Name: Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 50 s
Description: Poznaj metodę kolorymetrycznego wykrywania bakterii chorobotwórczych w dużych ilościach wody rolniczej przy użyciu modyfikowanych wymazów Moore'a i papierowych urządzeń analitycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Z wdzięcznością dziękujemy za dofinansowanie tego projektu z grantów Narodowego Instytutu Żywności i Rolnictwa USDA na lata 2009-01208 i 2009-01984.

1. Koncentracja bakterii w dużych ilościach wody rolniczej za pomocą MMS
<ol>
	<li>Przygotowanie do wiadomości MMS
	<ol>
		<li>Wytnij prostokątny odcinek 4-warstwowej gazy o wymiarach 40 x 12 cm.</li>
		<li>Złóż gazę wzdłuż obu osi, aby uzyskać prostokąt o wymiarach 20 x 6 cm.</li>
		<li>Zwiń gazę ciasno wzdłuż jej długiej osi, aby utworzyć cylindryczny wacik o wysokości około 6 cm i średnicy 3 cm.</li>
		<li>Autoklaw gazy w folii aluminiowej, nie autoklawuj kasety. Kasetę należy odkazić, mocząc ją przez 30 minut w 10% domowym wybielaczu, a resztkowy chlor dezaktywować, mocząc kasetę przez 15 minut w pięciowodnym roztworze pięciowodnego tiosiarczanu sodu (Na2S2O3·5H2O) (50 mg/l przygotowanym w sterylnej wodzie).</li>
		<li>Włóż wacik do kasety MMS. 
		UWAGA: Jeśli używana jest jednorazowa wersja kasety MMS, zacznij od 4-warstwowego arkusza gazy o wymiarach 80 x 22 cm, złóż go do 40 x 11 cm i zwiń, aby utworzyć cylinder o wysokości około 11 cm i średnicy 6 cm.</li>
		<li>Zmontuj MMS.</li>
		<li>Przymocuj rurki winylowe do króćców po obu stronach MMS, upewniając się, że rurka całkowicie przylega do króćców, i zamocuj rurkę w pompie perystaltycznej. Upewnij się, że przewód przed pompą perystaltyczną ma wystarczającą długość do pobrania próbek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Koncentracja bakterii
	<ol>
		<li>Pobrać próbkę z co najmniej 10 l wody rolniczej, uruchamiając pompę perystaltyczną z dużą prędkością.</li>
		<li>Po zakończeniu pobierania próbek należy wyjąć wlot pompy perystaltycznej z próbki wody i kontynuować pracę pompy, aż nie zaobserwuje się, że woda ściekowa wydostaje się z MMS.</li>
		<li>Jeśli kolektor jest używany do prowadzenia kilku próbek w tym samym czasie, należy zebrać ścieki z każdego MMS, a gdy 10 L zostanie przefiltrowane przez pojedynczy MMS, zamknij zawór dla tego konkretnego MMS i kontynuuj pracę pompy.
		<ol>
			<li>Po zakończeniu pobierania próbek należy wyjąć wlot pompy perystaltycznej z wody rolniczej, otworzyć wszystkie zawory kolektora i kontynuować pracę pompy, aż nie zaobserwuje się, że woda ściekowa wydostaje się z MMS.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu koncentracji dla wszystkich MMS-ów, ostrożnie wyjmij rurki winylowe z króćców MMS i zakryj króćce po obu stronach MMS-ów. Ściśle zamknięte MMS-y można przechowywać do 12 godzin przed dodaniem nośnika wzbogacającego.</li>
</ol>
2. Wzbogacanie MMS i przygotowanie próbki
<ol>
	<li>wzbogacenie
	<ol>
		<li>Odkręć pokrywkę MMS i aseptycznie dodaj 20 ml odpowiedniego sterylnego bulionu wzbogacającego. Użyj jednego MMS-a dla każdego selektywnego wzbogacenia. Alternatywnie należy przeprowadzić nieselektywne wzbogacanie w celu namnażania wszystkich trzech docelowych bakterii w tej samej próbce. 
		UWAGA: W przypadku korzystania z jednorazowej wersji kasety MMS, należy aseptycznie wyjąć filtr z gazy z kasety i umieścić go w sterylnej torbie przed dodaniem 225 ml odpowiedniego środka wzbogacającego.
		<ol>
			<li>W celu wzbogacenia E. coli dodać 20 ml buforowanej wody peptonowej (BPW) uzupełnionej 8 mg/l chlorowodorku wankomycyny.</li>
			<li>W celu wzbogacenia Salmonella spp., dodać 20 ml BPW uzupełnionego suplementem Salmonella (4 ml/l).</li>
			<li>W celu wzbogacenia L. monocytogenes dodać 20 ml bulionu VIDAS UP Listeria (LPT).</li>
			<li>Do jednoczesnego nieselektywnego wzbogacania wszystkich trzech mikroorganizmów za pomocą jednego MMS należy użyć uniwersalnego bulionu do wstępnego wzbogacania (UPB).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Ponownie mocno przykręć pokrywę MMS-a. Upewnij się, że króćce są szczelnie zakręcone, aby uniknąć rozlania i ewentualnego zanieczyszczenia podczas wzbogacania.</li>
		<li>Inkubować MMS do 18-24 godzin w inkubatorze z wytrząsaniem przy 200 obr./min. Stosować temperaturę 42 °C dla selektywnego wzbogacania E. coli i Salmonella spp. Do selektywnego wzbogacania L. monocytogenes należy stosować 30 °C, a do wzbogacania nieselektywnego stosować 37 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie próbki
	<ol>
		<li>Po zakończeniu inkubacji wyjąć MMS z inkubatora, odkręcić jeden z króćców i delikatnie dozować około 0,5 ml do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml. Alternatywnie, odkręcić MMS i odpipetować 0,5 ml nocnego wzbogacania. 
		UWAGA: Jeśli używana jest jednorazowa wersja kasety MMS, odpipetuj 0,5 ml wzbogacenia z worka.</li>
		<li>Do analizy kolorymetrycznej selektywnego wzbogacania E. coli lub do analizy nieselektywnych wzbogaceń, należy sonikować 0,5 ml wzbogacenia przy 5 W, 22 kHz przez 20 sekund za pomocą sonikatora sondy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie i osadzanie podłoży kolorymetrycznych w μPADach
<ol>
	<li>Przygotuj wystarczającą ilość μPAD dla każdej badanej próbki i celu. Do wykrywania E. coli należy przygotować μPAD CPRG i X-Gluc, do wykrywania Salmonella spp. przygotować MC μPADs, a do wykrywania L. monocytogenes przygotować μPAD X-InP.
	<ol>
		<li>Przygotować bufor HEPES [0,1 M HEPES z 0,1% albuminą surowicy bydlęcej (BSA)] dla substratów kolorymetrycznych i dostosować pH buforu zgodnie z substratem, który ma być użyty: pH 7,5 do przygotowania CPRG lub X-Gluc, pH 9 dla MC i pH 7 dla X-InP.</li>
		<li>Przygotować roztwory podstawowe substratów w buforze HEPES o dostosowanym pH o stężeniach 3 mM (CPRG), 62,5 mM (X-Gluc), 15 mM (MC), 100 mM (X-InP). Roztwory podstawowe należy chronić przed światłem.</li>
		<li>Umieść μPAD w sterylnej szalce Petriego, a następnie zanurz mikroplamkę μPAD w 24 μl roztworu podstawowego każdego substratu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Wykrywanie i analiza danych
<ol>
	<li>wykrywanie
	<ol>
		<li>Dodać 6 μl wzbogaconej próbki do każdej odpowiedniej mikroplamki μPAD znajdującej się na szalce Petriego.</li>
		<li>Umieść pokrywę z powrotem na szalce Petriego i zamknij ją Parafilmem.</li>
		<li>Inkubować próbkę za pomocą μPAD w temperaturze 37 °C przez maksymalnie 3 godziny, aby umożliwić rozwój koloru i wysuszenie mikroplamek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oględziny wyników
	<ol>
		<li>Wykrywanie zmian koloru μPADs. za pomocą prostej kontroli wzrokowej
		UWAGA: Zazwyczaj po 18-24 godzinach wzbogacania spodziewane są silne reakcje, które powodują ostateczne zmiany koloru, co powinno wyeliminować potrzebę dalszego klarowania i należy je uznać za pozytywne.</li>
		<li>Określić obecność próbki dodatniej na obecność E. coli, obserwując, jak mikroplamki osadzone w CPRG zmieniają kolor z żółtego na czerwono-fioletowy, a mikroplamki z X-Gluc zmieniają kolor z bezbarwnego na niebiesko-zielony.</li>
		<li>Określić obecność próbki dodatniej L. monocytogenes, obserwując mikroplamki osadzone w X-InP, które zmieniają się z bezbarwnych na indygo.</li>
		<li>Określić obecność próbki dodatniej na obecność Salmonella spp., obserwując mikroplamki osadzone w MC zmieniające się z bezbarwnego na fioletowo-fioletowy</li>.
	</ol>
	</li>
	<li>Oprogramowanie wspomagające analizę danych 
	UWAGA: Przeprowadzane w celu jednoznacznego określenia, czy słabe reakcje są dodatnie czy ujemne oraz w celu umożliwienia półilościowej analizy wyników.
	<ol>
		<li>Poczekaj, aż μPADy całkowicie wyschną.</li>
		<li>Zeskanuj μPAD za pomocą skanera płaskiego.</li>
		<li>Użyj oprogramowania ImageJ, aby przetworzyć obraz.
		<ol>
			<li>"Otwórz" zeskanowany obraz do analizy w ImageJ znajdującym się w zakładce "Plik" w menu głównym (lub naciśnij "Clt+O").</li>
			<li>Odwróć obraz, wybierając opcję "Odwróć" znajdującą się w zakładce "Edycja" w menu głównym (lub naciśnij "Clt+Shift+I").</li>
			<li>Skorzystaj z zakładki "Analizuj" w menu głównym i wybierz "Ustaw pomiary...", aby wybrać raportowane pomiary do analizy.</li>
			<li>Upewnij się, że pola "Średnia intensywność szarości", "Ogranicz do progu" i "Wyświetl etykietę" są zaznaczone, a następnie naciśnij "OK". Określa to sposób, w jaki oprogramowanie analizuje każdy wybrany obszar i w jaki sposób go raportuje.</li>
			<li>Użyj narzędzia "Owal", aby narysować okrąg wyznaczający obszar, w którym chcesz zmierzyć.</li>
			<li>W zakładce "Analizuj" wybierz "Zmierz" (lub naciśnij "Clt+M"). Oprogramowanie zmierzy średnią intensywność szarości w zdefiniowanym obszarze i przedstawi ją na wyskakującym ekranie, który można skopiować i wkleić do programu Excel w celu dalszej analizy. 
			UWAGA: W celu uzyskania dokładniejszych analiz należy przeprowadzić co najmniej dwie powtórzenia techniczne każdej próbki.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guidance+for+industry%3A+Guide+to+minimize+microbial+food+safety+hazards+for+fresh+fruits+and+vegetables%22">Guidance for industry: Guide to minimize microbial food safety hazards for fresh fruits and vegetables</a>. , U.S. Dept. of Health and Human Service, Food and Drug Administration, Center for Food Safety and Applied Nutrition (CFSAN). (1998).</li>
<li>Bisha, B., Pérez-Méndez, A., Danyluk, M. D., Goodridge, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Modified+Moore+swabs+and+continuous+flow+centrifugation+for+concentration+of+Salmonella+and+Escherichia+coli+O157%3AH7+from+large+volumes+of+water%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Food+Prot%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Modified Moore swabs and continuous flow centrifugation for concentration of Salmonella and Escherichia coli O157:H7 from large volumes of water).</a> J Food Prot. 74, 1934-1937 (2011).</li>
<li>Sbodio, A., Maeda, S., Lopez-Velasco, G., Suslow, T. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Moore+swab+optimization+and+validation+in+capturing+E.+coli+O157%3AH7+and+Salmonella+enterica+in+large+volume+field+samples+of+irrigation+water%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Modified Moore swab optimization and validation in capturing E. coli O157:H7 and Salmonella enterica in large volume field samples of irrigation water.</a> Food Res Int. 51, 654-662 (2013).</li>
<li>McEgan, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Salmonella+spp.+from+large+volumes+of+water+by+modified+Moore+swabs+and+tangential+flow+filtration%5BTitle%5D)+AND+%22Lett+Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Detection of Salmonella spp. from large volumes of water by modified Moore swabs and tangential flow filtration.</a> Lett Appl Microbiol. 56, 88-94 (2013).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Solicitation+Number%3A+FDA-SS-1116253%22">Solicitation Number: FDA-SS-1116253</a>. , Administration USFaD. (2013).</li>
<li>Jokerst, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+paper-based+analytical+device+for+colorimetric+detection+of+select+foodborne+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Development of a paper-based analytical device for colorimetric detection of select foodborne pathogens.</a> Analytical Chemistry. 84, 2900-2907 (1021).</li>
<li>Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterned+paper+as+a+platform+for+inexpensive%2C+low-volume%2C+portable+bioassays%5BTitle%5D)+AND+%22Angew+Chem+Int+Edit%22%5BJournal%5D)">Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays.</a> Angew Chem Int Edit. 46, 1318-1320 (2007).</li>
<li>Martinez, A. W., Phillips, S. T., Wiley, B. J., Gupta, M., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FLASH%3A+A+rapid+method+for+prototyping+paper-based+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">FLASH: A rapid method for prototyping paper-based microfluidic devices.</a> Lab on a Chip. 8, 2146-2150 (1039).</li>
<li>Abe, K., Suzuki, K., Citterio, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inkjet-printed+microfluidic+multianalyte+chemical+sensing+paper%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Inkjet-printed microfluidic multianalyte chemical sensing paper.</a> Analytical Chemistry. 80, 6928-6934 (1021).</li>
<li>Cheng, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Millimeter-scale+contact+printing+of+aqueous+solutions+using+a+stamp+made+out+of+paper+and+tape%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Millimeter-scale contact printing of aqueous solutions using a stamp made out of paper and tape.</a> Lab on a Chip. 10, 3201-3205 (1039).</li>
<li>Lu, Y., Shi, W. W., Jiang, L., Qin, J. H., Lin, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+prototyping+of+paper-based+microfluidics+with+wax+for+low-cost%2C+portable+bioassay%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Rapid prototyping of paper-based microfluidics with wax for low-cost, portable bioassay.</a> Electrophoresis. 30, 1497-1500 (2009).</li>
<li>Jokerst Rapid detection of pathogens using paper devices. US patent. , WO2012125781 A3 (2012).</li>
<li>T10-06 Colorimetric paper-based detection of Salmonella spp. and Escherichia coli from artificially contaminated irrigation river water. Bisha, B., et al. Internation Association for Food Protection Annual Meeting, Providence, RI, , (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten opisuje zintegrowaną metodę wykrywania E. coli, Salmonella spp. i L. monocytogenes w wodzie rolniczej. W tym przypadku stężenie MMS bakterii w dużych objętościach (10 l) wody rolniczej jest połączone ze wzbogacaniem bakteryjnym i bakteryjno-orientacyjną detekcją kolorymetryczną za pomocą μPADs. Procedura MMS radzi sobie z wysoką zawartością cząstek stałych w próbkach wody przy jednoczesnej 10-krotnej koncentracji bakterii, jest wystarczająco wytrzymała i prosta do zastosowań tereno...

Ważne jest, aby czynniki chorobotwórcze przenoszone drogą pokarmową były wykrywane szybko i najlepiej w terenie, aby zmniejszyć obciążenie chorobami przenoszonymi drogą pokarmową. Typowe strategie wykrywania patogenów bakteryjnych przenoszonych przez żywność obejmują profilowanie biochemiczne, hodowlę selektywną i różnicową, izolację immunologiczną i wykrywanie oraz wykrywanie molekularne. Metody te są jednak utrudnione ze względu na sporadyczne zanieczyszczenie, małe rozmiary badanych próbek, często niskie stężenia bakterii chorobotwórczych przenoszonych przez żywność, wymagają długiego czasu przetwarzania i/lub nie mają zastosowania w warunkach polowych. Co więcej, związki zawarte w wielu matrycach spożywczych hamują wykrywanie i diagnostykę. W celu zwiększenia prawdopodobieństwa wykrycia drobnoustrojów, Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków zasugerowała, że badanie wody rolniczej (takiej jak woda do mycia i woda do nawadniania), która ma kontakt z dużą powierzchnią świeżych produktów lub służy jako nośnik zanieczyszczenia produktów, jest realną alternatywą dla bezpośredniego testowania żywności1. Mimo to często niskie naturalne obciążenie patogenami w połączeniu z efektem rozcieńczenia reprezentatywnej próbki wody rolniczej sprawia, że metody przygotowania próbki pod kątem stężenia patogenu mają zasadnicze znaczenie. Taka metoda wymagałaby pobierania próbek dużych ilości wody (≥10 l), odpowiedniego stężenia patogenów i zgodności z dalszymi strategiami wykrywania.
Zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS) to niedrogie, proste i wytrzymałe urządzenia służące do koncentracji bakterii z dużych objętości (≥10 L) wody2-4. MMS składa się z plastikowej kasety wypełnionej gazą, która służy jako filtr zgrubny dla dużych ilości wody pompowanej przez kasetę za pomocą pompy perystaltycznej. MMS to niedyskryminująca metoda zagęszczania bakterii (stężenie ≥10-krotne), która wychwytuje organiczne i nieorganiczne cząstki stałe, w tym mikroorganizmy, w przetwarzanych próbkach cieczy. Jest prawdopodobne, że doskonałą skuteczność koncentracji docelowych mikroorganizmów przez MMS można wytłumaczyć faktem, że oczekuje się, iż mikroorganizmy zostaną przyłączone do frakcji mułowo-ilastej lub mikroagregatów organicznych zawiesiny3. Wytrzymała konstrukcja MMS pozwala na przezwyciężenie większości niedociągnięć związanych z innymi metodami filtracji w celu wychwytywania i koncentracji bakterii z wody, takich jak zatykanie filtrów, niemożność przetwarzania dużych objętości, filtrowanie próbek o wysokim zmętnieniu i wysokie koszty. Z tych powodów FDA zaleca, aby MMS zostały włączone do oficjalnych procedur pobierania próbek związanych z ochroną środowiska i produktami5.
Tutaj opisana jest metoda zagęszczania, wzbogacania i wykrywania Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes z wód rolniczych. MMS służy do koncentracji bakterii, a także służy jako naczynie do selektywnego lub nieselektywnego wzbogacania bakterii. Wykrywanie bakterii odbywa się biochemicznie za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPADs)6. μPAD mogą być wytwarzane jako sieci fluidyczne lub testy punktowe przy użyciu różnych metod, w tym fotolitografii, druku atramentowego, tłoczenia i druku woskowego7-11. Przykładami projektów fluidycznych mogą być wzorce kanałów dendrytycznych, w których próbka jest osadzana w środku, a następnie przepływa do dystalnych zbiorników lub wzorce jednokanałowe, w których próbka lub substrat są wyciągane z zewnętrznych zbiorników kanału przez działanie kapilarne do środka12. W tym protokole zdecydowaliśmy się zastosować matryce punktowe z woskowanego papieru o średnicy 7 mm osadzone w podłożach chromogennych, które mogą być przetwarzane przez enzymy wskazujące na testowane tutaj mikroorganizmy: czerwony β-D-galaktopiranozyd chlorofenolu (CPRG) i 5-bromo-4-chloro-3-indolyl β-D-glukuronid (X-Gluc) do wykrywania β-galaktozydazy i β-glukuronidazy wytwarzanych przez E. coli; kaprylan 5-bromo-6-chloro-3-indolylu (kaprylan magenty) do wykrywania C8-esterazy wytwarzanej przez Salmonella spp.; i fosforan 5-bromo-4-chloro-3-indolilo-mio-inozytolu (X-InP) do wykrywania fosfolipazy C specyficznej dla fosfatydyloinozytolu C (PI-PLC) wytwarzanej przez L. monocytogenes6. W ten sposób obecność określonej bakterii można zaobserwować wizualnie bez konieczności stosowania skomplikowanego sprzętu lub interpretacji danych. Specyficzność i czułość kolorymetrycznej detekcji μPAD tych specyficznych bakterii docelowych była już wcześniej badana6. Ponadto oceniono czułość zintegrowanej metody wykrywania stężenia i detekcji tych docelowych bakterii poprzez nasycanie dużych objętości wody z wcześniej określonymi poziomami mikroorganizmów (dane niepublikowane oraz Bisha i wsp.13).

<table><tbody><tr>Woda <td></td><td></td><td>rolnicza</td><td>Woda do nawadniania, woda do mycia, woda ze studni itp.</td></tr><tr><td>Rurki winylowe</td><td>Wilmar</td><td>BN-CVT1005</td><td>&nbsp; 1/4" średnica wewnętrzna,&nbsp; Średnica zewnętrzna 3/8", dostępna w:&nbsp; http://www.wilmar.com</td></tr><tr><td>Zmodyfikowany wkład Moore Swab&nbsp;</td><td>Lumiere Diagnostics</td><td></td><td>11 &frac12; cm długości i 4 &frac12; cm szerokości, dostępne pod adresem:&nbsp; http://www.lumierediagnostics.com.&nbsp; Alternatywnie można użyć jednorazowej wersji wkładu (patrz tekst)</td></tr><tr><td>Gaza</td><td>Chesapeake Wiper & Dostawa, Inc.</td><td>CC90</td><td>Grade #90, splot 44 x 36, dostępny w:&nbsp; www.raglady.com</td></tr><tr><td>Wybielacze domowe</td><td>Różne</td><td></td><td>Stężenie podchlorynu sodu ok. 6%</td></tr><tr><td>Tiosiarczan sodu 5-hydrat</td><td>Mallinckrodt Baker Inc</td><td>8100-04</td><td></td></tr><tr><td>Kolektor</td><td>zbudowany we własnym zakresie</td><td></td><td>Opcjonalnie, urządzenie może być zbudowane z rur PVC i odpowiednich kształtek</td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna</td><td>Mikrometry</td><td>RPP1300</td><td>Dostępne pod adresem:&nbsp; http://www.micronmeters.com</td></tr><tr><td>Pipeta serologiczna</td><td>Różne</td><td></td><td>jednorazowe, 10 ml</td></tr><tr><td>Uniwersalny bulion do wstępnego wzbogacania</td><td>Difco</td><td>223510</td><td></td></tr><tr><td>Buforowana woda peptonowa</td><td>Difco</td><td>218105</td><td></td></tr><tr><td>Suplement Salmonella</td><td>Biom&eacute; rieux Industry</td><td>42650</td><td>http://www.biomerieux-usa.com</td></tr><tr><td>VIDAS UP Listeria (LPT) Rosół</td><td>Biom&eacute; rieux Industry</td><td>410848</td><td>http://www.biomerieux-usa.com</td></tr><tr><td>Vancomycin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861987</td><td>http://www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>Pipet-Aid</td><td>Różne</td><td></td><td>tutaj używane Drummond DP-110</td></tr><tr><td>Inkubator wstrząsający</td><td>Various</td><td></td><td>Excella E25, New Brunswick Scientific używany tutaj</td></tr><tr><td>Mikropipeta&nbsp;</td><td>Różne</td><td></td><td>10 &mu; l, 1 ml</td></tr><tr><td>Końcówki do mikropipet</td><td>Różne</td><td></td><td>bariery, 10 &mu; l, 1 ml</td></tr><tr><td>1,5 probówki do mikrowirówek</td><td>Różne</td><td></td><td>sondy bez RNaz i DNaz</td></tr><tr><td>Sonikator Q</td><td>Sonica LLC</td><td>Seria</td><td></td> XL-2000</tr> <tr><td>i mikro; Podkładki Avant</td><td>&nbsp;</td><td></td><td>Drukowane woskiem koła o średnicy 7 mm, o grubości linii 4 pkt. Skontaktuj się z dr Charlesem Henrym, aby uzyskać dodatkowe informacje</td></tr><tr><td>HEPES [N-(2-Hydroxyethyl)piperazyno-N&prime; -2-etanosulfonowy]</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8022</td><td></td></tr><tr><td>Chlorofenol czerwony-galaktopiranozyd (CPRG)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>59767</td><td></td></tr><tr><td>5-bromo-4-chloro-3-indolilo-&beta;-D-glukuronid (X-Gluc)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B8174</td><td></td></tr><tr><td>5-bromo-6-chloro-3 indolylkaprylan (magenta kaprylate)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>53451</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan 5-bromo-4-chloro-mio-inozytolu (X-InP)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>38896</td><td></td></tr><tr><td>Szalki Petriego, polistyren 100 mm na 15 mm</td><td>Różne</td><td></td><td>sterylne</td></tr><tr><td>płaskie skanery Różne</td><td></td><td></td><td>skanery USB Xerox</td></tr><tr><td>Oprogramowanie ImageJ</td><td>Narodowe Instytuty Zdrowia</td><td></td><td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td></tr></tbody></table>

kolorymetryczne wykrywanie escherichia coli, salmonella spp. i listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

Ten protokół opisuje szybkie wykrywanie kolorymetryczne Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes z dużych objętości (10 L) wód rolniczych. Tutaj woda jest filtrowana przez sterylne zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), które składają się z prostego filtra z gazy zamkniętego w plastikowym wkładzie, w celu koncentracji bakterii. Po filtracji w MMS przeprowadza się nieselektywne lub selektywne wzbogacanie bakterii docelowych. W celu kolorymetrycznego wykrywania bakterii docelowych, wzbogacenia są następnie oznaczane za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w substratach wskazujących na obecność bakterii. Każdy substrat reaguje z enzymami bakteryjnymi wskazującymi na cel, wytwarzając kolorowe produkty, które można wykryć wizualnie (detekcja jakościowa) na μPAD. Alternatywnie, cyfrowe obrazy przereagowanych μPAD mogą być generowane za pomocą zwykłych urządzeń skanujących lub fotograficznych i analizowane za pomocą oprogramowania ImageJ, co pozwala na bardziej obiektywną i ustandaryzowaną interpretację wyników. Chociaż biochemiczne procedury przesiewowe mają na celu identyfikację wyżej wymienionych patogenów bakteryjnych, w niektórych przypadkach enzymy wytwarzane przez mikrobiotę tła lub degradacja substratów kolorymetrycznych mogą dawać fałszywie dodatni wynik. W związku z tym potrzebne jest potwierdzenie za pomocą bardziej dyskryminującej diagnostyki. Niemniej jednak ta platforma koncentracji i wykrywania bakterii jest niedroga, czuła (granica wykrywalności 0,1 CFU/ml), łatwa do wykonania i szybka (zatężanie, wzbogacanie i wykrywanie odbywa się w ciągu około 24 godzin), co uzasadnia jej zastosowanie jako wstępnej metody przesiewowej pod kątem jakości mikrobiologicznej wody rolniczej.

Zgodnie z opisanym protokołem, zagęszczanie bakterii przy użyciu MMS (Rycina 1) może zostać przeprowadzone w ciągu około 15-20 min. MMS jest wykonany z akrylonitrylo-butadien-styrenu (ABS) i składa się z dwóch oddzielnych elementów: pokrywki oraz wkładu, z których oba posiadają zintegrowany zespół kranika, w który wstawia się cylindryczny tampon z gazy (Rycina 1A). Oba komponenty są następnie skręcane, tworząc MMS (Rycina 1B). Procesowanie w systemie MMS jest napędzane p...

Protokół obejmujący zintegrowane zagęszczenie, wzbogacenie i kolorymetryczne wykrywanie patogenów przenoszonych przez żywność w dużych ilościach wody rolniczej jest tutaj przedstawiony. Woda jest filtrowana przez zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), wzbogacone o selektywne lub nieselektywne media, a detekcja odbywa się za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w bakteryjno-orientacyjnych podłożach kolorymetrycznych.

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

This protocol describes rapid colorimetric detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from large volumes (10 L) of ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykrywanie patogenów przenoszonych przez żywność w dużych objętościach wody rolniczej. W tym celu przygotowuje się zmodyfikowany wymaz, zwany w dalszej części tekstem MMS, umieszczając złożony kawałek gazy lub tkaniny serowej w kasecie MMS. Następnie, w miejscu pobierania próbek, bakterie docelowe są zagęszczane poprzez przepuszczanie dużych objętości wody przez MMS przy użyciu pompy perystaltycznej.Końce MMS są następnie szczelnie zamykane i transportowane z powrotem do laboratorium. Do MMS dodaje się selektywną lub nieselektywną pożywkę wzbogacającą, a następnie inkubuje go przez 18 do 24 godzin. Następnie zbiera się wzbogacone kultury i przygotowuje lizaty w celu detekcji E. coli.Zostają one naniesione na mikropłytki z mikropunktami nasączonymi substratami do kolorymetrycznej detekcji enzymatycznej i inkubowane przez maksymalnie trzy godziny. Następnie mikropłytki są sprawdzane i skanowane. Ostatecznie analiza wizualna i ilościowa mikropunktów pozwala wykryć obecność E. coli, gatunków Salmonella oraz L. monocytogenes na poziomach tak niskich jak 0,1 CFU na mililitr.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z filtracją membranową i hodowlą na podłożach stałych jest możliwość analizy większych objętości próbek wody. Zwiększa to czułość analizy i skraca czas namnażania. Czas do detekcji zostaje również skrócony do poziomu poniżej 24 godzin, w porównaniu do 24–48 godzin w przypadku metody filtracji membranowej.Ponadto mikroplecy mogą być wykorzystywane do jednoczesnego wykrywania trzech różnych patogenów przenoszonych przez żywność, co nie jest możliwe na tradycyjnych stałych pożywkach bakteryjnych. Zastosowanie tej techniki rozciąga się na analizę wód rolniczych, a także na badania po zdarzeniach ekstremalnych, takich jak pożary lasów lub ekstremalne opady deszczu; oba te zjawiska mogą prowadzić do zwiększenia kontaminacji mikrobiologicznej wód powierzchniowych wykorzystywanych do nawadniania upraw. Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy zaistniała potrzeba szybkiego przesiewania dużych objętości wody w celu wykrycia patogenów po pożarach w Kolorado latem 2012 i 2013 roku. Metoda ta musiała być dostosowana do użytku w terenie ze względu na oddalone obszary pobierania próbek, co utrudniało gromadzenie i transport dużych ilości wody do analiz w laboratorium.Protokół należy rozpocząć od przygotowania zmodyfikowanego tamponu MMS. Wytnij z czterowarstwowej gazy prostokątny fragment o wymiarach 40 na 12 centymetrów. Złóż gazę wzdłuż obu osi, aby uzyskać prostokąt o wymiarach 20 na 6 centymetrów. Następnie ciasno zroluj gazę wzdłuż dłuższej osi, tworząc cylindryczny tampon o wysokości około 6 centymetrów i średnicy 3 centymetrów.Włóż wymaz do aluminiowej saszetki i wysterylizuj w autoklawie przez 15 minut. Po zastosowaniu cyklu suchego przy ciśnieniu 15 PSI, urządzenie jest gotowe do zabrania w teren. Po dotarciu na miejsce podłącz rurki winylowe do króćców po obu stronach MMS, upewniając się, że rurki ściśle przylegają do króćców.Następnie zamocuj dren w pompie perystaltycznej. Upewnij się, że odcinek drenu przed pompą perystaltyczną jest wystarczająco długi, aby umożliwić pobieranie próbek w celu zagęszczenia bakterii. Umieść wlot pompy perystaltycznej w pobieranej wodzie rolniczej.Uruchom pompę perystaltyczną z szybkością przepływu 300 ml/min i pobierz próbkę o objętości co najmniej 10 l. Po zakończeniu pobierania wyjmij wlot pompy perystaltycznej z próbki wody i kontynuuj pracę pompy, aż do momentu, gdy przestanie wypływać woda. Wyjdź z MMS po zakończeniu pomiaru stężenia.W przypadku wszystkich zmodyfikowanych wymazówek należy ostrożnie usunąć winylowe rurki z kraników MMS, a następnie zakryć kraniki po obu stronach MMS. Szczelnie zamknięte MMS należy przechowywać przez maksymalnie 12 godzin w temperaturze chłodniczej przed dodaniem podłoża wzbogacającego. W niniejszej procedurze zaprezentowane zostanie wzbogacanie dla E. coli, gatunków Salmonella oraz L. monocytogenes. Do każdego selektywnego wzbogacania wykorzystuje się jedno MMS.Odkręć pokrywę MMS i w celu namnożenia e coli dodaj 20 milliliters sterylnej buforowanej wody peptydowej lub BPW uzupełnionej o eight milligrams per liter chlorowodorku wankomycyny. Mocno zakręć ponownie pokrywę MMS.W celu namnożenia gatunków salmonella, dodać 20 ml sterylnego BPW uzupełnionego suplementem Salmonella w ilości czterech ml na litr. W celu namnożenia L. monocytogenes, dodać 20 ml sterylnego bulionu list area. Inkubować MMS od 18 do 24 godzin w inkubatorze z wytrząsaniem przy 150 RPM; po zakończeniu inkubacji.Wyjmij MMS z inkubatora. Odkręć pokrywkę. Delikatnie przelej pożywkę do probówki Falcon, a następnie za pomocą pipety ostrożnie przenieś 0.5 milliliters do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1.5 milliliter.W przygotowaniu do analizy kolorymetrycznej selektywnego namnażania E. coli lub analizy namnażania nieselektywnego, poddaj sonikacji 0,5 ml namnażania przy mocy 5 W i częstotliwości 22 kHz przez 20 s. Używając probotora, przygotuj roztwory stokowe substratów C-P-R-G-X glukozy, magenta cap relate oraz XINP w buforze HEPES o skorygowanym pH. Chronić roztwory stokowe przed światłem pięć promo sześć.CHLORO three in allele, capite lub magenta capite są wrażliwe na światło i mogą potencjalnie generować fałszywie dodatnie wyniki w wyniku autodegradacji. Dla każdej badanej próbki i celu umieść jedną mikropodkładkę w sterylnym szalce Petriego. Do wykrywania E. coli przygotuj mikropodkładki CPRG i xgl.W celu wykrycia gatunków salmonelli należy przygotować mikroplastry magenta capite, a w celu wykrycia L. monocytogenes – mikroplastry XINP. Za pomocą pipety nanieść 24 µL każdego roztworu zapasowego substratu na mikroplamkę mikroplastra. W ramach przygotowania do detekcji dodać sześć µL wzbogaconej próbki na każdy odpowiedni mikroplaster.Nałożyć pokrywkę z powrotem na szalkę Petriego i uszczelnić ją parafफिल्मem. Inkubować próbkę z mikroplatformą w temperaturze 37 °C przez maksymalnie trzy godziny, aby umożliwić rozwój barwy i wyschnięcie mikroplamek. Po inkubacji przeprowadzić detekcję poprzez prostą wizualną ocenę zmian koloru mikroplatform.Należy pamiętać, że silne reakcje wywołujące wyraźne zmiany barwy są zazwyczaj spodziewane po 18 do 24 godzinach namnażania. Są one uznawane za pozytywne i nie wymagają dalszego wyjaśnienia. W przypadku obecności e coli mikroplamki zawierające CPRG zmienią kolor z żółtego na czerwony.Plamki fioletowe i mikroplamki. Plamki z xlu zmienią kolor z bezbarwnego na niebiesko-zielony, jak pokazano tutaj. W przypadku obecności L. monocytogenes, mikroplamki z XINP zmienią kolor z bezbarwnego na indygo.W przypadku obecności gatunków salmonella, mikroplamki z zatopionym magenta capite zmienią kolor z bezbarwnego na purpurowy M. W przypadkach, gdy reakcje są słabo dodatnie, należy użyć oprogramowania w celu ułatwienia półilościowej analizy wyników. Aby to zrobić, należy pozwolić na całkowite wyschnięcie mikropadów. Następnie należy zeskanować mikropad za pomocą skanera płaskiego.Do przetworzenia obrazu należy użyć oprogramowania ImageJ. Następnie w programie ImageJ otwórz przeskanowany obraz przeznaczony do analizy. Aby odwrócić obraz, kliknij kartę „Edit” w menu głównym i wybierz opcję „Invert”.Użyj karty analiza w menu głównym i wybierz ustawienia pomiarów, aby wskazać raportowane pomiary do analizy. Upewnij się, że zaznaczone są opcje limit średniej intensywności szarości dla progu oraz wyświetlaj pola etykiet, a następnie naciśnij OK. Określa to sposób, w jaki oprogramowanie analizuje każdy wybrany obszar i w jaki sposób go raportuje.Następnie, używając narzędzia do rysowania owali, obrysuj obszar do analizy w zakładce analyze, a następnie wybierz measure. Oprogramowanie zmierzy średnią intensywność szarości w zdefiniowanym obszarze i wyświetli wynik w oknie pop-up, z którego można go skopiować i wkleić do programu Excel w celu dalszej analizy. Testy na podkładkach mikro (micro pad assays) opierają się na wykrywaniu enzymów wskaźnikowych bakterii, które reagują z substratami chromometrycznymi.Testy wykrywające e coli dają produkt w kolorze niebiesko-zielonym oraz produkt w kolorze czerwono-fioletowym. Testy wykrywające gatunki salmonella oraz L monocytogenes dają odpowiednio kolory purpurowy oraz indygowy. Alternatywnie, zdigitalizowane obrazy można przetwarzać przy użyciu oprogramowania Image J, aby umożliwić bardziej obiektywną i ustandaryzowaną interpretację danych.Tutaj przedstawiono zdigitalizowane kolorowe i metryczne obrazy dla każdego testu, zawierające wyniki negatywne oraz pozytywne. Testy negatywne przeprowadzono z użyciem gatunków bakterii, które nie kodują docelowych enzymów, natomiast testy pozytywne wykonano z bakteriami docelowymi. Pierwszy wiersz przedstawia niezmodyfikowane obrazy skanowane w drugim wierszu.Zeskanowane obrazy zostały przekonwertowane na skalę szarości przy użyciu oprogramowania ImageJ. W trzecim rzędzie odwrócono kolory w celu późniejszej interpretacji intensywności szarości.Czwarty wiersz przedstawia średnią intensywność szarości zmierzoną programem ImageJ w obrębie każdego mikropunktu na mikropodkładce. Przykładowy mikropunkt wskazano żółtą strzałką i okręgiem. Wykres ten prezentuje średnie intensywności szarości z czterech powtórzeń określone przez ImageJ. Dla każdego koloru przedstawiono mikropodkładkę testową pozytywną i negatywną.Dane te wykazują, że za pomocą tej procedury można przeprowadzić niejednoznaczną detekcję trzech mikroorganizmów docelowych skoncentrowanych z dużych objętości wody rolniczej. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś mieć dobre zrozumienie procesu montażu zmodyfikowanego tamponu Moore'a. Pozwala on na koncentrację interesujących mikroorganizmów z dużej objętości wody rolniczej, a także na przeprowadzenie kolorymetrycznej detekcji enzymatycznej i analizy na papierowych urządzeniach analitycznych.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o uwzględnieniu etapu sonikacji w celu detekcji e coli. Ważne jest również, aby w maksymalnym stopniu chronić podłoże magenta capite przed światłem. Prawidłowe uszczelnienie i montaż MMS przed inkubacją jest niezbędne dla pomyślnego zakończenia procedury wraz z dodatkowym wywoływaniem.Technika ta obiecuje stać się bardzo użytecznym, prostym, niedrogim i szybkim podejściem do diagnostyki w punkcie opieki (point of need) w kierunku patogenów mikrobiologicznych oraz mikroorganizmów wskaźnikowych, wykraczającym poza zastosowania w bezpieczeństwie żywności. Technika ta może znaleźć potencjalne zastosowanie w mikrobiologii środowiskowej i klinicznej. Należy pamiętać, że praca z mikroorganizmami patogennymi może być niezwykle niebezpieczna, dlatego ważne jest unikanie rozlania wzbogaceń bakteryjnych, a także powstawania bioaerozoli.Podczas wykonywania tej procedury należy zawsze przestrzegać standardowych środków ostrożności przy pracy z mikroorganizmami patogennymi.

colorimetric-paper-based-detection-escherichia-coli-salmonella-spp

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Kolorymetryczna detekcja oparta na papierze Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes z dużych ilości wody rolniczej

Niniejszy protokół opisuje prostą metodę opartą na zastosowaniu taśmy klejącej do pobierania próbek z powierzchni pomidorów oraz innych świeżych produktów rolnych, a następnie szybką detekcję całych komórek Salmonella przy użyciu fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (FISH).

Połączenie pobierania próbek za pomocą taśmy klejącej i fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ w celu szybkiego wykrywania Salmonella na świeżych produktach rolnych

Niedawno opisaliśmy nowatorskie podejście do generowania fluorogennych sond DNAzymowych, które mogą być wykorzystane do stworzenia prostego, fluorescencyjnego testu typu „wymieszaj i odczytaj” do wykrywania bakterii. Te specjalne sondy DNA katalizują rozszczepienie zmodyfikowanego chromoforem substratu chimerycznego DNA-RNA w obecności surowej mieszaniny zewnątrzkomórkowej (CEM) produkowanej przez konkretną bakterię, przekładając tym samym detekcję bakterii na generowanie sygnału...

Wykrywanie bakterii przy użyciu fluorogennych DNAzymów

Opisujemy metodę testową z wykorzystaniem czujnika elektrochemicznego do szybkiego wykrywania i identyfikacji bakterii. Badanie wykorzystuje macierz czujników z funkcjonalizowanymi sondami wychwytującymi w postaci oligonukleotydów DNA dla sekwencji specyficznych dla gatunku rybosomalnego RNA (rRNA). Hybrydyzacja typu kanapkowego docelowego rRNA z sondą wychwytującą oraz sondą detekcyjną w postaci oligonukleotydu DNA sprzężonego z peroksydazą chrzanową generuje mierzalny prąd amperometryczny.

Wykrywanie i identyfikacja bakterii z wykorzystaniem czujników elektrochemicznych

Zacznij od skażonej próbki wody, która prawdopodobnie zawiera kałowe coliformy, w tym E. coli.Wykonaj seryjne rozcieńczanie w wodzie destylowanej, aby zmniejszyć mętność i obciążenie mikroorganizmami.Wymieszaj pożądaną próbkę z nośnikiem odżywczym i załaduj ją do mikrofluidu.Użyj filtracji próżniowej, aby wychwytywać bakterie na membranie w serpentynowym kanale chipa.Dodaj pożywkę do górnej komory i inkubuj, aby wspomóc regenerację bakterii.Zastąpić podłoże roztworem fagów specyficznych dla E.

Badanie mikrofluidyczne oparte na fagach do wykrywania żywotnej E. coli w próbkach wody

Ten film demonstruje kolorymetryczną metodę wykrywania E. coli, polegającą na tym, że biomarker E. coli aktywuje DNAzyme, prowadząc do rozszczepienia wiązania RNA i odłączenia koniugatu DNAzyme-ureaza. Kolejny test kolorymetryczny wykrywa biomarker E. coli poprzez zmiany pH wywołane amoniakiem.

Kolorymetryczne wykrywanie biomarkera bakteryjnego za pomocą zmodyfikowanego papierka lakmusowego

Test qPCR został opracowany do wykrywania Escherichia coli O157:H7 z unikalnym markerem genetycznym, Z3276. qPCR połączono z leczeniem monoazydkiem propidyny (PMA) w celu wykrywania żywych komórek. Protokół ten został zmodyfikowany i dostosowany do formatu płytki 96-dołkowej w celu łatwej i spójnej obsługi wielu...

Wykrywanie żywych komórek Escherichia coli O157:H7 metodą PMA-qPCR

Diagnoza zakażenia Eimeria u kurcząt pozostaje wymagająca. Podejścia oparte na morfologii pasożytów i patologii żywiciela są zwykle niejednoznaczne, podczas gdy podejścia molekularne oparte na PCR okazały się wymagające pod względem kosztów i wiedzy specjalistycznej. Celem tego protokołu jest ustanowienie amplifikacji izotermicznej za pośrednictwem pętli (LAMP) jako prostej diagnostyki molekularnej infekcji eimeriana.

Testy amplifikacji izotermicznej za pośrednictwem pętli (LAMP) do specyficznego dla gatunku wykrywania emerii, które infekują kurczaki

Ten manuskrypt opisuje dupleksowy cyfrowy test PCR, który może być używany do jednoczesnego ilościowego oznaczania Enterococcus spp. i markerów genetycznych HF183 jako wskaźników ogólnego i związanego z człowiekiem zanieczyszczenia kałem w wodach rekreacyjnych.

Dupleksowy cyfrowy test PCR do jednoczesnej kwantyfikacji Enterococcus spp. i ludzkiego markera HF183 związanego z kałem w wodzie

Opisujemy protokół kolorymetrycznego wykrywania E. coli za pomocą zmodyfikowanego testu lakmusowego, który wykorzystuje DNA rozszczepiające RNA, ureazę i kulki magnetyczne.

Kolorymetryczne wykrywanie bakterii za pomocą papierka lakmusowego

Ogólnym celem tego protokołu jest synteza funkcjonalnych nanosensorów do przenośnego, opłacalnego i szybkiego wykrywania specyficznie ukierunkowanych bakterii chorobotwórczych poprzez połączenie relaksacji magnetycznej i emisji fluorescencji.

Badania przesiewowe patogenów przenoszonych przez żywność przy użyciu nanoczujnika magnetofluorescencyjnego: szybkie wykrywanie E. coli O157:H7

Poznaj metodę kolorymetrycznego wykrywania bakterii chorobotwórczych w dużych ilościach wody rolniczej przy użyciu modyfikowanych wymazów Moore'a i papierowych urządzeń analitycznych.

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej (Wideo) | JoVE Journal

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

Przeglądaj więcej filmów