Name: Obrazowanie insercji receptora znakowanego pHluoryną do błony plazmatycznej w pierwotnych neuronach myszy hodowanych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 58 s
Description: Poznaj metodę obrazowania insercji receptorów dopaminy D2 do błony plazmatycznej w pierwotnych neuronach myszy. Technika znakowania pHluoryną umożliwia obserwację dynamiki receptorów w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsza praca jest finansowana ze środków startowych The Jackson Laboratory.

1. Przygotowanie hodowli gleju mysiego do kondycjonowania hodowli neuronalnych
<ol>
	<li>Kolb T75 powleka się roztworem kolagenu (rozcieńczenie Purecol w ddH2O w stosunku 1:3). Kolby ustawia się pionowo i pozostawia do wyschnięcia przez noc w dygestorze do hodowli tkankowych.</li>
	<li>Bufor do sekcji (aCSF: 119 mM NaCl, 5 mM KCl, 1 mM MgCl2, 30 mM dekstrozy, 25 mM HEPES, pH 7,4, bez wapnia) oraz pożywkę do gleju (DMEM uzupełniony o 10% FBS, 10 jednostek/ml penicyliny, 10 μg/ml streptomycyny oraz Glutamax) przygotowuje się i przechowuje w temperaturze 4 °C do momentu użycia.</li>
	<li>W dniu hodowli gleju, pożywkę do gleju ogrzewa się przez co najmniej 30 min w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C przed sekcją mózgów myszy. Myszy embrionalne lub noworodkowe uśmierca się poprzez szybką dekapitację. Korę mózgową wycina się pod mikroskopem sekcyjnym.</li>
	<li>Wycięte tkanki mózgowe trawi się w roztworze papainy (100 ml papainy i 20 μl 1% DNase I w 2 ml buforu do sekcji) w temperaturze 37 °C przez 20 min.</li>
	<li>Po trawieniu papainą tkanki mózgowe płucze się 10 ml podgrzanej wcześniej pożywki do gleju. Następnie do strawionych tkanek mózgowych dodaje się świeżą pożywkę do gleju (2 ml), a tkanki homogenizuje się za pomocą wypalanej szklanej pipety Pasteura.</li>
	<li>Do dysocjowanych tkanek dodaje się świeżą pożywkę do gleju (8 ml). Do przefiltrowania zawiesiny dysocjowanych tkanek używa się sitka komórkowego o oczkach 70 μm. Następnie komórki wysiewa się do kolb T75 (zazwyczaj 2-3 embriony mogą zasiać jedną kolbę T75) i umieszcza w inkubatorze do hodowli komórkowych w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Następnego dnia aspiruje się pożywkę z kolb T75. Kolby płucze się 10 ml PBS. Następnie do każdej kolby dodaje się świeżą pożywkę do gleju (10-15 ml).</li>
	<li>W ciągu 10-12 dni glej w kolbach T75 powinien osiągnąć konfluencję. Komórki glejowe płucze się PBS i do każdej kolby T75 dodaje się 5 ml 0,05% trypsyny.</li>
	<li>Po inkubacji z trypsyną w temperaturze 37 °C przez 5 min komórki glejowe zostają zdysocjowane, a następnie komórki glejowe z każdej kolby T75 rozdziela się do dwóch różnych kolb T75 powleczonych kolagenem.</li>
	<li>Inserty hodowlane (Millipore PICM03050) przygotowuje się poprzez umieszczenie ich w płytkach 6-dołkowych, powlekanie kolagenem i suszenie na powietrzu przez noc. Pod każdy insert hodowlany wlewa się pożywkę do gleju (po 2 ml).</li>
	<li>Glej z konfluencyjnych kolb T75 poddaje się trypsynizacji i wysiewa na inserty hodowlane (jedna kolba T75 na płytkę 6-dołkową, po 2 ml na każdy insert). Te inserty z hodowlą gleju będą wykorzystywane do kondycjonowania kultur neuronalnych.</li>
</ol>
2. Hodowla neuronów
<ol>
	<li>Szklane szkiełka podstawowe do hodowli neuronów oczyszcza się poprzez moczenie w 70% HNO3 przez co najmniej jedną noc. Następnie szkiełka przemywa się ddH2O co najmniej 3 razy i suszy w piecu Isotemp (&gt;200 °C) przez noc.</li>
	<li>Oczyszczone szkiełka umieszcza się w płytce 6-dołkowej, po jednym szkiełku na dołek. Szkiełka pokrywa się roztworem poli-L-lizyny (2 ml, 0,1% w 100 mM kwasie borowym, pH = 8,5) przez noc w inkubatorze w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Roztwór poli-L-lizyny usuwa się ze szkiełek, a następnie przemywa się je 3 razy autoklawowaną wodą ddH2O. Szkiełka inkubuje się następnie przez noc w inkubatorze w temperaturze 37 °C w pożywce do wysiewu (Neurobasal uzupełniony o 5% inaktywowaną termicznie surowicą konia, 10 jednostek/ml penicyliny, 10 μg/ml streptomycyny, Glutamax; w dniu użycia do pożywki dodaje się 2% suplementu B27).</li>
	<li>Następnego dnia pożywkę do wysiewu usuwa się i do każdego dołka ze szkiełkiem dodaje 2 ml świeżej pożywki do wysiewu z B-27.</li>
	<li>Ciążne myszy (E15-18) usypia się za pomocą CO2, a zarodki mysie uśmierca przez dekapitację. Hipokamp lub prążkowie wypreparowuje się z tkanki mózgowej i umieszcza w 15 ml probówce stożkowej z lodowatym buforem do dyssekcji, odpowiednio do hodowli neuronów hipokampa lub średnich neuronów kolczastych prążkowia.</li>
	<li>Wypreparowane tkanki mózgowe dysocjuje się papainą, zgodnie z opisem w krokach 1.4) i 1.5).</li>
	<li>Po dysocjacji liczbę komórek w każdej zawiesinie neuronowej zlicza się za pomocą hemocytometru. Neurony wysiewa się następnie na każde szkiełko z gęstością 0,4 x 106 komórek na dołek płytki 6-dołkowej i inkubuje w temperaturze 37 °C przez noc (neurony są w dniu DIV 0).</li>
	<li>Aby przygotować wkłady do hodowli gleju do kondycjonowania hodowli neuronów, usuwa się pożywkę glejową z wkładów i dodaje świeżą pożywkę do wysiewu (2 ml do wkładu i 2 ml pod wkład).</li>
	<li>Następnego dnia (DIV 1) szkiełka z neuronami umieszcza się pod wkładami do hodowli gleju, po jednym szkiełku w każdym dołku.</li>
	<li>Neurony dokarmia się połową objętości świeżej, uprzednio ogrzanej pożywki do karmienia (z B-27) co 3-4 dni, aż będą gotowe do transfekcji i eksperymentów obrazowych.</li>
</ol>
3. Transfekcja
<ol>
	<li>Transfekcję neuronów przeprowadza się przy użyciu Lipofectamine 2000. Dla każdej hodowli neuronów (jedna hodowla na szkiełko podstawowe) stosuje się 2 μl Lipofectamine 2000 oraz 1 μg DNA. Do rozcieńczenia Lipofectamine i DNA wykorzystuje się świeże medium Neurobasal bez dodatków.</li>
	<li>Po zmieszaniu DNA i Lipofectamine inkubuje się je przez 20 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Należy pobrać 1 ml medium z obszaru pod każdym insertem z hodowlą gleju oraz 1 ml z wnętrza każdego insertu, a następnie przenieść medium do probówki stożkowej. Do pobranego medium należy dodać taką samą objętość medium odżywczego z dodatkiem B27 i inkubować w temperaturze 37 °C. Medium to jest wykorzystywane do hodowli neuronów po transfekcji.</li>
	<li>Po 20-minutowej inkubacji Lipofectamine/DNA inserty z hodowlą gleju są na chwilę usuwane z płytek 6-dołkowych. Do każdego szkiełka z neuronami dodaje się 200 μl mieszaniny Lipofectamine/DNA. Następnie inserty z hodowlą gleju są ponownie umieszczane w każdym dołku, nad neuronami. Należy unikać powstawania pęcherzyków powietrza pod membraną insertów hodowlanych. Neurony inkubuje się z mieszaniną Lipofectamine/DNA w temperaturze 37 °C przez 2-4 hr.</li>
	<li>Po 2-4 godzinnym okresie inkubacji inserty z glejem są ponownie usuwane. Medium hodowlane z mieszaniną Lipofectamine/DNA jest usuwane z każdego dołka. Do neuronów dodaje się medium zachowane w kroku 3.3) (2 ml na dołek). Inserty z hodowlą gleju są przywracane do każdego dołka, a następnie medium z glejem jest usuwane z każdego insertu i zastępowane 2 ml medium z kroku 3.3).</li>
	<li>Neurony hoduje się przez kolejne 24-72 hr, aby umożliwić ekspresję transfekowanego cDNA przed przeprowadzeniem obrazowania TIRF tych neuronów.</li>
</ol>
4. Obrazowanie TIRF
<ol>
	<li>Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF: 119 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 30 mM glukozy, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 25 mM HEPES, pH = 7,4) zostanie wykorzystany w eksperymentach z obrazowaniem żywych komórek. Nasz system obrazowania TIRF jest zestawem customowym z laserem cyjanowym o mocy 100 mW do wzbudzenia oraz kamerą z urządzeniem sprzężonym z ładunkiem z mnożnikiem elektronowym (EMCCD) jako detektorem.</li>
	<li>Przed eksperymentami z obrazowaniem aCSF jest ogrzewany w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez co najmniej 30 min. Wkład grzewczy do obrazowania żywych komórek jest umieszczany na stole mikroskopu, a wkład grzewczy, laser i kamera są rozgrzewane przez co najmniej 30 min przed rozpoczęciem eksperymentów z obrazowaniem.</li>
	<li>Kryształek zytransfected neuronami jest montowany w komorze do obrazowania żywych komórek. Po zmontowaniu komory do jej wnętrza wprowadza się uprzednio ogrzany aCSF; krok ten należy wykonać jak najszybciej.</li>
	<li>Po umieszczeniu komory na wkładzie grzewczym na stole mikroskopu,ytransfected neurony są identyfikowane wizualnie w trybie obrazowania epi-fluorescencyjnego.</li>
	<li>Po zidentyfikowaniu zdrowych ytransfected neuronów (patrz Ryciny 1 i 2), zazwyczaj przeprowadzamy 1 min fotowybielania, aby usunąć istniejącą fluorescencję pHluoriny z błony plazmatycznej, ponieważ receptory pHluoriny na błonie plazmatycznej wykazują bardzo wysoki poziom fluorescencji w momencie rozpoczęcia obrazowania TIRF, co utrudnia wizualizację pojedynczych zdarzeń insercji.</li>
	<li>Po fotowybielaniu ustawienie wzmocnienia mnożnika elektronowego w kamerze EMCCD jest ustawiane na maksimum, a rejestracja jest prowadzona przez 1 min z częstotliwością 10 Hz.</li>
	<li>Każda rejestracja będzie zawierać 600 obrazów. Pojedyncze zdarzenia insercji są identyfikowane poprzez odtwarzanie rejestracji w programie ImageJ. Pojedyncze zdarzenia insercji są analizowane ręcznie przy użyciu programu ImageJ.</li>
</ol>
5. Reprezentatywne wyniki
Spójna kultura neuronów jest kluczem do sukcesu eksperymentów z obrazowaniem na żywo. Rysunek 1 przedstawia neurony hipokampa myszy hodowane zgodnie z naszym protokołem od DIV 11 do DIV 18. Z obrazów jasno wynika, że neurony rozwinęły rozbudowane wypustki, a wypustki dendrytyczne są gęsto pokryte kolcami dendrytycznymi, co wskazuje na to, że neurony w kulturze są zdrowe. Nasz protokół hodowli może być stosowany również w przypadku innych typów neuronów w mózgu. Na przykład niedawno wykorzystaliśmy ten protokół do hodowli prążkowiowych neuronów średnio kolczastych w badaniu mającym na celu analizę insercji receptora dopaminy D2 (DRD2) w hodowanych prążkowiowych neuronach średnio kolczastych myszy 9. Rysunek 2 przedstawia prążkowiowe neurony średnio kolczaste myszy hodowane zgodnie z naszym protokołem w DIV 8. Z sukcesem przeprowadziliśmy również obrazowanie TIRF receptorów DRD2 znakowanych superecliptic pHluorin w tym typie neuronów. Rysunek 3 przedstawia ekspresję DRD2 znakowanego pHluorin (pH-DRD2) w neuronie średnio kolczastym oraz wizualizację insercji pH-DRD2 w tym neuronie.
<img alt="Mikroskopowe obrazy wzrostu neuronów; rozwój dendrytów; DIV 11-18; paski skali 50µm, 10µm." src="/files/ftp_upload/4450/4450fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Kultura hipokampa myszy z wykorzystaniem metody hodowli interfejsowej. DIV: dni in vitro, dzień założenia kultury uznaje się za DIV 0. Z obrazów wynika, że neurony hipokampa dojrzewają w tego typu kulturze między DIV 11 a DIV 15. W DIV 11 i 13 dendryty neuronów pokryte są filopodiami i niedojrzałymi kolcami. W DIV 15 i 18 dendryty neuronów pokryte są dużymi kolcami, co wskazuje na bardziej dojrzałe neurony. Panele lewe: obrazy neuronów hipokampa myszy o różnym wieku przy małym powiększeniu. Panele prawe: obrazy przy dużym powiększeniu (zbliżenie na dendryty neuronów z panelu lewego) procesów dendrytycznych z kolcami dendrytycznymi w różnym wieku.
<img alt="Obraz mikroskopowy rozwoju neuronów, MSN DIV 7, pokazujący wzrost dendrytów i wzorce rozgałęzień." src="/files/ftp_upload/4450/4450fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Kultura średnio kolczastych neuronów prążkowia myszy z zastosowaniem metody kultury interfejsowej. Neurony na obrazach znajdują się w dniu DIV 8.
<img alt="Obrazowanie neuronów z użyciem markerów fluorescencyjnych; eksperyment mikroskopowy pokazujący strukturę i dynamikę komórkową." src="/files/ftp_upload/4450/4450fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Mysi średni kolczasty neuron prążkowia przetransfekowany receptorem dopaminy D2 z tagiem super ecliptic pHluorin (pH-DRD2). Obraz po lewej stronie przedstawia projekcję maksymalnej intensywności z rejestracji time-lapse (600 obrazów, 100 msec na obraz). Białe groty strzałek wskazują poszczególne zdarzenia wbudowywania pęcherzyków pH-DRD2. Obraz ten zachowuje informacje o wbudowywaniu w wymiarze x-y, ale traci informacje czasowe. Obraz po prawej stronie przedstawia projekcję maksymalnej intensywności y-t, w której stos x-y-t został obrócony o 90 stopni wokół osi y, a maksymalny piksel z każdej linii osi x został rzutowany na pojedynczy piksel osi y. Obraz ten zachowuje informacje o wbudowywaniu wzdłuż osi y-t, ale traci informacje z osi x.

<ol><li>Thomas, G. M., Hayashi, T., Chiu, S. L., Chen, C. M., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Palmitoylation+by+DHHC5%2F8+targets+GRIP1+to+dendritic+endosomes+to+regulate+AMPA-R+trafficking%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Palmitoylation by DHHC5/8 targets GRIP1 to dendritic endosomes to regulate AMPA-R trafficking.</a> Neuron. 73, 482-496 (2012).</li>
<li>Anggono, V., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+AMPA+receptor+trafficking+and+synaptic%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Regulation of AMPA receptor trafficking and synaptic.</a> Curr. Opin. Neurobiol. , (2012).</li>
<li>Makuch, L., Volk, L., Anggono, V., Johnson, R. C., Yu, Y., Duning, K., Kremerskothen, J., Xia, J., Takamiya, K., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+AMPA+receptor+function+by+the+human+memory-associated+gene+KIBRA%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA.</a> Neuron. 71, 1022-1029 (2011).</li>
<li>Thomas, G. M., Lin, D. T., Nuriya, M., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+bi-directional+regulation+of+AMPA+receptor+phosphorylation+and+trafficking+by+JNK%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Rapid and bi-directional regulation of AMPA receptor phosphorylation and trafficking by JNK.</a> EMBO J. 27, 361-372 (2008).</li>
<li>Lin, D. T., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PICK1+and+phosphorylation+of+the+glutamate+receptor+2+%28GluR2%29+AMPA+receptor+subunit+regulates+GluR2+recycling+after+NMDA+receptor-induced+internalization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">PICK1 and phosphorylation of the glutamate receptor 2 (GluR2) AMPA receptor subunit regulates GluR2 recycling after NMDA receptor-induced internalization.</a> J. Neurosci. 27, 13903-13908 (2007).</li>
<li>Hayashi, T., Rumbaugh, G., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+regulation+of+AMPA+receptor+subunit+trafficking+by+palmitoylation+of+two+distinct+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Differential regulation of AMPA receptor subunit trafficking by palmitoylation of two distinct sites.</a> Neuron. 47, 709-723 (2005).</li>
<li>Lin, D. T., Makino, Y., Sharma, K., Hayashi, T., Neve, R., Takamiya, K., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+AMPA+receptor+extrasynaptic+insertion+by+4.1N%2C+phosphorylation%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Regulation of AMPA receptor extrasynaptic insertion by 4.1N, phosphorylation.</a> 12, 879-887 (2009).</li>
<li>Araki, Y., Lin, D. T., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+membrane+insertion+of+the+AMPA+receptor+GluA2+subunit+is+regulated+by+NSF+binding+and+Q%2FR+editing+of+the+ion+pore%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Plasma membrane insertion of the AMPA receptor GluA2 subunit is regulated by NSF binding and Q/R editing of the ion pore.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 11080-11085 (2010).</li>
<li>Li, Y., Roy, B. D., Wang, W., Zhang, L., Zhang, L. F., Sampson, S. B., Yang, Y. P., Lin, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Two+Functionally+Distinct+Endosomal+Recycling+Pathways+for+Dopamine+D2+Receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Identification of Two Functionally Distinct Endosomal Recycling Pathways for Dopamine D2 Receptor.</a> Journal of Neuroscience. , (2012).</li>
<li>Yu, Y. J., Dhavan, R., Chevalier, M. W., Yudowski, G. A., von Zastrow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+delivery+of+internalized+signaling+receptors+to+the+somatodendritic+surface+by+sequence-specific+local+insertion%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Rapid delivery of internalized signaling receptors to the somatodendritic surface by sequence-specific local insertion.</a> J. Neurosci. 30, 11703-11714 (2010).</li>
<li>Yudowski, G. A., Puthenveedu, M. A., von Zastrow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+modes+of+regulated+receptor+insertion+to+the+somatodendritic+plasma+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Distinct modes of regulated receptor insertion to the somatodendritic plasma membrane.</a> Nat. Neurosci. 9, 622-627 (2006).</li>
<li>Yudowski, G. A., Puthenveedu, M. A., Leonoudakis, D., Panicker, S., Thorn, K. S., Beattie, E. C., von Zastrow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+discrete+exocytic+events+mediating+surface+delivery+of+AMPA+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of discrete exocytic events mediating surface delivery of AMPA receptors.</a> J. Neurosci. 27, 11112-11121 (2007).</li>
<li>Ashby, M. C., De La Rue, S. A., Ralph, G. S., Uney, J., Collingridge, G. L., Henley, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+AMPA+receptors+%28AMPARs%29+from+synapses+is+preceded+by+transient+endocytosis+of+extrasynaptic+AMPARs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Removal of AMPA receptors (AMPARs) from synapses is preceded by transient endocytosis of extrasynaptic AMPARs.</a> J. Neurosci. 24 (AMPARs), 5172-5176 (2004).</li>
<li>Kopec, C. D., Real, E., Kessels, H. W., Malinow, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GluR1+links+structural+and+functional+plasticity+at+excitatory+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">GluR1 links structural and functional plasticity at excitatory synapses.</a> J. Neurosci. 27, 13706-13718 (2007).</li>
<li>Makino, H., Malinow, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AMPA+receptor+incorporation+into+synapses+during+LTP%3A+the+role+of+lateral+movement+and+exocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">AMPA receptor incorporation into synapses during LTP: the role of lateral movement and exocytosis.</a> Neuron. 64, 381-390 (2009).</li>
<li>Makino, H., Malinow, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalized+versus+global+synaptic+plasticity+on+dendrites+controlled+by+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Compartmentalized versus global synaptic plasticity on dendrites controlled by experience.</a> Neuron. 72, 1001-1011 (2011).</li>
<li>Wang, Z., Edwards, J. G., Riley, N., Provance, D. W., Karcher, R., Li, X. D., Davison, I. G., Ikebe, M., Mercer, J. A., Kauer, J. A., Ehlers, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myosin+Vb+mobilizes+recycling+endosomes+and+AMPA+receptors+for+postsynaptic+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Myosin Vb mobilizes recycling endosomes and AMPA receptors for postsynaptic plasticity.</a> Cell. 135, 535-548 (2008).</li>
<li>Miesenbock, G., De Angelis, D. A., Rothman, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+secretion+and+synaptic+transmission+with+pH-sensitive+green+fluorescent+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Visualizing secretion and synaptic transmission with pH-sensitive green fluorescent proteins.</a> Nature. 394, 192-195 (1998).</li>
<li>Kaech, S., Banker, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culturing+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Culturing hippocampal neurons.</a> Nat. Protoc. 1, 2406-2415 (2006).</li>
<li>Sekine-Aizawa, Y., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+receptor+trafficking+by+using+alpha-bungarotoxin-binding-site-tagged+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Imaging of receptor trafficking by using alpha-bungarotoxin-binding-site-tagged receptors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 17114-17119 (2004).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Z nieznanych przyczyn neurony mysie są zawsze trudniejsze w hodowli niż neurony szczurze. W naszym doświadczeniu mieszana hodowla neuronów i gleju sprawdza się dobrze w przypadku pierwotnych hodowli neuronów mysich. Jednak taka mieszana hodowla nie nadaje się do eksperymentów z obrazowaniem TIRF, ponieważ w tym typie hodowli neurony i ich wypustki mają tendencję do wzrostu na wierzchu komórek glejowych, co sprawia, że somata neuronalne i wypustki dendrytyczne znajdują się poza zasięgiem mikroskopii TIRF. Dlatego dla obra...

<table><tbody><tr><td>oczyszczony roztwór kolagenu bydlęcego (Purecol)</td><td>Advanced Biomatrix</td><td>5005-B</td><td></td></tr><tr><td>zrównoważony roztwór soli Hanksa (HBSS)</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>14185-045</td><td></td></tr><tr><td>penicylina-streptomycyna (Pen Strep)</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>pirowinian sodu</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11360-070</td><td></td></tr><tr><td>DMEM High Glucose</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>10313-021</td><td></td></tr><tr><td>płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>papaina</td><td>Worthington Biochemical Corp.</td><td>LS003126</td><td></td></tr><tr><td>Deoksyrybonukleaza I z trzustki bydlęcej (DNase I)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>DN25-10MG</td><td></td></tr><tr><td>fosforanowo-buforowy roztwór soli Dulbecco (DPBS)</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>0.05% trypsyna</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>hydrobromek poli-L-lizyny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2636-1G</td><td></td></tr><tr><td>kwas borowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP 168-500</td><td></td></tr><tr><td>pożywka Neurobasal</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>suplement bezsurowiczy B-27</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>inaktywowana termicznie surowica konia</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>26050-070</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen</td><td>11668 019</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP310-500</td><td></td></tr><tr><td>wkładka hodowlana (Culture Insert)</td><td>EMD Millipore</td><td>PICM03050</td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie wbudowywania receptorów znakowanych phluoriną w błonę plazmatyczną w pierwotnych kulturach neuronów mysich

Imaging pHluorin-tagged Receptor Insertion to the Plasma Membrane in Primary Cultured Mouse Neurons

Lepsze zrozumienie mechanizmów sterujących transportem receptorów między błoną plazmatyczną (PM) a przedziałami wewnątrzkomórkowymi wymaga podejścia eksperymentalnego o doskonałej rozdzielczości przestrzennej i czasowej. Ponadto takie podejście musi umożliwiać rozróżnienie receptorów zlokalizowanych na PM od tych znajdujących się w przedziałach wewnątrzkomórkowych. Co najważniejsze, wykrywanie receptorów w pojedynczym pęcherzyku wymaga wyjątkowej czułości detekcji, ponieważ każdy pęcherzyk przenosi jedynie niewielką liczbę receptorów. Standardowe metody badania transportu receptorów obejmują biotynylację powierzchniową z następującym po niej wykrywaniem biochemicznym, której brakuje zarówno niezbędnej rozdzielczości przestrzennej, jak i czasowej, oraz badanie receptorów powierzchniowych oznakowanych immunofluorescencyjnie za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej, co wymaga chemicznej fiksacji komórek i w związku z tym nie zapewnia wystarczającej rozdzielczości czasowej1-6. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, my i inni opracowaliśmy i zastosowaliśmy nową strategię, która umożliwia wizualizację dynamicznego wbudowywania receptorów do PM z doskonałą rozdzielczością przestrzenną i czasową 7-17. Podejście to polega na połączeniu pH-wrażliwego GFP, superecliptic pHluorin 18, z N-końcową domeną zewnątrzkomórkową receptorów. Superecliptic pHluorin posiada unikalną właściwość polegającą na tym, że jest fluorescencyjny przy neutralnym pH i niefluorescencyjny przy pH kwasowym (pH &lt; 6.0). W związku z tym receptory oznakowane są niefluorescencyjne, gdy znajdują się w kwasowym światle wewnątrzkomórkowych pęcherzyków transportowych lub przedziałów endosomalnych, i stają się łatwo widoczne dopiero po wystawieniu na zewnątrzkomórkowe środowisko o neutralnym pH, na zewnętrznej powierzchni PM. Nasza strategia pozwala w konsekwencji odróżnić receptory powierzchniowe PM od tych wewnątrz wewnątrzkomórkowych pęcherzyków transportowych. Aby uzyskać wystarczającą rozdzielczość przestrzenną i czasową, a także czułość wymaganą do badania dynamicznego transportu receptorów, zastosowaliśmy mikroskopię fluorescencyjną całkowitego wewnętrznego odbicia (TIRFM), która pozwoliła nam osiągnąć optymalną rozdzielczość przestrzenną obrazowania optycznego (~170 nm), rozdzielczość czasową mikroskopii w tempie wideo (30 frames/sec) oraz czułość pozwalającą na wykrycie fluorescencji pojedynczej cząsteczki GFP. Dzięki obrazowaniu receptorów oznakowanych pHluoriną przy użyciu TIRFM, byliśmy w stanie bezpośrednio zwizualizować pojedyncze zdarzenia wbudowywania receptorów do PM w hodowlach neuronów. To podejście obrazowe może potencjalnie zostać zastosowane do każdego białka błonowego z domeną zewnątrzkomórkową, którą można oznaczyć superecliptic pHluorin, i pozwoli na szczegółową analizę kluczowych mechanizmów sterujących wbudowywaniem różnych białek błonowych (receptorów, kanałów jonowych, transporterów itp.) do PM.

Poprzez znakowanie domen pozakomórkowych receptorów błonowych za pomocą superecliptic pHluorin oraz obrazowanie tych receptorów fuzyjnych w hodowlanych neuronach mysich, możemy bezpośrednio wizualizować pojedyncze zdarzenia wbudowywania pęcherzyków z receptorami w błonę plazmatyczną. Technika ta będzie miała kluczowe znaczenie w wyjaśnianiu molekularnych mechanizmów sterujących wbudowywaniem receptorów w błonę plazmatyczną.

Obrazowanie wbudowywania receptorów znakowanych pHluoriną w błonę plazmatyczną w pierwotnych kulturach neuronów mysich

Lepsze zrozumienie mechanizmów regulujących transport receptorów między błoną plazmatyczną (PM) a przedziałami wewnątrzkomórkowymi wymaga...

Ogólnym celem następującego eksperymentu jest wizualizacja receptorów neuronalnych w momencie ich wbudowywania w błonę plazmatyczną w hodowlach pierwotnych neuronów mysich. W tym celu komórki GL myszy pozyskuje się z kory mózgu myszy w stadium embrionalnym lub noworodkowym i hoduje na półprzepuszczalnych wkładkach hodowlanych pokrytych kolagenem. Hodowle glejowe są zawieszone nad pierwotnymi embrionalnymi neuronami hipokampa na szkiełkach podstawkowych.Następnie, po siedmiu dniach kondycjonowania, neurony są transfektowane receptorem dopaminergicznym D2 znakowanym super-elipsyjnym fluorem. Znakowany receptor lokalizuje się w pęcherzykach wewnątrzkomórkowych, jednak pozostaje niefluorescencyjny w kwasowym środowisku pęcherzyków. Kiedy jednak pęcherzyk łączy się z błoną plazmatyczną, fluor zostaje wystawiony na neutralne pH środowiska zewnątrzkomórkowego i silnie fluorescuje, co umożliwia detekcję za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z całkownego wewnętrznego odbicia.Ta metoda może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie transportu białek błonowych, umożliwiając wizualizację transportu dowolnych białek błonowych, które mogą zostać znakowane fluorem, takich jak receptory glutaminianu i receptory sprzężone z białkiem G. Procedurę zaprezentują dzisiaj wraz ze mną breeding dry oraz dwoje innych członków naszej grupy badawczej. Dzień przed procedurą sekcji, przygotuj kolby T75 z roztworem kolagenu, ustaw kolby pionowo i pozostaw do wyschnięcia na noc. W dniu hodowli gleju, podgrzewaj medium do gleju przez co najmniej 30 minut w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C. Po uśmierceniu zwierząt, wypreparuj korę mózgową myszy embrionalnych lub noworodkowych pod mikroskopem sekcyjnym.Umieść usunięte kory w probówce stożkowej o pojemności 15 ml wypełnionej lodowatym, zimnym, sztucznym płynem mózgowo-rdzeniowym (A CSF). Następnie usuń cały A CSF z wyjątkiem 2 ml, a następnie dodaj 100 µL roztworu pepainy i 20 µL 1% DNase I. Umieść probówkę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C i pozostaw tkankę do trawienia na 20 minut.Po trawieniu należy starannie wypłukać tkanki mózgu, ostrożnie usuwając roztwór propanu i dodając 10 ml podgrzanego pożywki dla gleju. Następnie, dbając o to, aby nie naruszyć tkanki, należy usunąć jak największą ilość pożywki dla gleju.Dodać 2 mL świeżej pożywki dla gleju i za pomocą pipety szklanej wypalanej nad ogniem triturować do momentu, aż tkanka przestanie być widoczna. Należy unikać tworzenia pęcherzyków powietrza po całkowitym rozdzieleniu tkanki. Dodać kolejne 8 mL świeżej pożywki dla gleju i przefiltrować zawiesinę przez sitko komórkowe o oczkach 70 µm.Zebrać przesącz do stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Przenieść zdysocjowane komórki z dwóch lub trzech embrionów do kolby T 75 pokrytej kolagenem i inkubować w temperaturze 37 °C w inkubatorze do hodowli tkanek przez noc. Następnego dnia odessać medium. Przepłukać komórki raz 10 ml PBS.Następnie do każdej kolby należy dodać od 10 do 15 ml świeżego pożywki do gleju. Hodowle inkubuje się przez 10 do 12 dni, wymieniając pożywkę co trzy do czterech dni. Po osiągnięciu konfluencji komórki glejowe należy przemyć PBS.Następnie do kolby należy dodać pięć mililitrów 0,05% tripsyny i pozostawić komórki do odklejenia na pięć minut w temperaturze 37°C. Po krótkiej inkubacji należy dodać pożywkę dla gleju i pipetować, aby odkleić GL od dna kolby. Komórki należy przenieść do dwóch nowych kolb T 75 powlekanych kolagenem.Po osiągnięciu konfluencji komórki poddaje się trypsynizacji w sposób opisany wcześniej, a następnie zawartość każdej kolby wysiewa się do płytek sześciodołkowych zawierających wkładki hodowlane pokryte kolagenem. Wkładki umieszcza się nad 2 mL pożywki dla gleju i inkubuje komórki od jednego do siedmiu dni. Tak przygotowane wkładki z kulturą gleju zostaną wykorzystane do kondycjonowania kultur neuronalnych.Do każdego dołka płytki sześciodołkowej zawierającej oczyszczone szkiełka podstawowe pokryte polilizyną dodaj 4 mL pożywki do wysiewu i umieść płytkę w inkubatorze w temperaturze 37 °C na noc. Krok ten zwiększa prawdopodobieństwo przeżycia neuronów, najprawdopodobniej poprzez usunięcie resztek polilizyny następnego dnia. Usuń pożywkę do wysiewu i zastąp ją 2 mL świeżej pożywki.Pożywka zawierająca 2% pożywki. Suplement B 27 do hodowli neuronów hipokampa. Pod mikroskopem stereoskopowym wypreparuj hipokampy z tkanki mózgowej czterech myszy w wieku embrionalnym od E 15 do 18. Umieść hipokampy w 15 mililitrowej probówce stożkowej z lodowatym buforem do dysekcji.Następnie wyizoluj prążkowie z tkanki mózgowej trzech embrionalnych myszy w dniach E 15 do 18 i umieść je w oddzielnej probówce stożkowej o pojemności 15 ml z lodowatym buforem do sekcji. Przetraw tkankę pepsyną w sposób opisany wcześniej. Następnie użyj komory countingowej (hemocytometru).Wyznacz liczbę komórek w każdej zawiesinie neuronalnej i wysiej je. Na każde szkiełko podstawowe nanieś 0,4 × 10⁶ komórek i inkubuj je przez noc w inkubatorze w temperaturze 37 °C. Aby przygotować wkłady z kulturą glejową do kondycjonowania kultur neuronalnych, odessaj pożywkę z wkładów i szalek z kulturą glejową, a następnie zastąp ją 2 ml świeżej pożywki do wysiewu.Następnego dnia umieścić szkiełka podstawowe z neuronami w każdym dołku naczynia pod insertami z kulturą gleju. Kontynuować inkubację w temperaturze 37 °C. Co trzy do czterech dni wymieniać połowę medium na świeże, uprzednio ogrzane medium odżywcze zawierające B 27, aż do momentu rozpoczęcia eksperymentów z transfekcją i obrazowaniem.Neurony zostaną przetransfekowane w siódmym dniu, a obrazowanie przeprowadzono w ósmym dniu hodowli. Spójność hodowli neuronów jest kluczowa dla sukcesu eksperymentów z obrazowaniem na żywo. Rysunek ten przedstawia neurony hipokampa myszy hodowane według tego protokołu od 11 do 18 dnia in vitro.Na obrazach wyraźnie widać, że neurony rozwinęły rozległe wypustki, a wypustki dendrytyczne są gęsto pokryte kolcami dendrytycznymi. Wskazuje to na prawidłowy stan zdrowotny neuronów w każdej z hodowli neuronalnych. Połączono 2 µL ligazy z 2001 µg DNA kodującego receptor dopaminowy D2 znakowany super-ekliptycznym fluorophorem.Wymieszać i inkubować przez 20 minut w temperaturze pokojowej. Podczas inkubacji pobrać i przenieść jeden mililitr pożywki spod wkładki oraz jeden mililitr z wnętrza każdej wkładki z kulturą gleju do tej samej probówki stożkowej. Następnie dodać taką samą objętość pożywki do karmienia z dodatkiem B 27 do zachowanej pożywki i inkubować w temperaturze 37 °C.Po 20-minutowej inkubacji DNA z liposomami, pożywka ta zostanie wykorzystana do hodowli neuronów po transfekcji. Usuń wkłady z hodowlą glejową z płytek 6-dołkowych. Dodaj 200 µL mieszaniny DNA z liposomami do każdego szkiełka podstawowego z neuronami.Należy unikać powstawania pęcherzyków powietrza pod membraną hodowli. Włożyć wkładki z hodowlą glejową i inkubować w temperaturze 37 °C przez dwie do czterech godzin. Po inkubacji ponownie wyjąć wkładki z glejem, odessać roztwór do transfekcji z każdej studni, następnie dodać 2 mL wcześniej zachowanego medium do neuronów i ponownie włożyć wkładki z hodowlą glejową.Na koniec usuń pożywkę glejową z każdego insertu i dodaj dwa mililitry zachowanej pożywki do każdej hodowli. Inkubuj komórki przez dodatkowe 24 do 72 godzin, aby umożliwić ekspresję transfektowanego CD NA. System obrazowania TIRF użyty w tym filmie to zestaw niestandardowy z laserem cyjanowym o mocy 100 milliwatt do wzbudzenia oraz kamerą z urządzeniem ładunkowym o mnożeniu elektronów (EMCCD) jako detektorem. Na 30 minut przed rozpoczęciem obrazowania podgrzej A CSF do 37°C w kąpieli wodnej. Włącz również laser, kamerę oraz insert grzewczy, a następnie umieść insert grzewczy na stoliku mikroskopu.Umieść szkiełko nakrywkę z transfektowanymi neuronami w komorze do obrazowania żywych komórek i szybko dodaj uprzednio ogrzany A CSF. Umieść komorę na wkładce grzewczej na stoliku mikroskopu w trybie obrazowania epi-fluorescencyjnego, aby zidentyfikować transfektowane neurony. Następnie, w trybie obrazowania TIRF, poddaj neurony fotoblachowaniu przez jedną minutę, aby wyeliminować wszelką istniejącą fluorescencję fluoroforu na błonie plazmatycznej.Następnie ustaw wzmocnienie mnożnika elektronów w kamerze E-M-C-C-D na wartość maksymalną i rozpocznij akwizycję obrazów przez jedną minutę z częstotliwością 10 Hz. Po zakończeniu obrazowania każdy zapis będzie zawierał 600 obrazów. Przeanalizuj dane za pomocą programu Image J, aby określić poziom wbudowania receptora dopaminergicznego D2 w błonie.Neuron kolczasty średniej wielkości z prążkowia myszy został przetransfekowany receptorem dopaminergicznym D2 (PDR D2) znakowanym super-elipsydyczną fluoresceiną. Następnie wykonano obrazowanie TIRF na żywo, podczas którego wykonano 600 obrazów z częstotliwością jednego obrazu co 100 milisekund. Ten obraz przedstawia maksymalną projekcję intensywności nagrania poklatkowego; białe groty strzałek wskazują miejsca, w których poszczególne pęcherzyki zawierające pH DD two połączyły się z błoną plazmatyczną.Obraz ten przedstawia maksymalną projekcję intensywności w osi YT, w której stos XYT został obrócony o 90 stopni wokół osi Y, a maksymalny piksel z każdej linii osi X został rzutowany na pojedynczy piksel osi y. Aby dostarczyć informacji na temat chronologii wbudowywania, dane te wykazują, że metoda ta może być z powodzeniem stosowana do badania regulacji wbudowywania receptorów w błonę komórkową w hodowlanych neuronach mysich po ich rozwoju. Technika ta utorowała drogę badaczom z dziedziny transportu receptorów neuronalnych do eksploracji regulacji innych receptorów, kanałów i transporterów błony komórkowej neuronów.

imaging-phluorin-tagged-receptor-insertion-to-plasma-membrane-primary

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Obrazowanie receptora oznaczonego pHluoriną wstawianego do błony plazmatycznej w pierwotnych hodowanych neuronach myszy

Niniejszy protokół opisuje etapy niezbędne do wyizolowania, transfekcji metodą elektroporacji oraz hodowli neuronów hipokampa i kory mózgu myszy. Hodowle krótkoterminowe mogą być wykorzystywane do badań nad wzrostem i prowadzeniem aksonów, natomiast hodowle długoterminowe mogą służyć do badań nad synaptogenezą i analizy kolców dendrytycznych.

Nuklefekcja i hodowla pierwotna embrionalnych neuronów hipokampa i kory myszy

Niniejszy raport opisuje zastosowanie obrazowania żywych komórek oraz technik fotowybielania w celu określenia ekspresji powierzchniowej, szlaków transportu i kinetyki ruchu egzogennych białek znakowanych pH-wrażliwym białkiem GFP w błonie plazmatycznej neuronów.

Dyfuzja boczna i egzocytoza białek błonowych w hodowlach neuronów oceniane za pomocą metody odzyskiwania fluorescencji oraz fotowybielania z utratą fluorescencji

Źródło: Schönherr, S., et. al. Połączono znakowanie immunologiczne replik optogenetycznych i zamrażalniczo-łamliwych w celu zbadania specyficznego dla danych wejściowych rozmieszczenia receptorów glutaminianu w ciele migdałowatym myszy. J. Vis. Exp. (2016)Ten film demonstruje znakowanie immunologiczne pękniętych przez zamrożenie replik tkanki mózgowej myszy do mikroskopii elektronowej. Pęknięte i pokryte repliki są trawione w celu odsłonięcia receptorów. Przeciwciała pierwszorzędowe i...

Znakowanie immunologiczne białek błony neuronalnej w pękniętej przez lód próbce tkanki mózgowej myszy

Źródło: Lacin, E., et al. Budowa komórkowych neuroprzekaźników fluorescencyjnych (CNiFER) do optycznej detekcji neuroprzekaźników in vivo. J. Vis. Exp. (2016)Ten film przedstawia technikę obrazowania uwalniania neuroprzekaźników in vivo przy użyciu komórkowych neuroprzekaźników fluorescencyjnych (CNiFER), wyspecjalizowanych komórek reporterowych wstępnie wstrzykniętych do kory myszy. Umieszczona pod mikroskopem dwufotonowym mysz umożliwia wizualizację sygnalizacji wapniowej indukowanej przez...

Obrazowanie uwalniania neuroprzekaźników za pomocą komórkowych neuroprzekaźników fluorescencyjnych

Tutaj przedstawiono procedurę selektywnej aktywacji białka neuronalnego za pomocą krótkiego impulsu światła poprzez genetyczne kodowanie fotoreaktywnego nienaturalnego aminokwasu do docelowego białka neuronalnego wyrażanego w neuronach w hodowli lub in vivo.

Optyczna kontrola białka neuronalnego za pomocą genetycznie kodowanego nienaturalnego aminokwasu w neuronach

Znakowanie domeny zewnątrzkomórkowej białka błonowego za pomocą wrażliwego na pH fluoroforu, superekliptycznej pHluoryny (SEP), pozwala na określenie subkomórkowej lokalizacji, ekspresji i transportu. Obrazowanie białek znakowanych SEP za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej z całkowitym wewnętrznym odbiciem (TIRFM) umożliwia ilościowe określenie poziomów białek w obwodowej ER i błonie plazmatycznej.

Wykorzystanie receptorów znakowanych pHluoryną do monitorowania lokalizacji subkomórkowej i transportu

Tutaj przedstawiono protokół do badania wczesnych skutków β amyloidu (Aβ) w mózgu.  To pokazuje, że Aβ indukuje endocytozę za pośrednictwem klatryny i zapadanie się stożków wzrostu aksonów. Protokół jest przydatny w badaniu wczesnego wpływu Aβ na stożki wzrostu aksonów i może ułatwić zapobieganie chorobie Alzheimera.

Wizualizacja zapadania się stożka wzrostu aksonów i wczesnych efektów β amyloidu w hodowanych neuronach myszy

W tym raporcie opisujemy prosty protokół badania wzrostu neurytów w embrionalnych neuronach korowych szczurów poprzez jednoczesną transfekcję z EGFP i interesującym nas białkiem.

Ulepszony test oparty na białku zielonej fluorescencji do badania wzrostu neurytów w neuronach pierwotnych

Tutaj prezentujemy protokół pomiaru in vitro strumieni Ca2+ w neuronach śródmózgowia i ich dalszego wpływu na kaspazę-3 za pomocą pierwotnych hodowli śródmózgowia myszy. Model ten można wykorzystać do badania zmian patofizjologicznych związanych z nieprawidłową aktywnością Ca2 + w neuronach śródmózgowia oraz do badań przesiewowych nowych terapii pod kątem właściwości antyapoptotycznych.

Kwantyfikacja spontanicznych strumieni Ca2+ i ich dalszych skutków w pierwotnych neuronach śródmózgowia myszy

Tutaj opisujemy protokół łączący wstrzyknięcie wirusa związanego z adenowirusem z implantacją okna czaszkowego w celu jednoczesnego obrazowania dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy.

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy

Poznaj metodę obrazowania insercji receptorów dopaminy D2 do błony plazmatycznej w pierwotnych neuronach myszy. Technika znakowania pHluoryną umożliwia obserwację dynamiki receptorów w czasie rzeczywistym.

Obrazowanie wbudowywania receptorów znakowanych pHluoriną w błonę plazmatyczną w pierwotnych kulturach neuronów mysich

Przeglądaj więcej filmów