Name: Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-10-24T15:50:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: Poznaj nowy protokół indukcji degeneracji siatkówki u dorosłych Danio rerio poprzez połączone działanie światła UV i halogenowego. Ta metoda umożliwia skuteczne uszkodzenie pręcików i czopków w całej siatkówce.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Xixia Luo za doskonałą hodowlę ryb i wsparcie techniczne. Praca ta została sfinansowana z grantów National Institutes of Health R21EY019401 (RT) i P30EY04068 (RT) oraz funduszy początkowych dla RT, w tym nieograniczonego grantu z Research to Prevent Blindness dla Wayne State University, Department of Ophthalmology. JT był wspierany przez stypendium Thomasa C. Rumble'a zapewnione przez Wayne State University Graduate School.

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez komitet ds. użytkowania zwierząt w Wayne State University School of Medicine.
1. Mroczna adaptacja
<ol>
	<li>Przenieś ~10 dorosłych ryb albinosów lub pigmentowanych z normalnego systemu pomieszczeń do ciemnego pomieszczenia. Jeśli to możliwe, użyj ciemnej obudowy, która jest wbudowana w moduł obudowy danio pręgowanego, co pozwala na normalny przepływ wody przez zbiornik. (Jeśli taki system nie jest dostępny, umieść akwarium w całkowicie ciemnej obudowie, upewniając się, że ryby są napowietrzane tlenem).</li>
	<li>Trzymaj rybę w ciemności przez 10 dni. Podczas karmienia zwierząt lub dodawania nowych ryb do ciemnego pudełka upewnij się, że poruszasz się tak szybko, jak to możliwe, aby uniknąć wystawiania ryb na długi okres światła.</li>
</ol>
2. Ekspozycja na światło UV
<ol>
	<li>Upewnij się, że zasilanie źródła UV jest WYŁĄCZONE. Wyjmij żarnik światła UV z fluorescencyjnego mikroskopu stereoskopowego.
	<ol>
		<li>Użyj odwróconej szklanej szalki Petriego o średnicy 15 cm (lub czegoś o podobnej wysokości 2 cm) jako podstawy dla żarnika UV. Przyklej szalkę Petriego do stołu laboratoryjnego.</li>
		<li>Przyklej żarnik światła UV do górnej części odwróconej szalki Petriego. Ułóż tak, aby ~2 mm końca włókna wystawało poza szalkę Petriego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zaopatrzyć się w szklaną zlewkę o pojemności 250 ml. Przykryj 1/2 dna, boków i tyłu zlewki folią aluminiową, upewniając się, że "błyszcząca" strona folii jest skierowana do wnętrza zlewki. Jeżeli zlewka jest z podziałką, przykryć oznaczoną słowami połowę zlewki folią, pozostawiając przezroczystą połowę zlewki odsłoniętą.</li>
	<li>Napełnić zlewkę o pojemności 250 ml 100 ml wody z systemu dla ryb.</li>
	<li>Umieść zlewkę o pojemności 250 ml w zlewce o pojemności 4 l. Napełnij zlewkę o pojemności 4 l wodą, aż poziom wody się wyrówna z przewodem o pojemności 100 ml w zlewce o pojemności 250 ml.</li>
	<li>Do zlewki o pojemności 250 ml należy dodać maksymalnie 10 zwierząt poddanych działaniu ciemności. Przykryj zlewkę o pojemności 250 ml małym kawałkiem folii aluminiowej.</li>
	<li>Umieść cały aparat do zlewki bezpośrednio przylegający do żarnika UV. Filament powinien stykać się z zewnętrzną stroną zlewki o pojemności 4 l i być skierowany w stronę odsłoniętej części zlewki o pojemności 250 ml. Upewnij się, że zlewka o pojemności 250 ml jest wyśrodkowana na dnie zlewki o pojemności 4 l.</li>
	<li>Umieść duży, nieprzezroczysty ekran za zlewką o pojemności 4 litrów, umożliwiając narażenie zwierząt, ale uniemożliwiając personelowi laboratoryjnemu zobaczenie końcówki włókna UV. UWAGA: upewnij się, że ta bariera jest na swoim miejscu PRZED włączeniem zasilania źródła UV.</li>
	<li>Włącz źródło zasilania UV. Ustaw timer na 30 min. Umieść wszelkie niezbędne etykiety ostrzegawcze, aby upewnić się, że niczego niepodejrzewający personel laboratorium nie wystawi się przypadkowo na promieniowanie UV.</li>
	<li>Po 30 minutach wyłącz źródło zasilania UV. Wyjąć zlewkę o pojemności 250 ml z rybą. UWAGA: jeśli wymagane jest wielokrotne naświetlanie promieniami UV, poczekaj, aż źródło zasilania ostygnie (~20 min) przed powtórzeniem protokołu ekspozycji. Upewnij się, że 100 ml wody zostało zastąpione świeżą wodą z systemu przy każdej ekspozycji. Woda w zlewce o pojemności 4 l nie wymaga wymiany.</li>
</ol>
3. Ekspozycja na światło lampy halogenowej
<ol>
	<li>Przenieść rybę ze zlewki o pojemności 250 ml do przezroczystego akrylowego akwarium o pojemności 1,8 l. Napełnij zbiornik do znaku przepełnienia.</li>
	<li>Skonfiguruj obszar leczenia światłem lampy halogenowej. Zdobądź cztery halogenowe lampy użytkowe o mocy 250 W w lokalnym sklepie z narzędziami. Stojąc twarzą do dwóch lamp w tym samym kierunku, ułóż 29 cm od siebie na środku. Pozostałe dwie lampy ułóż w podobny sposób.
	<ol>
		<li>Umieść drugi zestaw lamp tak, aby były skierowane w stronę pierwszego zestawu lamp, pozostawiając ~73 cm między dwoma zestawami lamp. W ten sposób powstaje obszar leczenia światłem w kształcie prostokąta o wymiarach 29 x 73 cm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zdobądź mały wentylator w lokalnym sklepie z narzędziami. Umieść wentylator w równej odległości między dwoma zestawami lamp, tuż poza obszarem leczenia światłem.</li>
	<li>Umieść dwa zbiorniki o pojemności 1,8 l pełne wody na środku obszaru leczenia światłem, w równej odległości między dwoma zestawami lamp. Odległość między lampami a zewnętrzną ścianą zbiornika powinna wynosić ~29 cm. Uwaga: nawet jeśli leczysz tylko 10 ryb w jednym zbiorniku o pojemności 1,8 l, użyj tego układu. Oba zbiorniki są potrzebne do utrzymania temperatury wody w każdym zbiorniku w odpowiednim zakresie.</li>
	<li>Umieść aerator tlenu w każdym zbiorniku.</li>
	<li>Przykryj każdy zbiornik przezroczystymi akrylowymi pokrywkami, pozostawiając ~ 2 cm szczelinę na końcu najbliżej wentylatora. Ułóż wentylator tak, aby wdmuchiwał powietrze do tej szczeliny. Umieść termometr w jednym lub obu zbiornikach.</li>
	<li>Włącz zasilanie świateł, wentylatora i aeratorów. Utrzymuj lekką kurację do 4 dni. Ryby nie powinny być karmione podczas lekkiego zabiegu, ponieważ wpłynie to na jakość wody i spowoduje większy stres u zwierząt.</li>
	<li>Codziennie monitoruj temperaturę i poziom wody. Utrzymuj temperaturę na poziomie 30-33 °C. W razie potrzeby wyreguluj prędkość wentylatora i/lub odległość między zbiornikami a światłami.
	<ol>
		<li>W razie potrzeby uzupełniaj każdy zbiornik wodą systemową, zwykle codziennie.</li>
		<li>Zawsze używaj zdrowych dorosłych ryb danio pręgowanego (zwykle w wieku 6-9 miesięcy), aby utrzymać wskaźnik przeżywalności bliski 100%. Jeśli jednak ryba zostanie znaleziona martwa w zbiorniku, natychmiast ją usuń i wymień wodę w całym zbiorniku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pobieranie tkanek
<ol>
	<li>Po 48 godzinach od rozpoczęcia leczenia światłem halogenowym należy usunąć ryby z obszaru zabiegowego.
	<ol>
		<li>Przygotuj świeży utrwalacz etanolowy i formaldehyd (1 część 37% formaldehydu, 9 części 100% etanolu).</li>
		<li>Poddaj eutanazji danio pręgowanego za pomocą znieczulającego przedawkowania 2-fenoksyetanolu (0,4 mg/l).</li>
		<li>Przenieś uśpionego danio pręgowanego na ręcznik papierowy. Wyłuszczenie oka za pomocą zakrzywionych kleszczy.</li>
		<li>Umieścić wyłuszczone oczy w utrwalaczu i przechowywać O/N w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Krioochrona oczu.
	<ol>
		<li>Przemyj oczy w 5% sacharozie 1x PBS przez 30 minut w temperaturze pokojowej, a następnie zastąp świeżą 5% sacharozą 1x PBS na 2 godziny. Następnie umyć oczy w 30% sacharozie 1x PBS O/N w temperaturze 4 °C. Przemyć oczy w 1:1 (równych porcjach) pożywki do zamrażania tkanek i 30% sacharozy 1x PBS O/N w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zanurz oczy w 100% pożywce do zamrażania tkanek i przechowuj w temperaturze -80 °C. Ustaw oczy tak, aby kriosekcja tkanki została wykonana na osi grzbietowej/brzusznej.</li>
	<li>Kriosekcja tkanki i umieszczenie na szkiełkach podstawowych. Ciepłe szkiełka podstawowe należy przechowywać przez 2 godziny w temperaturze 55 °C. Przechowywać preparaty w temperaturze -80 °C lub natychmiast wykonać standardowe badania immunohistochemiczne.</li>
	<li>Wykonać standardową immunohistochemię na wyciętej tkance i obrazować za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej40,51.</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Tutaj pokazujemy, że połączenie krótkiej ekspozycji na promieniowanie UV z ciągłą ekspozycją na jasne światło powoduje rozległą utratę fotoreceptorów i silną reakcję regeneracyjną. W porównaniu z indywidualnymi metodami LIRD, ta połączona metoda jest również najskuteczniejszym protokołem do uszkodzenia zarówno pręcików, jak i czopków w obu połówkach siatkówki. Co ważne, zabieg ten jest skuteczny zarówno u zwierząt pigmentowanych, jak i albinosów .
Chociaż przedstawiamy dowody na to, ż...

Zwyrodnienie siatkówki wywołane światłem (LIRD) jest powszechnie stosowane zarówno u gryzoni, jak i u danio pręgowanych do uszkadzania fotoreceptorów pręcików i czopków. U dorosłego danio pręgowanego degeneracja fotoreceptorów powoduje, że komórki glejowe Müllera ponownie wchodzą w cykl komórkowy i wytwarzają przejściowo wzmacniające progenitory. Te progenitory nadal się namnażają, migrując do uszkodzonego obszaru, gdzie ostatecznie dają początek nowym fotoreceptorom. Obecnie istnieją dwa szeroko stosowane paradygmaty LIRD, z których każdy skutkuje różnym stopniem utraty fotoreceptorów i odpowiadającymi im różnicami w odpowiedzi regeneracyjnej. Ponieważ dostępnych jest coraz więcej narzędzi genetycznych i farmakologicznych do testowania roli poszczególnych genów będących przedmiotem zainteresowania podczas regeneracji, istnieje potrzeba opracowania solidnego paradygmatu LIRD. W tym miejscu opisujemy protokół LIRD, który powoduje powszechną i konsekwentną utratę fotoreceptorów zarówno pręcików, jak i czopków, w którym połączyliśmy użycie dwóch wcześniej ustalonych technik LID. Co więcej, protokół ten może zostać rozszerzony do stosowania u zwierząt pigmentowanych, co eliminuje potrzebę utrzymywania interesujących linii transgenicznych na tle albinosów w badaniach LIRD.

<table><tbody><tr><td>Źródło światła UV</td><td>Leica</td><td>EL600</td><td></td></tr><tr><td>Szklana szalka Petriego (150 x 20 mm)</td><td>Sigma-Aldrich/Pyrex</td><td>CLS3160152BO</td><td></td></tr><tr><td>Szklana zlewka 250 ml</td><td>Sigma-Aldrich/Pyrex</td><td>CLS1000250</td><td></td></tr><tr><td>4 L szklana zlewka</td><td>Sigma-Aldrich/Pyrex</td><td>CLS10004L</td><td></td></tr><tr><td>Folia aluminiowa</td><td>Fisher</td><td>01-213-105</td><td></td></tr><tr><td>250 W halogen lampy</td><td>Siła robocza</td><td>265-669</td><td></td></tr><tr><td>1,8 l przezroczyste zbiorniki akrylowe</td><td>Aquaneering</td><td>ZT180T</td><td></td></tr><tr><td>1,8 l przezroczyste akrylowe pokrywy zbiorników</td><td>Aquaneering</td><td>ZT180LCL</td><td></td></tr><tr><td>Wentylator</td><td>Honeywell</td><td>HT-900</td><td></td></tr><tr><td>Aerator</td><td>Tetra</td><td>77853-900</td><td></td></tr><tr><td>Termometr</td><td>Cole-Parmer</td><td>YO-08008-58</td><td></td></tr><tr><td>Wygięty kleszcze (5/45)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504155</td><td></td></tr></tbody></table>

nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych

A Novel Light Damage Paradigm for Use in Retinal Regeneration Studies in Adult Zebrafish

Zwyrodnienie siatkówki wywołane światłem (LIRD) jest powszechnie stosowane zarówno u gryzoni, jak i u danio pręgowanych do uszkadzania fotoreceptorów pręcików i czopków. U dorosłego danio pręgowanego degeneracja fotoreceptorów powoduje, że komórki glejowe Müllera ponownie wchodzą w cykl komórkowy i wytwarzają przejściowo wzmacniające progenitory. Te progenitory nadal się namnażają, migrując do uszkodzonego obszaru, gdzie ostatecznie dają początek nowym fotoreceptorom. Obecnie istnieją dwa szeroko stosowane paradygmaty LIRD, z których każdy skutkuje różnym stopniem utraty fotoreceptorów i odpowiadającymi im różnicami w odpowiedzi regeneracyjnej. Ponieważ dostępnych jest coraz więcej narzędzi genetycznych i farmakologicznych do testowania roli poszczególnych genów będących przedmiotem zainteresowania podczas regeneracji, istnieje potrzeba opracowania solidnego paradygmatu LIRD. W tym miejscu opisujemy protokół LIRD, który powoduje powszechną i konsekwentną utratę fotoreceptorów zarówno pręcików, jak i czopków, w którym połączyliśmy użycie dwóch wcześniej ustalonych technik LID. Co więcej, protokół ten może zostać rozszerzony do stosowania u zwierząt pigmentowanych, co eliminuje potrzebę utrzymywania interesujących linii transgenicznych na tle albinosów w badaniach LIRD.

Opisany powyżej protokół naświetlania porównano z każdą z poszczególnych metod LIRD. U dorosłych zwierząt albino utrzymywanych w ciemności (Ryciny 3-5) poszczególne zabiegi naświetlaniowe doprowadziły do znacznej utraty fotoreceptorów pręcikowych (Rycina 3) oraz czopkowych (Rycina 4). Jednakże obie pojedyncze metody uszkodziły przede wszystkim fotoreceptory w grzbietowej połowie siatkówki, pozostawiając siatkówkę brzuszną stosunkowo chronioną przed działaniem św...

Opisano wiele protokołów uszkodzeń światłem, które uszkadzają fotoreceptory i w konsekwencji wywołują reakcję regeneracji siatkówki u dorosłych ryb pręgowanych. Protokół ten opisuje ulepszoną metodę, która może być stosowana u zwierząt pigmentowanych i która uszkadza zdecydowaną większość fotoreceptorów pręcików i czopków w całej siatkówce.

Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest połączenie dwóch wcześniej opisanych protokołów indukcji degeneracji siatkówki za pomocą światła w celu uszkodzenia zarówno fotoreceptorów pręcikowych, jak i czopkowych w całej siatkówce. Jest to realizowane poprzez wstępną ekspozycję zaadaptowanych do ciemności dorosłych danio pręgowanych na światło UV przez 30 minut. W drugim kroku ryby poddane działaniu UV są niezwłocznie przenoszone do zbiorników otoczonych czterema lampami halogenowymi o mocy 250 watt i eksponowane na ciągłe światło przez okres do czterech dni.Ostatnim krokiem jest eutanazja ryb oraz nukleacja oczu w celu przeprowadzenia dalszych analiz. W końcowym etapie wykorzystuje się mikroskopię immunofluorescencyjną, aby wykazać spójną utratę fotoreceptorów pręcikowych i czopkowych w całej siatkówce. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak naświetlanie światłem UV lub lampami halogenowymi, jest to, że połączenie tych dwóch metod prowadzi do ablacji zarówno pręcików, jak i czopków w całej siatkówce.Uszkodzenie fotoreceptorów indukuje szeroką odpowiedź proliferacyjną, która ostatecznie prowadzi do regeneracji utraconych fotoreceptorów. Technikę tę

a-novel-light-damage-paradigm-for-use-retinal-regeneration-studies

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Nowy paradygmat uszkodzenia świetlnego do zastosowania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danioszy

Opisano metodę warunkowego wyciszania ekspresji białka docelowego w siatkówce dorosłego danio-zebry, która polega na dokonywaniu iniekcji domięśniowych morfolino antysensownych oraz ich elektroporacji do siatkówki. W wyniku tego procesu ekspresja białka jest wyciszona przez kilka dni, co umożliwia zbadanie roli tego białka w regenerującej się lub nienaruszonej siatkówce.

In vivo elektroporacja morfolin do siatkówki dorosłego danio pręgowanego

Ten film demonstruje procedurę wywoływania zwyrodnienia siatkówki u dorosłych ryb pręgowanych za pomocą uszkodzenia laserowego. Laser celuje w komórki fotoreceptorowe w siatkówce, wywołując śmierć komórki i proces zwyrodnieniowy. To uszkodzenie aktywuje komórki glejowe Müllera (MG), prowadząc do ich odróżnicowania w komórki progenitorowe komórek macierzystych, które pomagają w regeneracji siatkówki.

Modelowanie zwyrodnienia i regeneracji siatkówki u danio pręgowanego za pomocą ogniskowego urazu laserowego

Wprowadzamy skuteczną metodę wstecznego oznaczania komórek zwojowych siatkówki (RGC) u dorosłych ryb pręgowanych.

Wsteczne znakowanie komórek zwojowych siatkówki u dorosłych danio pręgowanego za pomocą barwników fluorescencyjnych

Ponieważ wiele modeli chorób neurologicznych i nieneurologicznych u danio pręgowanego jest badanych na dorosłych rybach, a nie na zarodkach/larwach, opracowaliśmy ilościowy test regeneracyjny linii bocznej, który może być zastosowany do modeli chorób u dorosłych ryb danio pręgowanego. Test polegał na rozdzielczości na poziomie 1) neuromastu i 2) poszczególnych komórek rzęsatych.

Test do regeneracji linii bocznej u dorosłych danio pręgowanych

Tutaj pokazujemy ilościowe określenie de- i regeneracji siatkówki oraz jej wpływu na funkcje wzrokowe za pomocą N-metylo-N-nitrozourea u dorosłego danio pręgowanego. Utrata ostrości wzroku i zmniejszenie liczby fotoreceptorów wiązały się z proliferacją w wewnętrznej warstwie jądrowej. Całkowita regeneracja morfologiczna i funkcjonalna nastąpiła po 30 dniach od pierwszego zabiegu.

Zwyrodnienie i regeneracja siatkówki wywołane przez metylonitromocznik (MNU) u danio pręgowanego: charakterystyka histologiczna i funkcjonalna

Regeneracja siatkówki danio pręgowanego była głównie badana przy użyciu stałych siatek oka. Jednak dynamiczne procesy, takie jak interkinetyczna migracja jądrowa, zachodzą podczas odpowiedzi regeneracyjnej i wymagają obrazowania żywych komórek w celu zbadania mechanizmów leżących u ich podstaw. W tym miejscu opisujemy warunki hodowli i obrazowania w celu monitorowania międzykinetycznej migracji jądrowej (INM) w czasie rzeczywistym za pomocą mikroskopii wielofotonowej.

Hodowla dorosłych transgenicznych eksplantatów siatkówki danio pręgowanego do obrazowania żywych komórek za pomocą mikroskopii wielofotonowej

Danio pręgowany jest popularnym modelem zwierzęcym do badania mechanizmów degeneracji/regeneracji siatkówki u kręgowców. Protokół ten opisuje metodę wywoływania miejscowego urazu zakłócającego zewnętrzną siatkówkę przy minimalnym uszkodzeniu wewnętrznej siatkówki. Następnie monitorujemy in vivo morfologię siatkówki i odpowiedź glejową Müllera przez cały okres regeneracji siatkówki.

Aktywacja komórek glejowych Müllera w indukowanym laserowo modelu zwyrodnienia i regeneracji siatkówki u danio pręgowanego

Opisano model mechanicznego uszkodzenia mózgu u dorosłego danio pręgowanego, aby zbadać mechanizmy molekularne regulujące ich wysoką zdolność regeneracyjną. Metoda wyjaśnia, jak stworzyć ranę kłutą w tektum nerwu wzrokowego wielu gatunków małych ryb w celu oceny odpowiedzi regeneracyjnych za pomocą fluorescencyjnego barwienia immunologicznego.

Model rany kłutej dorosłego nerwu wzrokowego z wykorzystaniem danio pręgowanego i medaka do analizy porównawczej zdolności regeneracyjnych

Obecny protokół opisuje metodę wywoływania specyficznych tkankowo i wysoce powtarzalnych urazów u larw danio pręgowanego za pomocą laserowego systemu uszkodzeń połączonego z automatyczną platformą mikroprzepływową do obsługi larw.

Kontrolowane półautomatyczne urazy indukowane laserem do badania regeneracji rdzenia kręgowego u larw danio pręgowanego

Artykuł wyjaśnia, jak chirurgicznie usunąć oczy z żywych larw danio pręgowanego, co jest pierwszym krokiem w kierunku zbadania, jak wejście siatkówki wpływa na wzrost i rozwój tektum nerwu wzrokowego. Ponadto artykuł zawiera informacje na temat znieczulenia, fiksacji i preparacji larw, a następnie immunohistochemii i obrazowania konfokalnego.

Usunięcie oczu u żywych larw danio pręgowanego w celu zbadania zależnego od unerwienia wzrostu i rozwoju układu wzrokowego

Ten protokół opisuje metodologię genetycznej ablacji nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) przy użyciu transgenicznego modelu danio pręgowanego. Dostosowanie protokołu w celu włączenia modulacji szlaku sygnałowego za pomocą związków farmakologicznych jest bardzo szczegółowe. Opracowano platformę MATLAB do ilościowego określania regeneracji RPE na podstawie pigmentacji, która została zaprezentowana i omówiona.

Ablacja za pośrednictwem nitroreduktazy/metronidazolu oraz platforma MATLAB (RpEGEN) do badania regeneracji nabłonka barwnikowego siatkówki danio pręgowanego

Poznaj nowy protokół indukcji degeneracji siatkówki u dorosłych Danio rerio poprzez połączone działanie światła UV i halogenowego. Ta metoda umożliwia skuteczne uszkodzenie pręcików i czopków w całej siatkówce.

Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych (Wideo) | JoVE Journal

Nowy paradygmat uszkodzeń spowodowanych światłem do wykorzystania w badaniach nad regeneracją siatkówki u dorosłych danio pręgowanych

Przeglądaj więcej filmów