Name: W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru tętna zarodków myszy in utero przy użyciu echokardiografii M-mode. Technika ta umożliwia dokładną ocenę czynności serca bez zakłócania stanu fizjologicznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy Manon Laprise za szkolenie z ekocardiografii i Ann Chamberland za zrobienie zdjęć przedstawionych na Rysunku 1 i 2. Ta praca była wspierana przez grant Canadian Institutes of Health Research MOP 44363 i Canada Chair 950-216684.

Wszystkie procedury przedstawione w tym protokole zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami IRCM.
1. Przygotowanie systemu i stacji ultrasonograficznej
<ol>
	<li>Uruchom system obrazowania ultrasonograficznego i podłącz głowicę skanującą oraz jednostkę sterującą fizjologią zgodnie z instrukcjami producenta (Rysunek 1). Wybierz Program pomiarów kardiologicznych i głowicę skanującą odpowiadającą czujnikowi 30 MHz.</li>
	<li>Napólnij końcówkę nosową głowicy skanującej wodą dejonizowaną. Unikaj pęcherzyków powietrza, ponieważ zakłócają one rozdzielczość obrazu. Umieść głowicę skanującą uchwytem w górę na jej uchwycie w pobliżu platformy obrazującej (Rysunek 1A).</li>
	<li>Zdezynfekuj platformę obrazującą i obszar roboczy.</li>
	<li>Wypełnij całkowicie butelkę żelu ultrasonograficznego, aby uniknąć powstawania bąbelek i umieść ją do góry nogami w pojemniku do nagrzewania wstępnego ustawionym na 37 °C (Rysunek 1B).</li>
	<li>Skontroluj poziomy tlenu i izofluranu oraz system przewodów do znieczulenia. Jeden eksperyment z ~8 zarodkami zużyłby około 15-20 L tlenu.</li>
	<li>Umieść butelki maści okulistycznej, kremu do depilacji i żelu elektrodowego w pobliżu platformy obrazującej (Rysunek 1B).</li>
	<li>Upewnij się, że lampa grzejna na podczerwień działa. Podczas szkolenia ustaw poziom ciepła, położenie lampy i odległość lampy od myszy, aby utrzymać stałą temperaturę ciała i częstość akcji serca. 
	Uwaga: Właściwa przygotowanie systemu i materiału jest kluczowa. Długotrwałe procedury mogą wpływać na cechy fizjologiczne i hemodynamiczne płodów, ponieważ długie znieczulenie obniża funkcję serca poprzez zmniejszenie częstości uderzeń serca, ciśnienia krwi i poziomu tlenowania krwi. Czas przetwarzania ~8 płodów (średnia wielkość miotu u C57BL/6) powinien wynosić około 1 godz. Inne rasy myszy mogą zapewnić większą liczbę płodów, ewentualnie z większą wielkością samic. Szkolenie jest niezbędne, aby zoptymalizować czas przetwarzania.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Znieczulić ciężarną samicę w komorze z ciągłym dopływem 2% izofluranu w tlenie (200 ml/min), aż stanie się niereaktywna.</li>
	<li>Umieść mysz na platformie obrazującej w pozycji kładącej, wyreguluj przewód do ciągłego wdychania 1,5% izofluranu w tlenie (200 ml/min) i zamocuj rurkę inhalacyjną taśmą (Rysunek 2A). Wystarczające znieczulenie powinno być potwierdzone podczas zabiegu poprzez rozluźnioną postawę myszy i brak reakcji na szczypanie ogona i palce.</li>
	<li>Nanieś żel elektrodowy tylko na lewe górne i prawe dolne elektrody (prawa przednia łapa i lewa tylna łapa, zwana też pozycją odprowadzenia II) do wykonania elektrokardiografii. Pozycja odprowadzenia II zapewnia lepiej zdefiniowany prosty poziomy fali P i kompleks QRS, aby określić częstość akcji serca. Mocno przymocuj cztery łapki do każdej poduszki za pomocą taśmy (Rysunek 2A). Aby zapobiec wysychaniu oczu, nałóż 1 kroplę maści okulistycznej do każdego oka.</li>
	<li>Ogolić brzuch od klatki piersiowej do pęcherza za pomocą maszynki do golenia. Następnie nałóż krem do depilacji na 2 min i zetrzyj go gazą i/lub waciczkiem, aby ostrożnie usunąć włosy. Uważaj, aby nie skaleczyć sutków.</li>
	<li>Włóż termometr nasmarowane żelem elektrodowym do odbytnicy samicy, aby monitorować temperaturę ciała (należy utrzymywać ją na poziomie 37 ± 0,5 °C, regulując lampę grzejną na podczerwień umieszczoną nad platformą). Częstość akcji serca powinna wynosić 450 ± 50 uderzeń/min (bpm). Zarówno temperatura, jak i częstość akcji serca są wyświetlane na jednostce sterującej fizjologią (Rysunek 1B). 
	Uwaga: Długotrwałe znieczulenie, wypadanie włosów i żel ultrasonograficzny (choć nagrzany) mogą prowadzić do hipotermii, która może wpłynąć na częstość akcji serca samicy. Jeśli temperatura ciała spadnie poniżej 36,5 °C, przerwij procedurę i zmodyfikuj położenie lampy grzejnej, aby dostosować temperaturę i częstość akcji serca. Poczekaj kilka minut przed ponownym rozpoczęciem.</li>
</ol>
3. Identyfikacja zarodków
<ol>
	<li>Delikatnie naciśnij na nagi brzuch, aby zlokalizować zarodki. Powoli i lekko je rozprowadź, aby większość z nich znajdowała się na pojedynczej warstwie pod powierzchnią brzucha. W każdym rogu macicy woreczki są połączone liniowo ze sobą. Staraj się przestrzegać tej kolejności podczas rozprowadzania.</li>
	<li>Oznacz każdy zarodek na nagiej brzuchu samicy trwałym markerem z ich przednimi/tylnymi i grzbietowymi/brzusznym kierunkami. Znajomość orientacji ułatwi zlokalizowanie serca za pomocą sondy. Numeruj zarodki w prawym i lewym rogu, zaczynając od szyjki macicy (1,

<ol>
	<li>Hoffman, J. I., Kaplan, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+congenital+heart+disease.">The incidence of congenital heart disease.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 39, 1890-1900 (2002).</li><li>Miller, S. P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+brain+development+in+newborns+with+congenital+heart+disease.">Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease.</a> N. Engl. J. Med. 357, 1928-1938 (2007).</li><li>Bruneau, B. G. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+developmental+genetics+of+congenital+heart+disease.">The developmental genetics of congenital heart disease.</a> Nature. 451, 943-948 (2008).</li><li>Wessels, A., Sedmera, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+anatomy+of+the+heart:+a+tale+of+mice+and.">Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and.</a> 15, 165-176 (2003).</li><li>Yu, Q., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ENU+induced+mutations+causing+congenital+cardiovascular+anomalies.">ENU induced mutations causing congenital cardiovascular anomalies.</a> Development. 131, 6211-6223 (2004).</li><li>Seidah, N. G., Prat, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biology+and+therapeutic+targeting+of+the+proprotein+convertases.">The biology and therapeutic targeting of the proprotein convertases.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 11, 367-383 (2012).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+of+ventral+closure+and+axial+rotation+in+embryos+lacking+the+proprotein+convertase+Furin.">Failure of ventral closure and axial rotation in embryos lacking the proprotein convertase Furin.</a> Development. 125, 4863-4876 (1998).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+redundancy+of+the+proprotein+convertase+furin+in+mouse+liver.">Limited redundancy of the proprotein convertase furin in mouse liver.</a> J. Biol. Chem. 279, 53442-53450 (2004).</li><li>Kisanuki, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tie2-Cre+transgenic+mice:+a+new+model+for+endothelial+cell-lineage+analysis+in+vivo.">Tie2-Cre transgenic mice: a new model for endothelial cell-lineage analysis in vivo.</a> Dev. Biol. 230, 230-242 (2001).</li><li>Kim, W., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+endothelial+furin+leads+to+cardiac+malformation+and+early+postnatal+death.">Loss of endothelial furin leads to cardiac malformation and early postnatal death.</a> Mol. Cell Biol. 32, 3382-3391 (2012).</li></ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Ehokardiografia trybu M jest skuteczną i prostą metodą pomiaru in utero częstości akcji serca zarodków myszy. Komercyjnie dostępne przetworniki zapewniają wystarczającą rozdzielczość do wizualizowania małych bijących serc. W ten sposób pozwalają na bardzo dokładne pomiary częstości akcji serca, w porównaniu z innymi metodami, takimi jak pomiar pulsu, i mogą zastępować wysokiej rozdzielczości mikroskopiowe wideo. Jednak obecne narzędzia nie pozwalają na jednoczesną analizę wszystkich z...

CHD jest najczęstszą niezakaźną przyczyną śmierci przy urodzeniu1. Często potrzebne są wielokrotne operacje, aby naprawić wady strukturalne u osób, których jakość życia może pozostać upośledzona1. Dzieci z CHD często rozwijają zaburzenia neurologiczne, nawet jeśli nie przeszły operacji, co wskazuje na istotne konsekwencje in utero dla rozwoju2,3. Zarówno czynniki genetyczne, jak i środowiskowe, takie jak ekspozycja na wirusy lub chemikalia (alkohol) podczas ciąży, powodują CHD. Badania nad genetycznymi czynnikami nadal znajdują się na wczesnym etapie, ale rozwijają się dynamicznie. Aby zidentyfikować te czynniki i zrozumieć ich rolę w rozwoju serca, fenotypowani myszy mutantów za pomocą prostego i potężnego narzędzia będzie bardzo pomocne.
Mysz jest rzeczywiście modelem zwierzęcym do badania CHD, a większość przypadków u ludzi można odtworzyć na myszach4,5. W związku z tym fenotypowani serca płodów mysich stało się coraz ważniejsze w badaniu etiologii ludzkiego CHD i wymaga odpowiednich narzędzi. Chociaż badania histologiczne na utrwalonych próbkach są nieocenione, obrazowanie w czasie rzeczywistym żywych zwierząt jest kluczowe do zrozumienia fizjologii serca. Mikroskop video oferuje obrazowanie na żywo. Jednak wymaga laparotomii do ekspozycji embrionów, co komplikuje ich stan fizjologiczny i hemodynamiczny. Ostatnio echokardiografia stała się standardową techniką obrazowania w ocenie serca zarówno w klinice, jak iwśród myszy.
Echokardiografia płodów mysich przeprowadzana jest za pomocą standardowych klinik systemów ultrasonograficznych, a także systemów ultradźwiękowych o bardzo wysokiej częstotliwości. Te ostatnie zapewniają przetworniki 30 MHz lub wyższej częstotliwości, które generują dwuwymiarowych obrazy i pozwalają na ocenę wczesnych etapów embrionalnych. Te przetworniki mają stosunkowo niską głębokość penetracji (~13 mm), co jednak wystarcza, aby uzyskać odpowiednie płaszczyzny obrazowania i określić podstawowe parametry serca, takie jak częstość akcji serca, lewa i prawa wewnętrzna średnica komory w diastoli i systoli oraz grubość przegrody i ściany, bez konieczności wykonywania laparotomii.
W naszym badaniu użyliśmy systemu ultradźwiękowego o bardzo wysokiej częstotliwości do oceny częstości akcji serca płodów myszy w dniu embrionalnym E18.5. Wybraliśmy przetwornik 30 MHz, który zapewnia pole widzenia 20 mm x 20 mm, co jest idealne biorąc pod uwagę wielkość płodów, z ogniskową 12,7 mm. Jednakże do analizy wcześniejszych etapów rozwojowych można wybrać przetwornik o wyższej częstotliwości. Wybrany tryb M umożliwia wizualizację tkanek w ruchu dzięki wysokiej rozdzielczości czasowej 1000 klatek/s. Cała procedura jest prosta i powinna być wykonywana tak szybko, jak to możliwe, aby uniknąć jakiejkolwiek perturbacji stanu fizjologicznego i hemodynamicznego płodu. Analiza około 8 płodów wymaga około 1 godziny.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td><td>CP0406v2</td><td>1-chloro-2,2,2-trifluoroetyloeter difluorometylowy</td></tr><tr><td>Ultrasound gel</td><td>Parker Laboratories Inc.</td><td>Aquasonic Clear</td><td></td></tr><tr><td>Electrode gel</td><td>Parker Laboratories Inc.</td><td>Spectra 360</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic gel</td><td>Novartis</td><td>Tear-Gel</td><td></td></tr><tr><td>Depilatory cream</td><td>Church Dwight Co., Inc.</td><td>Nair</td><td></td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze/cotton swap</td><td>Q-tips</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Permanent marker</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>High-Resolution In vivo Ultrasound Imaging System</td><td>Visual Sonics</td><td>Vevo770</td><td></td></tr><tr><td>30 MHz Transducer</td><td>Visual Sonics</td><td>RMV707B</td><td></td></tr><tr><td>Imaging platform and physiology controller unit</td><td>Visual Sonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthetic System</td><td>Cyprane North America Inc.</td><td>312462</td><td></td></tr><tr><td>Infrared heating lamp</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in utero measurement of heart rate in mouse by noninvasive m-mode echocardiography

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Wrodzona choroba serca (WCHS) jest najczęstszą niezakaźną przyczyną śmierci przy urodzeniu. Częstość występowania WCHS waha się od 4 do 50 na 1000 urodzeń (Szacunki regionalne dotyczące chorób i urazów, Światowa Organizacja Zdrowia, 2004). Korekty wad serca wymagają zabiegów chirurgicznych, które często obniżają jakość życia, co przypomina nam o znaczeniu znalezienia przyczyn WCHS. Modele myszy mutantów i technologia obrazowania in vivo stały się niezbędnymi narzędziami do badania etiologii tej choroby. Chociaż zaawansowane metody pozwalają na obrazowanie in vivo nieprawidłowych serc w embrionach, ich stan fizjologiczny i hemodynamiczny są często osłabione z powodu chirurgicznych i/lub długotrwałych procedur. Obrazowanie ultrasonograficzne bezinwazyjne może być jednak zastosowane bez chirurgicznego narażania embrionów, zachowując tym samym ich fizjologię. W niniejszym artykule używamy prostego ultradźwięku M-mode do oceny częstości akcji serca embrionów w E18,5 in utero. Wykrycie nieprawidłowych wskaźników częstości akcji serca jest rzeczywiście dobrym wskaźnikiem dysfunkcji serca, a tym samym stanowi pierwszy krok w identyfikacji wad rozwojowych, które mogą prowadzić do niewydolności serca.

Powyższa metoda została wykorzystana do oceny wpływu obecności lub nieobecności furiny - serynowej proteazy w komórkach śródbłonka na tętno zarodków myszy w 18.5 dniu rozwoju in utero. Furina należy do rodziny proproteinowych konwertaz (PC), które ciąć prekursory białek po resztkach zasadowych. Furina i jej substraty to białka sekrecyjne, a cięcie może zachodzić w aparacie Golgiego, endosomach lub na powierzchni komórki. Kluczowymi substratami furiny są TGFb oraz czynniki podobne do TGFb, t...

Watch this Scientific Journal Video about In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography at JoVE.com

Pomiar częstości akcji serca u myszy w łożysku macicznym za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii metodą M

Ultradźwięki o bardzo wysokiej częstotliwości to potężne narzędzie do obrazowania na żywo, służące do badania nieprawidłowości układu krążenia u małych zwierząt. Ich nieinwazyjność pozwala na utrzymanie fizjologicznego stanu zarodków. Przedstawiamy tu użycie ultradźwięków w trybie M w celu zmierzenia częstości akcji serca zarodków w 18,5 dniu ciąży in utero.

In utero pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie M

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Ogólnym celem tej procedury jest zmierzenie częstości akcji serca zarodków myszy w macicy w dniu E 18,5 za pomocą prostego ultradźwięku w trybie M. Osiąga się to poprzez bezpieczne umieszczenie ciężarnej samicy na platformie z ciągłym znieczuleniem. Następnie identyfikuje się lokalizację zarodków wzdłuż naskórka brzucha samicy.Trzecim krokiem jest zmierzenie częstości akcji serca każdego zarodka za pomocą przetwornika 30 megahercowego. Następnie zbierane są ogonki zarodków do genotypowania. Ostatecznie wyniki mogą pokazać, jak częstość akcji serca każdego zarodka jest określana w macicy poprzez zmierzenie czasu wykonania jednego cyklu kardio w milisekundach.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącą metodą, taką jak mikroskopia wideo, jest to, że jest to prosta metoda zaprojektowana zarówno dla specjalistów, jak i osób niebędących specjalistami, a dostarcza wysoce dokładne pomiary częstości akcji serca. Prawidłowe przygotowanie systemu i materiałów jest krytyczne, a zbyt długa procedura może wpłynąć na fizjologiczne i hemodynamiczne cechy płodów. Uruchom system obrazowania ultradźwiękowego.Podłącz głowicę skanującą odpowiadającą przetwornikowi 30 megahercowego i podłącz j

in-utero-measurement-heart-rate-mouse-noninvasive-m-mode

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

W niniejszym filmie zaprezentowano zastosowanie zamontowanej na szynie głowicy ultradźwiękowej o wysokiej częstotliwości do wykonywania echokardiografii u znieczulonej myszy. Metody obejmują zarówno konwencjonalne pomiary funkcji serca w trybie dwuwymiarowym i M-mode, jak i nowsze, bardziej zaawansowane narzędzia, takie jak kolorowy Doppler, analiza odkształceń (strain) oraz ogólne i ukierunkowane obrazowanie kontrastowe.

Echokardiografia i obrazowanie ultrasonograficzne u myszy

Opisano metodę pomiaru ciśnienia w lewej komorze (LV) u myszy w okresie embrionalnym i neonatalnym. Ciśnienie mierzy się poprzez wprowadzenie igły połączonej z przetwornikiem wypełnionym cieczą do LV pod kontrolą ultradźwięków. Podczas realizacji protokołu eksperymentalnego należy zadbać o utrzymanie prawidłowej funkcji serca.

Pomiar ciśnienia w lewej komorze u myszy w późnym okresie embrionalnym i neonatalnym

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

Ten film opisuje protokół wykonywania echokardiografii na myszy laboratoryjnej.

Echokardiografia myszy: nieinwazyjna technika oceny morfologii serca

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Tutaj opisujemy i porównujemy dwie pozycje do uzyskania wierzchołkowego widoku czterokomorowego u myszy. Pozycje te umożliwiają ilościowe określenie funkcji prawej komory, zapewniają porównywalne wyniki i mogą być stosowane zamiennie.

Echokardiograficzny pomiar parametrów rozkurczowych prawej komory serca u myszy

Tutaj prezentujemy protokół nieinwazyjnej elektrokardiografii (EKG), zoptymalizowany dla myszy po urodzeniu, który nie wymaga stosowania środków znieczulających.

Nieinwazyjna elektrokardiografia u myszy okołoporodowej

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Poznaj nieinwazyjną metodę pomiaru tętna zarodków myszy in utero przy użyciu echokardiografii M-mode. Technika ta umożliwia dokładną ocenę czynności serca bez zakłócania stanu fizjologicznego.

In utero pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie M

Przeglądaj więcej filmów