Name: Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Poznaj standaryzowany model krwotoku podpajęczynówkowego u myszy z wykorzystaniem perforacji naczyniowej. Metoda obejmuje monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego i perfuzji mózgu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Obecne badania są finansowane przez Fundację Badawczą Solorza-Zaka.

Wszystkie zabiegi chirurgiczne zostały poddane ocenie etycznej i zatwierdzone przez rząd Górnej Bawarii (numer referencyjny: 55.2-1-54-2532.3-13-13 i -2532-136-11). Zwierzęta to samce myszy C57BL/6 o masie ciała około 25 g.
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Wywołaj znieczulenie, umieszczając mysz w komorze. Przepłukać komorę 5% izofluranem, aż zwierzę straci przytomność.</li>
	<li>Wstępnie zmieszane środki znieczulające wstrzyknąć dootrzewnowo: fentanyl (0,05 mg/kg), midazolam (5 mg/kg) i medetomidynę (0,5 mg/kg). Sprawdzaj refleksy przed i regularnie w trakcie zabiegu. Wstrzykuj ponownie jedną trzecią początkowej ilości co godzinę, aby utrzymać znieczulenie.</li>
	<li>Zaintubować jamy ustnej i tchawicy za pomocą rurki wykonanej z cewnika żylnego 20 G11. Do intubacji przymocuj zwierzę na pochyłej platformie (30°), cofnij język za pomocą zgiętych kleszczy, uwidocznij struny głosowe pod mikroskopem operacyjnym i włóż rurkę do tchawicy podczas wdechu.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej i sprawdź prawidłowe ułożenie rurki za pomocą kawałka bawełny lub mikrokapnografu.</li>
	<li>Podłączyć rurkę intubacyjną do respiratora. Przewietrz mysz powietrzem pokojowym uzupełnionym 25% tlenem o częstotliwości 180-220 oddechów/min i objętości wyrzutowej 200-250 μl.</li>
	<li>Podłączyć rurkę intubacyjną do mikrokapnografu. Utrzymuj końcowe pCO2 na poziomie 30 mmHg, regulując częstotliwość wentylacji.</li>
	<li>Włożyć sondę temperatury doodbytniczej i umieścić zwierzę na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała wynoszącą 37 °C.</li>
	<li>Załóż czujnik pulsoksymetru pierścieniowego na prawą tylną łapę.</li>
	<li>Otwórz skórę nad czaszką nożyczkami. Nacięcie powinno mieć długość około 0,5 cm i znajdować się między uchem a okiem.</li>
	<li>Wytnij lewy mięsień skroniowy skalpelem z kości skroniowej.</li>
	<li>Przyklej laserową sondę przepływomierza dopplerowskiego (LDF) do lewej kości skroniowej. Trzymaj sondę w ustalonej pozycji, aż klej stwardnieje.</li>
	<li>Wywierć otwór o średnicy około 1.5 mm za pomocą wiertła dentystycznego w lewej kości skroniowej. Schłodzić kość solą fizjologiczną, aby zapobiec uszkodzeniom cieplnym.</li>
	<li>Włóż sondę ICP do jamy czaszki. Przepchnij się do przodu tak grzbietowo, jak to możliwe, aby zapobiec uszkodzeniu tkanki mózgowej i krwawieniu.</li>
	<li>Jeśli sonda znajduje się we właściwej pozycji, zamocuj ją i uszczelnij cementem. Pozostaw cement do wyschnięcia na 5 minut.</li>
	<li>Ostrożnie obróć mysz do pozycji leżącej.</li>
	<li>W celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi należy cewnikować lewą tętnicę udową.</li>
	<li>Podłącz cewnik udowy do urządzenia monitorującego ciśnienie krwi.</li>
</ol>
2. Indukcja SAH
<ol>
	<li>Otwórz skórę nożyczkami od mostka do podbródka (2 cm). Tępo wypreparuj tkankę łączną i odsuń gruczoły ślinowe na bok.</li>
	<li>Odsłoń lewą tętnicę szyjną wspólną (CCA) i zmobilizuj ją. Zachowaj nerw błędny, który biegnie w tej samej osłonce tkanki łącznej co CCA. Poruszaj czaszką oraz odsłaniaj i mobilizuj ICA i ECA przy użyciu tej samej techniki.</li>
	<li>Należy podwiązać Trybunał Obrachunkowy jak najdalej od czaszki.</li>
	<li>Wstępnie ustaw dwie dodatkowe ligacje dla filamentu wokół ECA.</li>
	<li>Tymczasowo zablokuj CCA i ICA za pomocą mikroklipsów. Umieść mikroklipsy za pomocą aplikatora do mikroklipsów. Upewnij się, że klipsy są prawidłowo założone, delikatnie odciągając je do tyłu.</li>
	<li>Wytnij otwór do włożenia filamentu do ECA za pomocą nożyczek do naczyń.</li>
	<li>Włóż filament Prolene 5-0 o długości 12 mm do ECA.</li>
	<li>Zamknij miejsce wprowadzenia jednym wcześniej ustalonym podwiązaniem.</li>
	<li>Usuń mikroklipsy za pomocą aplikatora Microclip z CCA i ICA.</li>
	<li>Wsuń włókno za pomocą kleszczyków do ICA, aż ICP się podniesie. Nagły wzrost ICP wskazuje na indukcję krwawienia.</li>
	<li>Natychmiast wyjąć włókno i podwiązać ECA, zamykając kolejno obie wstępnie ustawione ligacje. Zapobiega to wykrwawianiu się z miejsca wkłucia.</li>
	<li>Zszyj ranę skóry.</li>
	<li>Monitoruj parametry fizjologiczne zwierzęcia przez kolejne 20 minut.</li>
	<li>Usuń sondy ICP i LDF i zszyj ranę skóry.</li>
</ol>
3. Koniec eksperymentu
<ol>
	<li>Przeprowadzić perfuzję zwierzęcia przezsercowo z 20 ml soli fizjologicznej (temperatura pokojowa), a następnie 20 ml 4% PFA w PBS (4 °C).</li>
	<li>Wypreparuj mózg z czaszki. Przetnij czaszkę w linii środkowej i między jamami oczodołu. Następnie oderwij kość od mózgu.</li>
	<li>Oceń rozkład krwi w przestrzeni podpajęczynówkowej.</li>
</ol>
4. Rozważania w przypadku operacji przetrwania (nie pokazane w filmie)
<ol>
	<li>Karprofen (4 mg/kg mc. należy wstrzyknąć podskórnie) w celu znieczulenia pooperacyjnego bezpośrednio po indukcji znieczulenia. W okresie obserwacji pooperacyjnej karprofen (4 mg/kg mc. podskórnie) jest wstrzykiwany co 24 godziny.</li>
	<li>Zamiast inwazyjnego pomiaru ciśnienia krwi skorzystaj z nieinwazyjnego systemu monitorowania ciśnienia krwi.</li>
	<li>W celu zakończenia znieczulenia należy wstrzyknąć podskórnie środki antagonizujące: nalokson (1,2 mg/kg), flumazenil (0,5 mg/kg) i atipamezol (2,5 mg/kg).</li>
	<li>Ekstubować zwierzę.</li>
	<li>Po odzyskaniu odruchów należy umieścić zwierzę w nagrzanej komorze. Utrzymywać zwierzę w temperaturze około 32 °C przez 24 godziny.</li>
	<li>Zwierzęta są regularnie sprawdzane pod kątem spontanicznego oddychania i ich ogólnego stanu w pierwszych godzinach po zabiegu. Jeśli pień mózgu jest dotknięty chorobą, zwierzęta mają problemy z oddychaniem i powinny zostać poddane eutanazji. </li>
	<li>Zwierzęta są codziennie badane pod kątem ich ogólnego stanu i masy ciała, a także pod kątem deficytów neurologicznych i sensorycznych15.</li>
</ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Możliwości leczenia po SAH są rzadkie i w większości nieskuteczne. W związku z tym należy lepiej zrozumieć patofizjologię pokrwotocznego uszkodzenia mózgu, aby zidentyfikować nowe cele terapeutyczne i opracować nowe podejścia terapeutyczne. Standaryzowane i dobrze odtwarzalne modele zwierzęce zwierząt modyfikowanych genetycznie, tj. myszy, mają kluczowe znaczenie dla takich badań. Model CWp stał się szeroko stosowanym modelem SAH, ponieważ bardzo przypomina patofizjologię u ludzi; Jednak jego stosowanie u myszy ...

SAH to podtyp udaru o najmniej korzystnym wyniku dla pacjentów: 40% pacjentów umiera w ciągu miesiąca po krwawieniu1, a ci, którzy przeżyli, rzadko mają klinicznie korzystny wynik.
Zdecydowana większość spontanicznych SAH (80%) jest spowodowana pęknięciem tętniaków wewnątrzczaszkowych, które najczęściej znajdują się wzdłuż przedniej i tylnej tętnicy łączącej, tętnicy podstawnej i tętnicy środkowej mózgu (MCA)2.
Takie tętniaki są trudne do modelowania u zwierząt, dlatego też modele zwierzęce SAH są wykonywane albo przez wstrzyknięcie krwi do przestrzeni podpajęczynówkowej/komór mózgowych, albo przez wewnątrznaczyniową perforację naczynia podpajęczynówkowego.
Autologiczne wstrzyknięcie krwi do cisterna magna jest łatwe do wykonania i powtarzalne, ponieważ objętość krwi może być bezpośrednio kontrolowana3. Niestety, niektóre aspekty patofizjologii SAH, np. uszkodzenie naczynia, nie mogą być modelowane za pomocą tej procedury. Innym technicznym podejściem do indukcji SAH jest otwarcie żyły wewnątrzmostkowej4.
Jednak wewnątrzświetlne CWp w gałęzi MCA wydaje się być procedurą, która najdokładniej modeluje patofizjologię u ludzi5. Metoda została opracowana i po raz pierwszy opisana na szczurach przez Bedersona i współpracowników oraz w tym samym czasie przez Veelkena i współpracowników6,7. Później model perforacji śródświetlnej został dostosowany do myszy8,9. Włókno jest wprowadzane do tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) i przesuwane do podstawy czaszki przez tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA). W punkcie rozgałęzienia MCA włókno perforuje naczynie i indukuje krwawienie do przestrzeni podpajęczynówkowej u podstawy czaszki. Krew następnie rozprowadza się do pozostałej przestrzeni podpajęczynówkowej wzdłuż szczelin i naczyń krwionośnych. Krwawienie zostaje zatrzymane przez tworzenie się skrzepu w miejscu perforacji, ale mogą wystąpić krwawienia wtórne, które często są szkodliwe u pacjentów10. W związku z tym wewnątrznaczyniowy model filamentu stał się szeroko stosowanym modelem SAH w ciągu ostatnich kilku lat. Najczęściej wymienianą wadą modelu z perforacją filamentu jest to, że objętość wycieku nie może być bezpośrednio kontrolowana i dlatego może być zmienna. Zmienność tę można znacznie zmniejszyć poprzez ścisłą kontrolę fizjologii zwierząt i ICP po krwotoczności.
Myszy mają tę wielką zaletę, że dostępna jest duża liczba genetycznie modyfikowanych szczepów. Jednak ze względu na ich niewielkie rozmiary zabiegi chirurgiczne są zwykle bardziej skomplikowane niż u większych gatunków, np. szczurów czy królików. W związku z tym zmniejszanie skali technik opracowanych dla szczurów w stosunku do myszy często nie prowadzi do pożądanych rezultatów, np. ponieważ myszy mają bardzo ograniczoną masę ciała i objętość krwi, należy stosować nieinwazyjne techniki analizy ciśnienia krwi i gazometrii krwi, a także wysycenia hemoglobiny i monitorowania tętna, gdy tylko jest to możliwe. W związku z tym celem niniejszej publikacji jest opisanie modelu perforacji filamentu dla SAH u myszy oraz pokazanie, w jaki sposób model ten może być wykonany w sposób znormalizowany i wysoce powtarzalny.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation mikroskop</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>parownik izofluranowy</td><td>Harvard Instruments</td><td>Ciągły przepływ waporyzatora</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Higo Sachs</td><td></td> Mikrokapnograf Hugo Sachs Regulator <td></td></tr><tr><td></td><td>temperatury Hugo Sachs</td><td>Type 340</td><td></td></tr><tr><td></td>Regulator temperatury <td>FHC</td><td>DC Wiertarka</td><td></td></tr><tr><td>dentystyczna</td><td>Monitor ICP Paggen</td><td>Labset-N</td><td></td></tr><tr><td>Monitor</td><td></td><td></td><td>ICP Monitor ICP</td></tr><tr><td>Ciśnieniomierz</td><td>AD Instruments</td> Bridge Amp Pompa strzykawkowa <td>FE221</td><td></td></tr><tr><td></td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>pulsoksymetr</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseSTAT</td><td></td></tr><tr><td>Analogowy monitor danych LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"><mocny>Materiał</mocny></td></tr><tr><td>cement do mocowania sondy ICP</td> Klej <td>cementowy</td><td></td>karboksylowy <td>Speiko</td></tr><tr><td>do mocowania sondy LDF</td><td>Klej cyjanoakrylowy Bob Smith Industries (zestaw Maxi Cure i Insta)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cewnik żylny</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco skrzydlaty cewnik dożylny; REF 4076</td><td>zmodyfikowana rurka intubacyjna</td></tr><tr><td>do cewnika udowego</td><td>Smiths Medical</td><td>Fine Bore Polythene Tubing; średnica wewnętrzna: 0,28 mm, średnica zewnętrzna: 0,61 mm; REF 800/100/100</td><td>przycięty do długości 30 cm</td></tr><tr><td>filament do perforacji naczyń</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>przycięty do 12 mm</td></tr><tr><td>długości sprzęt chirurgiczny</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>kleszcze medyczne #5, nożyczki do naczyń 8 cm, mikroklips 4 mm szczęka</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

W tej publikacji wideo prezentowany jest standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH). Krwawienie jest wywoływane przez wewnątrznaczyniowe koło perforacji Willisa (CWp) i potwierdzane przez monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego (ICP). W ten sposób uzyskuje się jednorodną dystrybucję krwi w przestrzeniach podpajęczynówkowych otaczających krążenie tętnicze i szczeliny móżdżku. Fizjologia zwierząt jest utrzymywana przez intubację, wentylację mechaniczną i ciągłe monitorowanie on-line różnych parametrów fizjologicznych i sercowo-naczyniowych: temperatury ciała, ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, tętna i wysycenia hemoglobiny. W ten sposób ciśnienie perfuzji mózgowej może być ściśle monitorowane, co skutkuje mniej zmienną objętością wynaczynionej krwi. Pozwala to na lepszą standaryzację wewnątrznaczyniowej perforacji filamentu u myszy i sprawia, że cały model jest wysoce powtarzalny. Dzięki temu jest łatwo dostępny do badań farmakologicznych i patofizjologicznych na myszach typu dzikiego i genetycznie zmienionych.

Śmiertelność
Po opanowaniu techniki chirurgicznej procedura ta nie powoduje śmiertelności śródoperacyjnej. Ponadto krwawienie można wywołać u niemal wszystkich zwierząt. Śmiertelność pooperacyjna wynosi 30-40%, przy czym większość zwierząt ginie w 1. dobie po zabiegu (Rycina 5).
Wartości ICP po SAH
ICP przed krwawieniem wynosi około 4 mmHg. Krwawienie powoduje gwałtowny wzrost ICP do 120 mmHg. Następnie wartości ICP stabilizują...

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Ogólnym celem tej procedury jest wywołanie standaryzowanego krwotoku podpajęczynówkowego u myszy. Osiąga się to poprzez najpierw podłączenie znieczulonego zwierzęcia do urządzeń monitorujących w celu nadzorowania warunków fizjologicznych podczas operacji. Drugim krokiem jest zastosowanie czujników do pomiaru perfuzji mózgowej i ciśnienia śródczaszkowego jako kluczowych parametrów indukcji krwawienia.Następnie krwotok podpajęczynówkowy jest indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację włókna. Ostatnim krokiem jest perfuzja zwierzęcia i odizolowanie mózgu w celu wizualizacji wynaczynionej dystrybucji krwi. Główną zaletą wykonywania tej techniki na myszach zamiast Rexa jest to, że możemy wykorzystać zwierzęta transgeniczne.Ogólnie rzecz biorąc, osoby nowe w tej metodzie będą miały trudności, ponieważ intubacja, monitorowanie fizjologii multimodalnej, a także przygotowanie naczyń są dość trudne do wykonania u myszy. Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ kroki chirurgiczne są trudne do nauczenia. Procedurę zademonstruje Catherine Shula, doktorantka z mojego laboratorium.Posiada ponad dwuletnie doświadczenie w wykonywaniu tego modelu SAH. Na początek znieczulone zwierzę na pochyłej platformie, pracujące pod mikroskopem, chowa język za pomocą zgiętych kleszczy, aby zlokalizować struny głosowe. Po wizualizacji zaintubować podczas wdechu za pomocą rurki wykonanej z cewnika żylnego o rozmiarze 20.Następnie umieść mysz w pozycji leżącej i sprawdź, czy rurka jest prawidłowo umieszczona za pomocą kawałka bawełny lub mikrokapnografu, jeśli jest prawidłowo umieszczona. Podłączyć rurkę intubacyjną do respiratora. Przewietrz mysz powietrzem pokojowym, uzupełnionym 25% tlenem.Podłączyć rurkę intubacyjną do mikrokapnografu. Utrzymuj końcowe ciśnienie parcjalne wydechowe dwutlenku węgla na poziomie 30 milimetrów słupa rtęci, dostosowując częstotliwość wentylacji. Po włożeniu sondy temperatury doodbytniczej umieść zwierzę na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała W temperaturze 37 stopni Celsjusza umieść pierścieniowy czujnik pulsoksymetru na prawej tylnej łapie.Następnie wykonaj nacięcie od oka do ucha. Cofnij skórę i odetnij lewy mięsień skroniowy od kości skroniowej. Po wystawieniu przyklej sondę laserowego przepływomierza dopplerowskiego do lewej kości skroniowej.Trzymaj sondę w ustalonej pozycji, aż klej stwardnieje. Podczas wiercenia wywierć otwór o średnicy około 1,5 milimetra w lewej kości skroniowej. Ostudzić kość solą fizjologiczną.Aby zapobiec uszkodzeniom cieplnym, włóż sondę ciśnienia śródczaszkowego do jamy czaszki i popchnij ją do przodu tak grzbietowo, jak to możliwe, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek i krwawieniu. Po prawidłowym umieszczeniu sondy przymocuj i uszczelnij cementem i pozostaw do wyschnięcia na pięć minut. Gdy cement wyschnie, ostrożnie obróć mysz do pozycji leżącej.Stosując standardowe techniki, cewnikuj lewą tętnicę udową w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi. Po umieszczeniu na miejscu podłącz cewnik udowy do urządzenia monitorującego ciśnienie krwi. Najpierw otwórz skórę nożyczkami od mostka do podbródka.Przeciąć tkankę łączną i odepchnąć gruczoły ślinowe na bok, aby odsłonić lewą tętnicę szyjną wspólną. Odizoluj CCA od otaczającej tkanki, uważając, aby nie uszkodzić nerwu błędnego znajdującego się w tej samej osłonce tkanki łącznej. Następnie ostrożnie odsłoń i odizoluj tętnicę szyjną wewnętrzną i tętnicę szyjną zewnętrzną.Po odizolowaniu należy podwiązać ECA tak daleko, jak to możliwe, wstępnie ustawić dwie dodatkowe ligacje wokół ECA do późniejszego wykorzystania za pomocą aplikatora occlude, CCA i ICA tymczasowo za pomocą mikroklipsów. Delikatnie pociągnij klipsy do tyłu, aby upewnić się, że są prawidłowo założone. Do indukcji krwawienia używamy 12-milimetrowego filamentu proline z pięcioma zerami.Wytnij mały otwór w ECA za pomocą nożyczek do naczyń i włóż filament. Gdy filament znajdzie się na miejscu, zamknij miejsce wprowadzenia za pomocą jednego z wcześniej ustawionych podwiązania. Następnie usuń mikroklipsy za pomocą aplikatora z mikroklipsami, aby wywołać krwawienie.Przesuń żarnik do ICA, aż ICP się podniesie. Nagły wzrost ICP wskazuje na indukcję krwawienia, należy natychmiast wycofać włókno i podwiązać ECA, zamykając kolejno obie wstępnie ustawione ligacje. Zapobiega to wykrwawianiu się z miejsca wkłucia.Zszyj ranę skóry i monitoruj parametry fizjologiczne zwierzęcia przez kolejne 20 minut. Pod koniec tego okresu należy usunąć zarówno sondy ICP, jak i LDF po perfuzji przezsercowej. Usuń mózg i oceń rozkład krwi w przestrzeni podpajęczynówkowej przed krwawieniem, ICP wynosi około czterech milimetrów.Krwawienie rtęciowe powoduje gwałtowny wzrost ICP do 120 milimetrów. Wartości ICP rtęci stabilizują się następnie w ciągu pięciu minut na około 30 milimetrach słupa rtęci. Ponadto ciśnienie krwi wzrasta natychmiast po krwawieniu.Reprezentatywne wartości laserowego przepływomierza dopplerowskiego po indukcji krwawienia pokazują, że dramatyczny spadek perfuzji mózgowej reperfuzji do indywidualnie innego poziomu następuje w ciągu pięciu minut po zniewadze. W tym przykładzie obserwuje się dystrybucję krwi wzdłuż tętnic zaopatrujących mózg i szczelin móżdżku. Trzy godziny po krwotoku czerwone linie wskazują na dystrybucję krwi wzdłuż tętnic zaopatrujących mózg.Boczna półkula ipsilateralna do krwotoku była pokryta większą ilością krwi niż widziana półkula przeciwległa. Oto krzywa przeżycia po SAH u 49 samców, C 57 BL sześciu myszy. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby monitorować warunki fizjologiczne, aby zapewnić powtarzalną ilość krwawienia po jego rozwinieniu.Technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się krwotokiem podsiatkówkowym do zbadania mechanizmów ścieżki niedokrwienia mózgu wcześnie po urazie.

a-murine-model-of-subarachnoid-hemorrhage

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Aneuryzmalny krwotok podpajęczynówkowy (SAH) to krwawienie do przestrzeni podpajęczynówkowej następujące po pęknięciu tętniaka. Choć zapadalność i śmiertelność z powodu tego zdarzenia spadły dzięki lepszym metodom leczenia, ryzyko wystąpienia skurczu naczyń po krwotoku podpajęczynówkowym pozostaje na tym samym poziomie, co kilka lat temu. Znaczenie opracowania kompleksowego i powtarzalnego modelu zwierzęcego w celu zidentyfikowania zdarzeń inicjujących mózgowy skurcz naczyń było przedmiotem...

Model szczura o niskiej śmiertelności do oceny opóźnionego naczyniowego skurczu mózgu po eksperymentalnym krwotoku podpółczepkowym

Film pokazuje indukcję krwotoku podpajęczynówkowego poprzez perforację wewnątrznaczyniową w modelu mysim. Wykonuje się nacięcie w okolicy szyi znieczulonej myszy, aby uzyskać dostęp do wspólnej tętnicy szyjnej i jej rozwidlenia. Włókno jest wprowadzane przez tętnice w celu perforacji gałęzi tętnicy wewnątrzczaszkowej, wywołując krwotok podpajęczynówkowy.

Indukcja krwotoku podpajęczynówkowego w modelu mysim poprzez perforację wewnątrznaczyniową

Ten film pokazuje procedurę ustanawiania modelu szczura krwotoku podpajęczynówkowego. Znieczulonemu szczurowi wszczepia się sondy do pomiaru ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu. Miejsce docelowe jest identyfikowane, a igła jest wprowadzana w pozycji wstępnej chiazmatycznej. Krew autologiczna jest następnie wstrzykiwana do przestrzeni podpajęczynówkowej, zwiększając ciśnienie śródczaszkowe i zmniejszając przepływ krwi w mózgu, ustanawiając model.

Ustalenie modelu szczurzego krwotoku podpajęczynówkowego wywołanego przez autologiczne wstrzyknięcie krwi

Eksperymentalny model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) z kontrolowanym ciśnieniem śródczaszkowym u królika łączy standardowe procedury — kaniulację tętnicy podobojczykowej i przezskórne nakłucie cisterna magna, co umożliwia dokładne naśladowanie ludzkich stanów patofizjologicznych po SAH. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy kluczowe punkty chirurgiczne dla udanego eksperymentalnego tworzenia SAH.

Model przetoczkowy krwi królika do badania ostrych i późnych następstw krwotoku podpajęczynówkowego: aspekty techniczne

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody, która pozwala na trójwymiarową rekonstrukcję drzewa naczyniowo-mózgowego u myszy po mikrotomografii komputerowej i określeniu objętości całych segmentów naczynia, które mogą być użyte do ilościowego określenia skurczu naczyń mózgowych w mysich modelach krwotoku podpajęczynówkowego.

Wolumetryczna metoda ilościowego oznaczania skurczu naczyń mózgowych w mysim modelu krwotoku podpajęczynówkowego

Opisaliśmy w tym protokole standaryzowany model myszy z krwotokiem podpajęczynówkowym (SAH) poprzez podwójne wstrzyknięcie autologicznej krwi pełnej do cisterna magna. Wysoki stopień standaryzacji procedury podwójnej iniekcji stanowi model SAH od średniego do ostrego ze względnym bezpieczeństwem w odniesieniu do śmiertelności.

Podwójne bezpośrednie wstrzyknięcie krwi do Cisterna Magna jako model krwotoku podpajęczynówkowego

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

Tutaj prezentujemy standaryzowany model myszy SAH, indukowany przez wewnątrznaczyniową perforację filamentu, w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI) 24 godziny po operacji, aby zapewnić prawidłowe miejsce krwawienia i wykluczyć inne istotne patologie wewnątrzczaszkowe.

Model perforacji wewnątrznaczyniowej krwotoku podpajęczynówkowego w połączeniu z obrazowaniem metodą rezonansu magnetycznego (MRI)

Mysi model gojenia się ran skórnych, który może być używany do oceny związków terapeutycznych w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych.

Mysi model gojenia się ran

Modyfikacje histologiczne i biochemiczne po wykluczeniu endoprzeszczepu tętniaka są nadal niejasne. Opisujemy nowy model implantacji endprzeszczepu na tętniaku myszy. Dzięki analizie skrzepliny z utrzymującym się interfejsem krążącego krwiobiegu i bez niego oraz ocenie nowych biomateriałów wewnątrznaczyniowych, model ten pomoże lepiej zrozumieć patobiologię wykluczenia tętniaka wewnątrznaczyniowego.

Nowy mysi model wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaka aorty

Poznaj standaryzowany model krwotoku podpajęczynówkowego u myszy z wykorzystaniem perforacji naczyniowej. Metoda obejmuje monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego i perfuzji mózgu.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Przeglądaj więcej filmów