem w klatce i zapewnij dostęp do wody oraz pokarmu. Ze względu na właściwości opioidów wpływające na perystaltykę, w wodzie pitnej stosujemy okołozabiegowe leki przeciwbólowe z grupy NLPZ (na przykład metamizol).</li>
</ol>
4. Badania funkcjonalne 24 h po IM
<ol class="lalpha">
	<li>Tranzyt żołądkowo-jelitowy (GIT)
	<ol>
		<li>Zlewożądź myszy lekko izofluranem w tlenie 22,5 h po IM. Ostrożnie wyprość głowę myszy i wyciągnij język za pomocą pęsety tępym końcem. Napełnij strzykawkę 1 ml co najmniej 100 μl dekstranu znakowanego fluoresceiną (FITC-dextran, 70,000 MW, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Niemcy), podłącz ją do cewnika tętniczego (Vygon, Ecouen, Francja) i ostrożnie wprowadź cewnik do żołądka jako zgłębnik żołądkowy.</li>
		<li>Szybko wstrzyknij 100 μl FITC-dextran i wyciągnij cewnik. Pozwól zwierzęciu się obudzić i odczekaj 90 min. W tym czasie myszy mają dostęp do pokarmu i wody.</li>
		<li>Przygotuj piętnaście probówek wirówkowych o pojemności 2 ml i ponumeruj je kolejno.</li>
		<li>Uśmierć myszy 90 min po zgłębnikowaniu i usuń cały trakt żołądkowo-jelitowy od żołądka do odbytnicy. Umieść jelito na podkładce polistyrenowej, unikając jego rozciągania. UWAGA: Kluczowe jest delikatne usuwanie jelita, aby uniknąć przemieszczenia płynnego FITC-dextrane do sąsiedniego segmentu. Na początku pomocne może być użycie klipsów na początku i na końcu każdego segmentu.</li>
		<li>Zmierz całkowitą długość jelita cienkiego i całkowitą długość okrężnicy. Podziel jelito cienkie na 10 segmentów o równej długości, przypinając je do podkładki polistyrenowej za pomocą kaniul. Podziel okrężnicę na 3 segmenty. W ten sposób przygotowano 15 segmentów (żołądek nr 1), dziesięć równych segmentów jelita cienkiego (nr 2-11), kątnicę (nr 12) oraz trzy równy segmenty okrężnicy (nr 13-15).</li>
		<li>Przetnij jelito w zaznaczonych miejscach, chwyć je pęsetą i wypłucz raz 1,0 ml KHB do wcześniej przygotowanych probówek o pojemności 2,0 ml zawierających KHB, a następnie energicznie mieszaj w wirówce typu vortex przez 20 s. Żołądek i kątnicę umieść bezpośrednio w przygotowanych probówkach i przetnij. Napełnij te probówki 1,0 ml KHB, wypłukując w ten sposób pozostałości treści światła jelita z nożyczek do probówek.</li>
		<li>Wiruj próbki przy 12,000 rcf przez 5 min w temperaturze pokojowej w wirówce stołowej. Podczas wirowania przygotuj kolejne 15 ponumerowanych probówek o pojemności 1,5 ml.</li>
		<li>Przenieś klarowne nadytrawki do nowych probówek 1,5 ml i przechowuj w ciemności w temperaturze 4 °C do momentu analizy (następny krok). Próbki mogą być przechowywane przez kilka dni w 4 °C bez znaczącej utraty sygnału FITC. W przypadku dłuższego przechowywania dodaj 0,09% azydku sodu lub przechowuj w temperaturze &lt; -18 °C.</li>
		<li>Nanieś pipetą podwójne serie próbek po 100 μl nadytrawek na czarną płytkę 96-dołkową (Greiner Bio One, Frickenhausen, Niemcy). Nanieś dwie próbki KHB po 100 μl jako próbę ślepą.</li>
		<li>Odczytaj płytkę w czytniku fluorescencji (Safire, Tecan, Crailsheim, Niemcy) i zmierz fluorescencję przy długości fali 494 nm (absorpcja) / 521 nm (emisja). Odejmij wartości próby ślepej od próbek.</li>
		<li>Oblicz geometryczne centrum (GC) rozkładu FITC-dextran, które w rzeczywistości jest środkiem ciężkości rozkładu markera, korzystając z następującego wzoru: GC = ∑ (% całkowitego sygnału fluorescencji na segment * numer segmentu) / 100</li>
	</ol>
	 Uwaga: Poprzez pomnożenie procentu fluorescencji każdego segmentu przez jego numer, ocenia się średnią ważoną rozkładu markera w jelicie. Punkt ten jest zależny zarówno od rozkładu, jak i od dystansu przebytego przez marker, ale nie zakłada żadnego konkretnego rozkładu podstawowego.7 Obliczona wartość GC jest często przedstawiana w połączeniu z wykresem obrazującym rozkład FITC dextran w obrębie traktu żołądkowo-jelitowego (Rysunek 1A). </li>
	<li>Tranzyt okrężniczy
	<ol>
		<li>Myszy należy lekko znieczulić izofluranem 2 % w tlenie. OSTROŻNIE: Należy upewnić się, że zwierzę obudzi się w ciągu 40 s.</li>
		<li>Ostrożnie sprawdź drożność okrężnicy, wprowadzając sondę przetoki (metalowy pręt o średnicy 2 mm) przez odbyt do okrężnicy.</li>
		<li>Za pomocą sondy przetoki wprowadź szklaną kulkę o średnicy 2 mm na odległość 3 cm do okrężnicy i natychmiast wyjmij sondę. Umieść mysz w przezroczystej klatce i rozpocznij pomiar czasu od momentu wyjęcia sondy przetoki z okrężnicy. Obserwuj mysz i zatrzymaj czas bezpośrednio po wydaleniu szklanej kulki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Analiza histochemiczna wyizolowanych preparatów ME
<ol>
	<li>Odcinki środkowej części jelita czczego są wycinane z jelita i zanurzane w zimnym KHB w naczyniu wypełnionym Sylgardem.</li>
	<li>Krezkę przypina się do naczynia za pomocą igieł entomologicznych 0,2 mm (Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy).</li>
	<li>Należy rozciąć odcinek wzdłuż krawędzi krezkowej i rozciągnąć go do około 120% jego długości i szerokości. Mocowanie należy zakończyć za pomocą igieł entomologicznych po przeciwnej stronie krezki. Naczynie z sylgardem należy ostrożnie wypłukać świeżym, lodowatym KHB, usuwając w ten sposób całą zawartość światła jelita. 
	ME można teraz mechanicznie oddzielić od tunica mucosa, zaczynając od krezki. Podczas przygotowania należy kilka razy wymienić świeży, schłodzony KHB.</li>
	<li>Oddzieloną tunica mucosa można zamrozić szokowo w ciekłym azocie do dalszych analiz lub usunąć.</li>
	<li>Izolowany preparat ME (whole mount) należy utrwalić w 100% etanolu przez 10 min w temperaturze pokojowej. 
	Preparat należy przemyć trzy razy schłodzonym KHB. Uwaga: po przetestowaniu kompatybilności z dalszą analizą można zastosować inne utrwalacze (np. 4% formaldehyd, kwas octowy, aceton).</li>
	<li>Preparaty ME (whole mount) są gotowe do dalszego barwienia histochemicznego lub immunohistochemicznego:</li>
</ol>
<ol class="lalpha">
	<li>Histochemia: barwienie na mieloperoksydazę (MPO) 
	Infiltrację PMN można ocenić, stosując następujący protokół barwienia na MPO.
	<ol>
		<li>Rozpuścić 10 mg odczynnika Hankera-Yatesa (Polyscience Europe, Eppelheim, Niemcy) w 10 ml KHB i dodać 100 μl 3% H2O2. Roztwór należy przygotować bezpośrednio przed użyciem i nie używać ponownie.</li>
		<li>Inkubować preparaty całe przez 10 min w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Obficie płukać preparaty zimnym KHB, a następnie inkubować przez 10 min.</li>
		<li>Zamontować preparaty w wodnym medium montażowym (Aquatek, Merck, Darmstadt, Niemcy). Po wysuszeniu przez 2 h analizować preparaty pod mikroskopem świetlnym.</li>
		<li>Policzyć liczbę komórek w 5 losowo wybranych polach i obliczyć wartość jako liczba komórek MPO-dodatnich / mm2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie immunohistochemiczne: 
	Analogicznie do histochemicznego barwienia na MPO, można przeprowadzić barwienia immunohistochemiczne preparatów całych. Co do zasady, ustalone protokoły barwienia immunohistochemicznego kultur komórkowych lub skrawków tkanek można łatwo zaadaptować do barwienia preparatów całych. Zaleca się jednak optymalizację procedury dla konkretnych przeciwciał.
	<ol>
		<li>Pokroić preparaty na kawałki o wymiarach 5 x 5 mm i przeprowadzić barwienie w okrągłych probówkach wirówkowych o pojemności 2,0 ml w ~150 μl - 200 μl roztworu przeciwciał.</li>
		<li>Procedurę fixacji i blokowania (np. 3% BSA w PBS przez 1 h w temperaturze pokojowej) można przeprowadzić w naczyniu typu „sylgard dish”.</li>
		<li>Etapy płukania w PBS lub innych buforach można przeprowadzić w płytkach 12-dołkowych.</li>
		<li>Przenosić preparaty ostrożnie za pomocą ostrej pincety między probówkami do barwienia a płytkami do płukania.</li>
		<li>Po końcowej procedurze płukania zamontować preparaty w medium montażowym zapobiegającym blaknięciu z zastosowaniem szkiełek nakrywkowych i analizować pod mikroskopem fluorescencyjnym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Hodowla organowa ME
<ol>
	<li>Cały jelito cienkie zostaje wycięte 24 h po IM i umieszczone w zimnym KHB zawierającym 200 U/ml penicyliny G i 100 μg/ml streptomycyny (KHB + P/S).</li>
	<li>Przeciąć jelito na odcinki o długości 3 cm i przypiąć każdy segment do szklanego naczynia z Sylgardem.</li>
	<li>Usunąć krezkę za pomocą precyzyjnych nożyczek i nasunąć jelito na drut dziewiarski.</li>
	<li>Ostrożnie naciąć ME ostrym pęsetą i oddzielić od błony podśluzowej za pomocą wilgotnego aplikatora bawełnianego. Tunica mucosa pozostaje na drucie dziewiarskim i może zostać zamrożona w sposób gwałtowny do dalszych badań. ME zbiera się do zimnego KHB + P/S.</li>
	<li>Przeciąć wyizolowane paski ME na małe kawałki o długości 2 - 4 mm i inkubować w lodowatym KHB + P/S przez pół godziny, a następnie kilkakrotnie wypłukać próbkę.</li>
	<li>Przenieść około 50-60 mg ME (co najmniej połowę ME z jednego jelita cienkiego) do sterylnej płytki 24-dołkowej zawierającej 500 μl modyfikowanej pożywki Eagle'a Dulbecco (DMEM).</li>
	<li>Inkubować w temperaturze 37 °C i 5 % CO2 przez dodatkowe 24 h.</li>
	<li>Sprawdzić hodowle komórkowe pod mikroskopem pod kątem kontaminacji bakteryjnej lub grzybiczej.</li>
	<li>Zebrać nadsącz, wirować przez 5 min przy 1 000 rcf i zamrozić gwałtownie w ciekłym azocie. W międzyczasie osuszyć tkankę mięśniową na czystej chusteczce przez 30 s i zważyć.</li>
	<li>Nadsącze można wykorzystać do późniejszej analizy wydzielonych cytokin (IL-6) metodą ELISA lub innych metabolitów (i.e. azotynów) w nadsączu zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
	<li>Znormalizować zmierzone stężenia w przeliczeniu na masę tkanki ME.</li>
</ol>
7. Reprezentatywne wyniki
<ol>
	<li>Badania funkcjonalne 
	Najważniejszym parametrem służącym do oceny nasilenia POI jest badanie GIT in vivo. Rycina 1A przedstawia typowy rozkład dekstranu FITC wzdłuż przewodu pokarmowego u nieleczonych kontroli oraz u myszy po manipulacjach jelitowych 24 h po operacji. Zwierzęta z grupy „operacji pozorowanej” wykazały prawidłowy stan GIT z obliczonym centrum geometrycznym (GC) w kątnicy, podczas gdy IM doprowadziły do znacznego opóźnienia przesuwania treści w GIT w proksymalnej części jelita czczego (Rycina 1B) 
	Motorykę okrężnicy badano osobno poprzez pomiar czasu wydalenia szklanej kuleczki o średnicy 2 mm. Myszy po operacji pozorowanej wykazały czas wydalenia wynoszący 48–200 s, natomiast IM doprowadziły do wydłużenia czasu wydalenia do 470–775 s (Rycina 1C).</li>
	<li>Badania morfologiczne 
	Aby opisać zakres stanu zapalnego w obrębie ME, przeanalizowano kilka fenotypów leukocytów przy użyciu histochemii lub immunohistochemii. Na rycinach 2A+B zaobserwowano niską obecność PMN u zwierząt po „operacji pozorowanej” (39±7 komórek/mm2). IM jelita cienkiego doprowadziły do silnej infiltracji PMN (660±86 komórek/mm2) w porównaniu z myszami po operacji pozorowanej</li>
	<li>Kultura organowa ME 
	Wiele mediatorów zapalnych uwalnianych z komórek jest trudnych do wykrycia w lizatach tkankowych. Kultury organowe umożliwiają detekcję uwalnianych mediatorów w supernatancie hodowlanym. Reprezentatywnym mediatorem w POI jest NO, który jest głównym inhibitoryjnym neurotransmiterem w przewodzie pokarmowym.5 
	NO nie udało się wykryć w supernatantach kultur organowych ME nieoperowanych zwierząt kontrolnych (5±6 μM/ 24 hr /mg tkanki). U myszy po operacji pozorowanej (laparotomii) zaobserwowano podstawowe poziomy NO wynoszące 53±36 μM/ 24 hr /mg tkanki. Kultury ME myszy po manipulacjach jelitowych (pobrane 24 h po operacji) produkują znacznie więcej NO (2254±853 μM/ 24 hr /mg tkanki) w ciągu 24 h kultury organowej ME (Rycina 3).</li>
</ol>
<img alt="Graficzna analiza danych; wykres fluorescencji, wykresy pudełkowe, pomiar pasażu jelita grubego, wyniki statystyczne." src="/files/ftp_upload/4086/4086fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Wpływ IM na GIT (A+B) i pasaż jelita grubego (C). GIT mierzono jako procent nieabsorbowalnego dekstranu znakowanego fluoresceiną w 15 odcinkach przewodu pokarmowego – żołądku (Sto), jelicie cienkim (SI 1-9), kątnicy (Cec) i jelicie grubym (Co) – 90 min po podaniu doustnym. Pasaż jelita grubego mierzono jako czas od wyciągnięcia sondy z przetoki do wydalenia szklanego koralika o średnicy 2 mm. (A) Rozkład w przewodzie pokarmowym izotiocyjanianu fluoresceiny-dekstranu po operacji pozorowanej (sham) lub IM. U zwierząt w grupie sham większość znacznika znajduje się w kątnicy lub proksymalnej części jelita grubego w porównaniu z lokalizacją w proksymalnej części jelita czczego u zwierząt poddanych manipulacji. Linie przerywane wskazują obliczony GC. (B) Obliczenie GC wykazało wydłużony czas pasażu w przewodzie pokarmowym po IM. (C) Czas pasażu jelita grubego wykazał istotne opóźnienie u myszy IM w porównaniu ze zwierzętami w grupie sham. GC dla 15 odcinków jelita przedstawiono jako średnią (n=5). Czasy pasażu jelita grubego przedstawiono jako średnią wraz ze wszystkimi wartościami indywidualnymi (n=6). *** = p&lt;0.001, test t Studenta.
<img alt="Porównanie stanu zapalnego tkanek, obrazy immunohistochemiczne, analiza wykresu pudełkowego liczby komórek MPO." src="/files/ftp_upload/4086/4086fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Wykrywanie komórek pozytywnych pod kątem MPO w obrębie ME jelita cienkiego. (A) Całe preparaty ME barwiono odczynnikiem Hankera Yatesa w celu wykrycia PMN pozytywnych pod kątem MPO 24 h po laparotomii (grupa pozorowana) lub procedurze IM. (B) Ilościowe oznaczenie komórek pozytywnych pod kątem MPO w 5 losowo wybranych polach na mysz. n= 6 zwierząt na grupę. *** = p&lt;0.001, test t Studenta.
<img alt="Wykres pudełkowy stężenia NO; porównanie grup Control, Sham i IM; zaznaczono istotność statystyczną." src="/files/ftp_upload/4086/4086fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Produkcja NO w supernatantach kultur ME. Próbki mięśni od kontrolnych myszy nieoperowanych, myszy poddanych operacji pozorowanej (sham) oraz myszy z IM pobrano 24 h po operacji i inkubowano przez 24 h. U myszy nieleczonych stwierdzono jedynie bardzo niską podstawową produkcję NO. Po laparotomii uwalnianie NO wzrosło, nie stwierdzając jednak istotnych różnic między grupą kontrolną a myszami po operacji pozorowanej. 24 h po IM produkcja NO gwałtownie wzrosła w porównaniu z myszami nieleczonymi lub po operacji pozorowanej. n= 5 zwierząt na grupę. *** = p&lt;0.001, jednoczynnikowa ANOVA.

<ol><li>Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+macrophage+function+prevents+intestinal+inflammation+and+postoperative+ileus+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents.</a> Gut. 56, 176-185 (2007).</li>
<li>Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocytes+of+the+intestinal+muscularis%3A+their+phenotype+and+isolation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation.</a> J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).</li>
<li>Kehlet, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postoperative+ileus%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Postoperative ileus.</a> Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).</li>
<li>Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+IL-6+within+the+rodent+intestinal+muscularis+after+intestinal+surgical+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress.</a> Surgery. 137, 436-446 (2005).</li>
<li>Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+inducible+nitric+oxide+synthase+in+postoperative+intestinal+smooth+muscle+dysfunction+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents.</a> Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).</li>
<li>Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Economic+burden+of+postoperative+ileus+associated+with+colectomy+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Manag.+Care+Pharm%22%5BJournal%5D)">Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States.</a> J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).</li>
<li>Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accurate+measurement+of+intestinal+transit+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Accurate measurement of intestinal transit in the rat.</a> J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).</li>
<li>Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+manipulation+of+the+gut+elicits+an+intestinal+muscularis+inflammatory+response+resulting+in+postsurgical+ileus%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus.</a> Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).</li>
<li>Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+p38+mitogen-activated+protein+kinase+pathway+as+prophylaxis+of+postoperative+ileus+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice.</a> Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).</li>
<li>Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Gut+is+not+only+the+Target+but+a+Source+of+Inflammatory+Mediators+Inhibiting+Gastrointestinal+Motility+During+Sepsis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Physiol.+Biochem%22%5BJournal%5D)">The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis.</a> Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).</li>
<li>Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+jejunal+manipulation+causes+postoperative+pan-enteric+inflammation+and+dysmotility%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility.</a> Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).</li>
<li>Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T+helper+type+1+memory+cells+disseminate+postoperative+ileus+over+the+entire+intestinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Med%22%5BJournal%5D)">T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract.</a> Nat. Med. , (2010).</li>
<li>Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+interleukin+10+in+murine+postoperative+ileus%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus.</a> Gut. 58, 648-660 (2009).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano konfliktów interesów.

Badanie porównawcze analizujące różne stopnie IM (ewisceracja jelita cienkiego przez 10 min versus delikatna inspekcja jelita cienkiego przy użyciu dwóch aplikatorów watnych versus IM z ewakuacją treści jelita cienkiego do kątnicy) wykazało korelację między zakresem manipulacji chirurgicznych a POI. W porównaniu z pozostałymi grupami, w przypadku IM odnotowano najwyższą liczbę leukocytów w ME (PNMs, makrofagi i komórki tuczne), co skutkowało przedłużonym i ciężkim przebiegiem POI.8.
<p class="jove_content"...

<table><tbody><tr><td>Ethilon 5/0</td><td>Ethicon</td><td>1666H</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory bawełniane</td><td>MaiMed</td><td>71010</td><td></td></tr><tr><td>cewnik tętniczy</td><td>Vygon</td><td>115-798</td><td></td></tr><tr><td>płytka 96-dołkowa (czarna)</td><td>Greiner Bio One</td><td>655096</td><td></td></tr><tr><td>szklana kulka (średnica 2 mm)</td><td>Worf</td><td>dostępna na zapytanie</td><td></td></tr><tr><td>Szpilki entomologiczne</td><td>Fine Science Tools</td><td>26000-25</td><td></td></tr><tr><td>Odczynnik Hankera-Yatesa</td><td>Polyscience</td><td>560694</td><td></td></tr><tr><td>Aquatek</td><td>Merck</td><td>HC109850</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Lonza</td><td>BE12-604 F</td><td></td></tr><tr><td>FITC-dekstran (MW 70000)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>46945-500MG-F</td><td></td></tr></tbody></table>

funkcjonalna ocena motywności jelit i stanu zapalnego ściany jelita u gryzoni: analizy w zestandaryzowanym modelu manipulacji jelitowej

Functional Assessment of Intestinal Motility and Gut Wall Inflammation in Rodents: Analyses in a Standardized Model of Intestinal Manipulation

Stan zapalny przewodu pokarmowego jest częstą przyczyną wielu chorób ludzi. Modele badawcze na zwierzętach są kluczowe w badaniu złożonych mechanizmów komórkowych i molekularnych patologii jelit. Choć w wielu chorobach zapalnych organem zainteresowania jest często błona śluzowa (tunica mucosa), ostatnie prace wykazały, że błona mięśniowa zewnętrzna (muscularis externa, ME) jest również organem o wysokiej kompetencji immunologicznej, w którym znajduje się gęsta sieć rezydujących immunocytów.1,2 Badania te przeprowadzono w znormalizowanym modelu manipulacji jelitowej (IM), która prowadzi do stanu zapalnego ściany jelit, ograniczonego głównie do ME. Klinicznie zapalenie to prowadzi do przedłużonej dysmotoryki jelit, znanej jako popيoperacyjny porażenie jelit (POI), które jest częstym i nieuniknionym powikłaniem po operacjach jamy brzusznej.3 Stan zapalny charakteryzuje się uwalnianiem mediatorów prozapalnych, takich jak IL-64 lub IL-1β, oraz hamujących neuroprzekaźników, takich jak tlenek azotu (NO).5 Następnie do ME przenika ogromna liczba immunocytów, z dominacją neutrofili wielojądrzastych (PMN) oraz monocytów, co w konsekwencji utrzymuje POI.2 Trwający wiele dni paraliż jelit prowadzi do zwiększonego ryzyka aspiracji, translokacji bakteryjnej i powikłań infekcyjnych, włącznie z sepsą i niewydolnością wielonarządową, generując wysokie obciążenie ekonomiczne.6
W niniejszym manuskrypcie prezentujemy zestandaryzowany model IM oraz ocenę in vivo pasażu żołądkowo-jelitowego (GIT) i pasażu jelita grubego. Ponadto demonstrujemy metodę oddzielania ME od tunica mucosa, a następnie analizę immunologiczną, która jest kluczowa dla rozróżnienia odpowiedzi zapalnych w tych dwóch wysoce immunoaktywnych przedziałach ściany jelita. Wszystkie analizy można łatwo przenieść na dowolne inne modele badawcze dotyczące funkcji przewodu pokarmowego.

Pooperacyjny niedrożność jelit (POI) jest powikłaniem operacji w obrębie jamy brzusznej, prowadzącym do zwiększonej zachorowalności i przedłużonego pobytu w szpitalu. Ze względu na brak strategii profilaktycznych lub terapeutycznych konieczne są intensywne badania. W związku z tym opracowaliśmy zstandaryzowany i wykonalny model mysi, aby zbadać patofizjologię POI oraz przestudiować potencjalne opcje terapeutyczne.

Funkcjonalna ocena motywności jelit i stanu zapalnego ściany jelita u gryzoni: analizy w zestandaryzowanym modelu manipulacji jelitowej

Zapalenie przewodu pokarmowego jest częstą przyczyną wielu chorób u ludzi. Modele badawcze na zwierzętach są kluczowe w badaniu...

Ogólnym celem następujących eksperymentów jest przeprowadzenie manipulacji jelitowej w celu zbadania powstawania i ustępowania się pozabiegowego porażenia jelit w modelu gryzoni; osiąga się to poprzez standaryzowaną manipulację jelitem cienkim pomiędzy dwoma wilgotnymi aplikatorami bawełnianymi. Następnie analizowany jest pasaż żołądkowo-jelitowy i okrężniczy w celu pomiaru motoryki pozabiegowej. W dalszej kolejności przeprowadzana jest analiza histochemiczna i hodowla organowa warstwy mięśniowej jelita cienkiego (muscularis externa), aby zbadać poziom stanu zapalnego.Uzyskane wyniki wykazują silną infiltrację granulocytów neutrofilnych do błony śluzowej oraz nadmierną produkcję tlenku azotu w kulturach błony śluzowej, co skutkuje wydłużeniem czasu pasażu żołądkowo-jelitowego i jelita grubego. Ta metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące rozwoju i rozwiązywania problemu pooperacyjnego niedrożności jelit oraz w badaniu potencjalnej profilaktyki lub terapii. Procedurę zademonstruje Mario Lewison, technik z naszego laboratorium. Po podaniu 0,8 do 1% isofluranu w tlenie samcowi myszy, umieść zwierzę w pozycji na plecach i użyj taśmy klejącej do unieruchomienia kończyn.Użyj lekkiego bodźca bólowego, aby sprawdzić głębokość sedacji. Następnie wykonaj laparotomię pośrodkową o długości dwóch centymetrów. Dalej, wprowadź dwa sterylne rozwieraki, aby utrzymać jamę brzuszną otwartą, a następnie ostrożnie wysuń jelito cienkie na lewą stronę i umieść je na wilgotnej gazie bawełnianej.Używając dwóch zwilżonych aplikatorów watnych, opróżnij treść światła całego jelita cienkiego, jednocześnie przesuwając aplikatory od pori do kątnicy. Wprowadź jelito z powrotem do jamy otrzewnej, dbając o to, aby go nie skręcić, co zapobiegnie niedokrwieniu lub niedrożności mechanicznej, a następnie użyj dwóch warstw ciągłych szwów niewchłanialnych z poliamidu 5.0. Zamknij nacięcie brzuszne.Umieścić zwierzę pod lampą grzewczą i monitorować je do czasu wybudzenia z narkozy. Następnie umieścić mysz z powrotem w klatce i zapewnić jej dostęp do pożywienia i wody. Następnego dnia.Po pełnym znieczuleniu myszy, ostrożnie odchyl głowę do tyłu i za pomocą tępych pęsety wysuń język. Napełnij strzykawkę o objętości 1 ml co najmniej 100 µl dekstranu znakowanego fluoresceiną. Podłącz ją do cewnika tętniczego i ostrożnie wprowadź cewnik do żołądka jako zgłębnik żołądkowy. Szybko wstrzyknij 100 µl dekstranu FITC i wyjmij cewnik.Pozwól zwierzęciu odzyskać przytomność i odczekaj 90 minut. Po upływie 90 minut uśmierć mysz i wyjmij cały przewód pokarmowy, od żołądka do odbytu. Umieść jelito na podkładce polistyrenowej, unikając jego rozciągania.Następnie zmierz pełną długość jelita cienkiego oraz jelita grubego. Użyj kaniul, aby przymocować jelita do podkładki polistyrenowej. Podziel jelito cienkie na 10 równych segmentów, a jelito grube na trzy równe segmenty.Po przecięciu jelita w wyznaczonych miejscach, przepłucz sekcje raz jednym mililitrem buforu Krebsa-Heringa-Hurelewicza (KHB). Przenieś sekcje do kolejno oznakowanych probówek o pojemności dwóch mililitrów i energicznie wymieszaj w wstrząsarce wirowej. Następnie przenieś nadnadsadczyna do czystych, ponumerowanych probówek o pojemności 1,5 mililitra.Przechowywać w temperaturze czterech stopni Celsius w ciemności do momentu analizy. Następnie pipetować. Przenieść podwójne alikwoty po 100 µL każdego supernatantu do czarnej płytki 96-dołkowej i odczytać płytkę za pomocą czytnika fluorescencji w celu sprawdzenia czasu pasażu jelita grubego po cotygodniowym znieczuleniu zwierzęcia.Dokładnie sprawdź drożność jelita grubego poprzez wprowadzenie fistuły. Za pomocą zgłębnika przeprowadź badanie przez odbyt do jelita grubego. Wprowadź szklaną kulkę o średnicy 2 mm na głębokość 3 cm do jelita grubego, a następnie wyjmij zgłębnik.Natychmiast uruchom stoper. Umieść mysz w przezroczystej klatce i monitoruj ją przez czas potrzebny na wydalenie kulek kałowych. Do analizy histochemicznej próbek z części środkowej jelita.Po wycięciu fragmentów tkanki jelita i zanurzeniu ich w zimnym KHB w naczyniu wypełnionym silikonem, należy przymocować krezkę do naczynia za pomocą igieł entomologicznych. Przeciąć fragmenty wzdłuż brzegu krezki i rozciągnąć tkankę do 120% jej długości i szerokości. Tkankę należy zabezpieczyć igłami, zaczynając od krezki. Mechanicznie.Oddziel warstwę mięśniową zewnętrzną (muscularis externa) od błony śluzowej (tunica mucosa). Utrwal i zabarw próbki zgodnie z opisową częścią niniejszego protokołu hodowli. Warstwa mięśniowa.24 godziny po zabiegu manipulacji jelitowej należy wyciąć cały jelito cienkie i umieścić je w zimnym roztworze KHB zawierającym penicylinę G i streptomycynę. Jelito należy pociąć na odcinki o długości trzech centymetrów, a każdy segment przypiąć do szklanej płytki pokrytej silikonem za pomocą cienkich nożyczek. Następnie należy usunąć krezkę i nasunąć jelito na igłę typu nodding needle, używając ostrych pęsety.Delikatnie naciąć błonę śluzową (ME) za pomocą zwilżonego aplikatora bawełnianego. Oddzielić ją od błony podśluzowej i umieścić w zimnym KHB z dodatkiem Ps. Następnie pociąć paski ME na kawałki o długości od dwóch do czterech milimetrów i inkubować w lodowatym KHB z dodatkiem PS przez 30 minut. Przepłukać preparat kilkakrotnie.Następnie przenieś około 50 do 60 miligramów materiału do sterylnej płytki 24-dołkowej zawierającej 500 µL DMEM. Inkubuj tkankę w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 24 godziny. Zbierz nadsącz i odwiruj przy 1000 RCF przez pięć minut.Następnie należy szybko zamrozić tkankę w ciekłym azocie w celu oznaczenia poziomu cytokin lub tlenku azotu. Na koniec, osuszając tkankę mięśniową czystą chusteczką papierową przez 30 sekund, należy ją zważyć. Najważniejszym parametrem służącym do oceny stopnia nasilenia pooperacyjnego porażenia jelit jest badanie pasażu żołądkowo-jelitowego (GIT) in vivo.Rysunek ten przedstawia typowy rozkład dekstranu FITC wzdłuż przewodu pokarmowego u nieleczonych kontroli oraz u myszy z manipulacjami jelitowymi 24 godziny po operacji. Jak pokazano tutaj, u zwierząt poddanych operacji pozorowanej stwierdzono prawidłowy pasaż w przewodzie pokarmowym z wyliczonym środkiem geometrycznym w kątnicy. Podczas gdy Im doprowadziło do znacznego opóźnienia pasażu w bliższym odcinku jelita czczego, w analizie motoryki okrężnicy z użyciem szklanej kulki, myszy po operacji pozorowanej wydaliły kulkę w czasie od 48 do 200 sekund, a Im wydłużyło czas wydalania do 470–775 sekund w celu pomiaru stanu zapalnego.W obrębie ME poziomy leukocytów analizowano za pomocą histochemii lub immunohistochemii, jak pokazano tutaj. U myszy kontrolnych zaobserwowano nieliczne neutrofile wielojądrzaste, jednakże zapalenie jelita cienkiego doprowadziło do ich silnej infiltracji. Wiele mediatorów zapalnych uwalnianych z komórek jest trudnych do wykrycia w tkance.Lizaty kultur organowych umożliwiają wykrycie markerów stanu zapalnego w kulturze. Reprezentatywnym mediatorem w POI jest tlenek azotu, czyli NO, który jest głównym hamującym neuroprzekaźnikiem w przewodzie pokarmowym. Rysunek ten pokazuje, że NO nie zostało wykryte w me.W hodowlach organów, w nadsączach z grupy kontrolnej oraz u myszy poddanych operacji pozorowanej zaobserwowano podstawowe poziomy nno. Jednakże hodowle pochodzące od myszy z manipulacją jelitową produkują znacznie więcej nno po 24-godzinnej inkubacji. Po opanowaniu ta technika manipulacji jelitowej może zostać wykonana w ciągu 15 minut, jeśli jest przeprowadzana prawidłowo.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, w jaki sposób wywołać pozabiegowy porażenie jelit u myszy oraz jak analizować stopień jego nasilenia.

functional-assessment-intestinal-motility-gut-wall-inflammation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ocena funkcjonalna ruchliwości jelit i stanu zapalnego ściany jelita u gryzoni: analizy w zstandaryzowanym modelu manipulacji jelitowymi

Ocena motoryki okrężnicy w dystalnej części jelita grubego świnki morskiej przy użyciu monitora motoryki przewodu pokarmowego (Gastrointestinal Motility Monitor – GIMM) jest prostym i łatwym do opanowania podejściem do ilościowej oceny motoryki propulsywnej w przewodzie pokarmowym.

Monitor Motoryki Przewodu Pokarmowego (GIMM)

W ciągu ostatnich kilku lat, endoskopy nowej generacji stały się ważnymi diagnostycznymi pomocami badawczymi do oceny mysiego zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego. Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół endoskopowej oceny stanu zapalnego i guzów jelita grubego u myszy, a także nowatorski system punktacji, który wykorzystuje identyfikatory dziesiętne do dokumentowania endoskopowego nasilenia zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego.

Elastyczna kolonoskopia u myszy w celu oceny ciężkości zapalenia jelita grubego i guzów jelita grubego przy użyciu zwalidowanego systemu punktacji endoskopowej

Opisujemy metody długotrwałego monitorowania skuteczności terapii w leczeniu patologii jelita grubego u myszy za pomocą sztywnego endoskopu. Protokół ten może być z łatwością wykorzystany do scharakteryzowania odpowiedzi terapeutycznej pojedynczego guza u żywych myszy, a także do monitorowania potencjalnego nawrotu choroby.

Nieinwazyjna ocena skuteczności nowych terapii patologii jelitowych za pomocą seryjnego obrazowania endoskopowego żywych myszy

Ten protokół opisuje użycie wyciętych preparatów tkanki jelitowej lub "worków jelitowych" jako modelu ex vivo funkcji bariery jelitowej. Model ten może być stosowany do oceny integralności zarówno bariery nabłonkowej, jak i warstwy żelu śluzowego w określonych miejscach jelitowych w zwierzęcych modelach chorób układu pokarmowego.

Ex vivo Pęcherzyki jelitowe do oceny przepuszczalności błony śluzowej w modelach chorób przewodu pokarmowego

Ten artykuł opisuje technikę obrazowania wideo i mapowanie czasoprzestrzenne o wysokiej rozdzielczości w celu identyfikacji zmian w neuronalnej regulacji ruchliwości okrężnicy u dorosłych myszy. Subtelny wpływ na czynność przewodu pokarmowego (GI) można wykryć przy użyciu tego podejścia w izolowanych preparatach tkankowych, aby pogłębić naszą wiedzę na temat chorób przewodu pokarmowego.

Obrazowanie wideo i mapy czasoprzestrzenne do analizy motoryki przewodu pokarmowego u myszy

Obecne metody leczenia chorób zapalnych jelit (IBD) mają na celu złagodzenie objawów choroby, ale mogą powodować poważne skutki uboczne. W związku z tym badane są alternatywne strategie w modelach zapalenia jelita grubego u zwierząt. W tym miejscu wyjaśniamy, w jaki sposób analizowany jest korzystny wpływ suplementów diety na kliniczne objawy IBD w takim modelu zapalenia jelita grubego.

Analiza korzystnego wpływu suplementów diety na funkcje bariery nabłonkowej jelit podczas eksperymentalnego zapalenia jelita grubego

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia ważnych punktów końcowych i markerów proliferacyjnych uszkodzenia jelita cienkiego i hiperproliferacji kompensacyjnej przy użyciu modelu zapalenia błony śluzowej wywołanego chemioterapią. Demonstrujemy wykrywanie proliferujących komórek za pomocą markera specyficznego dla cyklu komórkowego i przy użyciu masy jelita cienkiego, głębokości krypty i wysokości kosmków jako punktów końcowych.

Ważne punkty końcowe i markery proliferacyjne do oceny uszkodzenia jelita cienkiego i adaptacji przy użyciu mysiego modelu zapalenia błony śluzowej wywołanego chemioterapią

Tutaj podajemy szczegółowy opis procedury wywoływania biopsji szczypanych pod kontrolą kolonoskopii u myszy i śledzenia zamykania ran w czasie rzeczywistym. Dodatkowo przedstawiono metody przygotowania tkanek do analiz histologicznych, immunohistochemicznych i molekularnych łożyska rany.

Wykonywanie biopsji szczyptowych pod kontrolą kolonoskopową u myszy i ocena późniejszych zmian w tkankach

Rozregulowana funkcja bariery nabłonkowej jelit i reakcje immunologiczne są cechami charakterystycznymi nieswoistego zapalenia jelit, które pozostają słabo zbadane z powodu braku modeli fizjologicznych. W tym miejscu opisujemy model pętli jelitowej myszy, który wykorzystuje dobrze unaczyniony i zewnętrzny odcinek jelita do badania przepuszczalności błony śluzowej i rekrutacji leukocytów in vivo.

Funkcjonalna ocena przepuszczalności jelit i migracji przeznabłonkowej neutrofili u myszy przy użyciu standaryzowanego modelu pętli jelitowej

Systematyczne ocenianie stanu zapalnego jelit za pomocą darmowego systemu wspomaganego komputerowo jest potężnym narzędziem do ilościowego porównywania zmian histopatologicznych w modelach zapalenia jelita grubego charakteryzujących się obecnością wrzodów i zmian zapalnych. Ocena wyniku histologicznego zapalenia jelita grubego wzmacnia obserwacje kliniczne i ułatwia interpretację danych.

Systematyczna analiza punktacji zapalenia jelit w modelu zapalenia jelita grubego wywołanego mysim dekstranem sodu

Protokół ten opisuje ilościowy test defekacji u młodych mutantów RAC1/CED-10 Caenorhabditis elegans, oferując prosty model do badania stadij choroby Parkinsona prodromalnej. Przezwycięża ograniczenia innych modeli zwierzęcych i ułatwia testowanie strategii terapeutycznych skierowanych do wczesnej patologii Parkinsona.

Ocena ruchliwości przewodu pokarmowego u mutantów Caenorhabditis elegans RAC1/CED-10 jako narzędzie do badania wczesnej choroby Parkinsona

Poznaj metodę oceny perystaltyki jelit i zapalenia ściany jelita u gryzoni w standaryzowanym modelu manipulacji jelit. Technika ta umożliwia badanie rozwoju i rozwiązania niedrożności pooperacyjnej oraz analizę odpowiedzi immunologicznej w warstwie mięśniowej.

Funkcjonalna ocena motywności jelit i stanu zapalnego ściany jelita u gryzoni: analizy w zestandaryzowanym modelu manipulacji jelitowej

Przeglądaj więcej filmów