Name: Ocena żywotności wstrzyknięcia ludzkiego tłuszczu nagim myszom za pomocą mikrotomografii komputerowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Poznaj metodę oceny retencji przeszczepów tłuszczowych u myszy CD1 przy użyciu mikrotomografii komputerowej. Technika ta umożliwia nieinwazyjne monitorowanie objętości przeszczepu w czasie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Oak Foundation, Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine oraz National Institute of Health, Granty NIHR21DE019274, NIHR01DE019434, NIHR01DE021683, and NIHU01HL099776 M.T.L. D.C.W. były wspierane przez ACS Franklin H. Martin Faculty Research Fellowship, Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine oraz Stanford University Child Health Research Institute Faculty Scholar Award. Mikrotomografię komputerową przeprowadzono w Stanford Center for Innovation in Vivo Imaging.

UWAGA: Protokoły eksperymentalne i formularze zgody pacjenta na uzyskanie tłuszczu zostały przejrzane i zatwierdzone przez Institutional Review Board Uniwersytetu Stanforda (Protokół #2188). Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Stanford Administrative Panel on Laboratory Animal Care (APLAC) na mocy Protokołu #9999. Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone przy ścisłym przestrzeganiu wytycznych dotyczących bezpieczeństwa zwierząt i humanitarnej opieki.
1. Zbieranie tłuszczu
<ol>
	<li>Za pomocą procedury Colemana17-19 należy pozyskać ludzką tkankę tłuszczową z okolic brzucha, boku i/lub ud zdrowych pacjentek poddawanych liposukcji planowej.</li>
	<li>Aby przetworzyć lipoaspirat do szczepienia, zacznij od pozostawienia tłuszczu na 30 minut.</li>
	<li>Lipoaspirat zazwyczaj składa się z trzech warstw, z olejem na górze, tłuszczem w środku i krwią na dole. Odessać i wyrzucić górną warstwę oleju i dolną warstwę krwi.</li>
	<li>W celu dalszego usunięcia pozostałego płynu tumescencyjnego lub resztek komórkowych, należy odwirowywać tłuszcz przez 5 minut w temperaturze 350 x g i temperaturze 4 °C, a następnie zassać dolną warstwę wodną.</li>
	<li>Oblicz ilość tłuszczu potrzebną do szczepienia, uwzględniając 20% błąd podania, i przenieś żądaną objętość tłuszczu do 50 ml stożka. Pomnóż 400 przez liczbę myszy w badaniu, aby uzyskać mikrolitry tłuszczu potrzebnego do szczepienia.</li>
	<li>W tym momencie, jeśli wykonujesz Lipotransfer wspomagany komórkami20,21, umieść objętość tłuszczu do szczepienia na lodzie. Następnie zbierz komórki zrębu pochodzące z tkanki tłuszczowej (ASC) z pozostałego tłuszczu przy użyciu standardowej techniki opisanej przez Zuk i wsp. 22.</li>
</ol>
2. Przeszczep tłuszczu
<ol>
	<li>Uzyskaj samice, homozygotyczne nagie myszy CD-1 do badania eksperymentalnego. Wybierz myszy w wieku od 8 do 12 tygodni</li>.
	<li>Aby wywołać znieczulenie, umieść mysz w pudełku z 2,5% mieszaniną izofluranu i tlenu w tempie 2 l/min na około 10 minut. Należy pamiętać, że zalecana dawka izofluranu różni się w zależności od szczepu myszy.</li>
	<li>Gdy tempo oddychania myszy zwolni, potwierdź odpowiednią sedację za pomocą uszczypnięcia palca u nogi. Nałóż weterynaryjną smarującą maść okulistyczną na oba oczy myszy.</li>
	<li>Jeśli mysz nie drgnie w odpowiedzi na uszczypnięcie palca, potwierdza to wystarczającą płaszczyznę znieczulenia. Umieść nos myszy w stożku nosowym dostarczającym 2,5% mieszaniny izofluranu i tlenu z prędkością 1-2 l/min. Jeśli mysz cofnie się po uszczypnięciu palca, wróć do pudełka do powalania i przetestuj ponownie po 5 minutach.</li>
	<li>Ustaw sterylne pole pod myszą, a następnie wysterylizuj skórę głowy 2,5% jodonem powidonu, a następnie 70% roztworem etanolu. Powtórz jeszcze dwa razy. </li>
	<li>Umieść serwety chirurgiczne na myszy i uważaj, aby utrzymać sterylne pole. Przez cały czas należy używać sterylnych narzędzi, rękawic i środków ochrony osobistej.</li>
	<li>Jeśli objętość tłuszczu do szczepienia została wcześniej umieszczona na lodzie, pozwól tłuszczowi najpierw dostosować się do RT przed podaniem.</li>
	<li>Do strzykawki typu luer-lock o pojemności 1 ml należy dodać 1 ml tłuszczu.</li>
	<li>Podłącz kaniulę do przeszczepu tłuszczu o długości 14 G i długości 8 cm do końca strzykawki.</li>
	<li>Zalać system poprzez wciśnięcie tłoka strzykawki do momentu, aż w strzykawce pozostanie od 200 do 400 μl tłuszczu. Wciskając tłok strzykawki, upewnij się, że kaniula jest całkowicie wypełniona tłuszczem, obserwując tłuszcz wychodzący z dystalnego otworu kaniuli.</li>
	<li>Za pomocą cienkich kleszczy podnieś skórę grzbietową w linii środkowej pokrywającą najbardziej ogonową część czaszki. Wykonaj nacięcie 1,5 mm w skórze za pomocą cienkich nożyczek.</li>
	<li>Umieść pojedynczy nylonowy szew 6-0 przez środek cięcia, który później zostanie użyty do zbliżenia krawędzi rany po wykonaniu przeszczepu. Nie wiązać szwu.</li>
	<li>Utwórz kieszeń podskórną nad czaszką, wprowadzając kaniulę przez nacięcie skóry i przesuwając kaniulę tam iz powrotem w kształcie wachlarza nad czaszką, aby uwolnić wszelkie przyczepy tkanki łącznej do leżącej nad nią skóry.</li>
	<li>Po utworzeniu kieszeni umieść kaniulę w linii środkowej myszy bezpośrednio nad czaszką, aż końcówka znajdzie się w najbardziej rostralnej części kieszeni, która powinna znajdować się tuż za linią narysowaną między oczami. (Rysunek 1A)</li>
	<li>Powoli wstrzykuj tłuszcz w sposób wsteczny, przesuwając tłok, jednocześnie odciągając kaniulę do tyłu. Za pomocą kleszczy zbliż do siebie krawędzie rany i podnieś je, aby tłuszcz nie wyciekał z kieszeni.</li>
	<li>Zawiąż szew, który został wcześniej założony, upewniając się, że pierwszy węzeł lekko przylega do skóry. Zawiąż jeszcze trzy kwadratowe węzły i odetnij szew ogonem o średnicy 3 mm. (Rysunek 1B)</li>
	<li>Potwierdź za pomocą wizualizacji i ręcznego badania palpacyjnego, że kieszeń nie jest przepełniona, a skóra pokrywająca kieszeń nie jest napięta. Jeśli kieszeń została przepełniona, przetnij szew i usuń cały tłuszcz z kieszeni. Umyj kieszeń solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) o pH 7,4 i ponownie wstrzyknij mniejszą ilość tłuszczu.</li>
	<li>Wyjmij mysz ze znieczulenia i umieść ją na plecach lub boku w czystej klatce. Monitoruj zwierzę pod kątem regularnego oddychania, normalnych ruchów, braku krwawienia oraz oznak bólu lub niepokoju. Buprenorfinę należy podawać podskórnie w dawce 0,1 mg/kg mc. co 6 godzin przez okres do 48 godzin, jeśli zwierzę odczuwa ból.</li>
	<li>Upewnij się, że zwierzę obudziło się na tyle, aby utrzymać leżącą mostek, zanim pozostawisz je bez opieki. Nie umieszczaj zwierzęcia w klatce z innymi zwierzętami, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.</li>
	<li>Po 4 godzinach upewnij się, że zwierzę jest w stanie normalnie jeść i pić, poruszać się i oddychać oraz że nie ma krwawienia z miejsca operacji. Zwróć go do placówki opieki nad zwierzętami.</li>
</ol>
3. Mikrotomografia komputerowa
<ol>
	<li>Skanuj myszy pod kątem objętości wyjściowej do 3. dnia po operacji, a następnie powtórz skany w 2., 4., 6. i 8. tygodniu po operacji.</li>
	<li>Podczas obrazowania myszy w każdym punkcie czasowym należy postępować zgodnie z wytycznymi dotyczącymi sedacji i opieki nad zwierzętami przed i po zabiegu, jak opisano wcześniej w krokach 2.2-2.4 i 2.17-2.19.</li>
	<li>Wykonaj skany za pomocą mikrotomografu komputerowego o rozmiarze woksela rekonstrukcyjnego 100 μm lub lepszym.</li>
	<li>Przy szczytowym kilonapięciu promieniowania rentgenowskiego wynoszącym 80 kVp i prądzie anodowym 450 μA, podaj każdej myszy dawkę około 5 centiGy podczas 9-minutowego skanowania. Należy pamiętać, że wartości te różnią się w zależności od protokołu skanowania.</li>
	<li>Przed wykonaniem pierwszego skanu należy skalibrować mikrotomografię komputerową za pomocą fantomu obrazowania, który rozróżnia intensywność powietrza, wody i kości.</li>
	<li>Umieść cztery myszy w skanerze w pozycji brzusznej, z dwiema myszami na górze i dwiema na dole. Łóżko skanujące można łatwo zbudować przy użyciu strzykawek o pojemności 60 ml do przytrzymywania ciała myszy i strzykawek o pojemności 10 ml jako stożków do nosa. 23</li>
	<li>Utrzymuj myszy w znieczuleniu za pomocą 2,5% mieszaniny izofluranu i tlenu w ilości 1-2 l na minutę.</li>
	<li>Potwierdź za pomocą obrazu zwiadowczego, że cała czaszka myszy, od nosa do pierwszego kręgu szyjnego i od czubka czaszki do podstawy czaszki, zostanie zobrazowana.</li>
</ol>
4. Analiza mikrotomografii komputerowej
<ol>
	<li>Otwórz zrekonstruowane obrazy za pomocą oprogramowania do analizy obrazowania mikrotomografem komputerowym, które umożliwia tworzenie obszarów zainteresowania (ROI) poprzez wybór wokseli przy użyciu progów intensywności pikseli. Oprogramowanie umożliwia również tworzenie powierzchni 3D poprzez interpolację wybranych wokseli oraz do analizy objętościowej.</li>
	<li>Zacznij od załadowania zrekonstruowanych obrazów TK w dwuwymiarowym (2D) widoku koronalnym, osiowym i strzałkowym. (Rysunek 2A)</li>
	<li>Używając wycinka osiowego jako przewodnika, przejdź do wycinka strzałkowego, który odpowiada skrajnemu lewemu aspektowi przeszczepu tłuszczu. Wybierz górny i dolny próg intensywności pikseli, który przechwytuje wszystkie woksele odpowiadające przeszczepowi tłuszczu, ale nie obejmuje otaczającej tkanki i kości. (Rysunek 2B)</li>
	<li>Zdefiniuj ROI w widoku strzałkowym, który odpowiada przeszczepowi tłuszczu, korzystając z wcześniej zdefiniowanych progów intensywności pikseli. Powtarzaj tę procedurę co piąty plasterek strzałkowy, nawigując, aż do osiągnięcia skrajnego prawego aspektu przeszczepu. (Rysunek 2C)</li>
	<li>Interpoluj wybrane woksele ze wszystkich ROI 2D w jeden, połączony ROI 3D. (Rysunek 2D)</li>
	<li>Rejestruj wielkość zwrotu z inwestycji obliczoną przez oprogramowanie.</li>
	<li>Renderuj izopowierzchnię 3D, aby zwizualizować końcową objętość przeszczepu tłuszczu. (Rysunek 2E)</li>
	<li>W kolejnych analizach należy pamiętać, aby maksymalne i minimalne wartości progowe intensywności pikseli były takie same, jak te używane w analizie bazowej.</li>
</ol>
5. Żniwa tłuszczu
<ol>
	<li>Po przeskanowaniu myszy w 8 tygodniu 24,25 punkt czasowy, znieczulij myszy, jak opisano wcześniej w krokach 2.2-2.4 i 2.17-2.19.</li>
	<li>Postępując zgodnie z wytycznymi APLAC, poddaj myszy eutanazji, oddzielając ich kręgosłupy.</li>
	<li>Umieść mysz w polu operacyjnym. Za pomocą nożyczek do tenotomii ostrożnie otwórz kieszeń i wypreparuj leżące nad nią przyczepy skóry i tkanki łącznej z przeszczepu tłuszczu.</li>
	<li>W tym momencie pomocne może być wycięcie łaty leżącej nad nim skóry grzbietowej, aby pomóc w ekstrakcji przeszczepu. (Rysunek 3A)</li>
	<li>Lekko utrzymuj przyczepność na przeszczepie za pomocą kleszczy i obracaj przeszczep z boku na bok, aby uwidocznić kolejne punkty napięcia, które należy zwolnić nożyczkami.</li>
	<li>Podczas wycinania należy trzymać się jak najbliżej przeszczepu, aby zminimalizować tkankę łączną pobraną wraz z przeszczepem. (Rysunek 3B)</li>
	<li>Po wycięciu przeszczepu zmierz masę na wytarowanej skali z dokładnością co najmniej 0,01 grama.</li>
	<li>Obliczyć objętość przeszczepu tłuszczu, używając zmierzonej wartości masy i średniej gęstości ludzkiego tłuszczu (0,9 g/ml) jako współczynnika konwersji.</li>
	<li>Porównaj obliczoną objętość przeszczepu tłuszczu z tą uzyskaną za pomocą mikrotomografii komputerowej.</li>
	<li>Przeszczepy tłuszczu można przetworzyć w celu badania histologicznego lub dalszej analizy, jeśli zajdzie taka potrzeba.</li>
</ol>

<ol><li>Gir, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fat+grafting%3A+evidence-based+review+on+autologous+fat+harvesting%2C+processing%2C+reinjection%2C+and+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage.</a> Plast Reconstr Surg. 130 (1), 249-258 (2012).</li>
<li>Kaufman, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+fat+transfer+national+consensus+survey%3A+trends+in+techniques+for+harvest%2C+preparation%2C+and+application%2C+and+perception+of+short-+and+long-term+results%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results.</a> Plast Reconstr Surg. 119 (1), 323-331 (2007).</li>
<li>Smith, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+human+fat+grafting%3A+effect+of+harvesting+and+preparation+techniques+on+adipocyte+graft+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival.</a> Plast Reconstr Surg. 117 (6), 1836-1844 (2006).</li>
<li>Eppley, B. L., Dadvand, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injectable+soft-tissue+fillers%3A+clinical+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Injectable soft-tissue fillers: clinical overview.</a> Plast Reconstr Surg. 118 (4), 98e-106e (2006).</li>
<li>Yarborough, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+treatment+of+soft+tissue+defects+with+injectable+collagen%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">The treatment of soft tissue defects with injectable collagen.</a> Am J Med Sci. 290 (1), 28-31 (1985).</li>
<li>Baumann, D. P., Butler, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+tissue+coverage+in+abdominal+wall+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Clin+North+Am%22%5BJournal%5D)">Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction.</a> Surg Clin North Am. 93 (5), 1199-1209 (2013).</li>
<li>Tukiainen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chest+wall+reconstruction+after+oncological+resections%5BTitle%5D)+AND+%22Scand+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Chest wall reconstruction after oncological resections.</a> Scand J Surg. 102 (1), 9-13 (2013).</li>
<li>Zan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+treatment+of+facial+soft-tissue+deformities+in+postburn+patients%3A+a+proposed+classification+based+on+a+retrospective+study%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study.</a> Plast Reconstr Surg. 132 (6), 1001e-1014e (2013).</li>
<li>Bucky, L. P., Percec, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+science+of+autologous+fat+grafting%3A+views+on+current+and+future+approaches+to+neoadipogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Aesthet+Surg+J%22%5BJournal%5D)">The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis.</a> Aesthet Surg J. 28 (3), 313-321 (2008).</li>
<li>Lee, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+pressure+and+shear+on+autologous+fat+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">The effect of pressure and shear on autologous fat grafting.</a> Plast Reconstr Surg. 131 (5), 1125-1136 (2013).</li>
<li>Kirkham, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+liposuction+cannula+size+on+adipocyte+viability%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability.</a> Ann Plast Surg. 69 (4), 479-481 (2012).</li>
<li>Medina, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3rd+et+al.+Polymer+therapy%3A+a+novel+treatment+to+improve+fat+graft+viability%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability.</a> Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2270-2282 (2011).</li>
<li>Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+liposuction+fat+reimplantation+and+long-term+volume+evaluation+by+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging.</a> Ann Plast Surg. 26 (3), 248-258 (1991).</li>
<li>Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+approach+for+increasing+the+survival+of+autologous+fat+grafts+in+the+treatment+of+contour+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects.</a> Plast Reconstr Surg. 104 (4), 945-954 (1999).</li>
<li>Fontdevila, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+long-term+viability+of+facial+fat+grafts%3A+an+objective+measure+using+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Aesthet+Surg+J%22%5BJournal%5D)">Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography.</a> Aesthet Surg J. 28 (4), 380-386 (2008).</li>
<li>Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+fat+grafting%3A+long-term+evidence+of+its+efficacy+in+midfacial+rejuvenation%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Facial+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation.</a> Arch Facial Plast Surg. 11 (1), 24-28 (2009).</li>
<li>Coleman, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+fat+grafts%3A+the+ideal+filler%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Structural fat grafts: the ideal filler.</a> Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).</li>
<li>Coleman, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+fat+grafting%3A+more+than+a+permanent+filler%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Structural fat grafting: more than a permanent filler.</a> Plast Reconstr Surg. 118 (3 Suppl), 108S-120S (2006).</li>
<li>Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+fat+grafts+harvested+and+refined+by+the+Coleman+technique%3A+a+comparative+study%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study.</a> Plast Reconstr Surg. 122 (3), 932-937 (2008).</li>
<li>Matsumoto, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-assisted+lipotransfer%3A+supportive+use+of+human+adipose-derived+cells+for+soft+tissue+augmentation+with+lipoinjection%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection.</a> Tissue Eng. 12 (12), 3375-3382 (2006).</li>
<li>Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem%2Fprogenitor+cells%3A+roles+in+adipose+tissue+remodeling+and+potential+use+for+soft+tissue+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation.</a> Regen Med. 4 (2), 265-273 (2009).</li>
<li>Zuk, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multilineage+cells+from+human+adipose+tissue%3A+implications+for+cell-based+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies.</a> Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).</li>
<li>Habte, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+a+multiple+mice+holder+on+quantitation+of+high-throughput+MicroPET+imaging+with+and+without+Ct+attenuation+correction%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction.</a> Mol Imaging Biol. 15 (5), 569-575 (2013).</li>
<li>Chung, M. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-computed+tomography+evaluation+of+human+fat+grafts+in+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice.</a> Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).</li>
<li>Thanik, V. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+for+studying+diffusely+injected+human+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">A murine model for studying diffusely injected human fat.</a> Plast Reconstr Surg. 124 (1), 74-81 (2009).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma konkurencyjnego interesu finansowego do zgłoszenia.

Do tego momentu większość badaczy polegała na metodach niezwiązanych z obrazowaniem w celu ilościowego określenia długoterminowego przeżycia przeszczepów tłuszczu, ale metody te wymagają poświęcenia badanego zwierzęcia i dają tylko jeden pomiar. 3,10-12 Nasze badanie stanowi ulepszoną metodę analizy, która pozwala na obiektywną kwantyfikację w czasie rzeczywistym przeżywalności przeszczepu tłuszczu w modelu mysim.
Kluczowe znaczenie w tym procesie ma zapewnienie, że do badania zosta...

Wady tkanek miękkich wynikają z różnych przyczyn, w tym urazu, resekcji guza, starzenia się i wad wrodzonych. Mogą być wyniszczające dla pacjentów i stanowią jeden z najczęstszych, a jednocześnie trudnych problemów dla chirurgów rekonstrukcyjnych. Istnieje wiele metod radzenia sobie z niedoborami tkanek miękkich, takich jak miejscowe i wolne płaty, zastrzyki z kolagenu i syntetyczne wypełniacze. 4-8 Jednak od czasu pierwszego udokumentowanego zastosowania przez Neubera w 1893 r.1, autologiczny transfer tłuszczu pozostaje złotym standardem w naprawie deficytów tkanek miękkich, ponieważ jest gotowy do pobrania, łatwy i bezpieczny do pobrania oraz naturalnie kompatybilny. 1,2
Pomimo tych zalet, autologiczne przeszczepy tłuszczu cierpią z powodu nieprzewidywalnego i zmiennego przeżycia, z wskaźnikami retencji wahającymi się od 10 do 80% w czasie. 1-3,9 Aby uwzględnić tę oczekiwaną utratę objętości i symetrii, chirurdzy często muszą dokonywać nadmiernej korekcji podczas wypełniania ubytków tkanek miękkich lub wykonywać wiele procedur kontrolnych.
Słabo unaczynione łóżka przeszczepów są częściowo odpowiedzialne za tę resorpcję tkanek. Ponadto brak metody analizy porównawczej do porównywania przeżywalności przeszczepu może również przyczyniać się do niespójności w raportowanych wynikach. Precyzyjna metoda pomiaru objętości przeszczepu zmniejszyłaby błąd pomiaru podczas oceny wskaźników retencji. To z kolei pomogłoby naukowcom dokładniej zidentyfikować czynniki sprawcze, które wpływają na przeżywalność przeszczepu. Chociaż wiele laboratoryjnych modeli zwierzęcych ułatwiło zarówno ilościową, jak i jakościową ocenę przeżywalności przeszczepu ludzkiego tłuszczu, większość z nich opiera się na środkach histologicznych i biochemicznych i wymaga poświęcenia badanego zwierzęcia w celu uzyskania pojedynczego pomiaru. 3,10-12 Niewiele doniesień na temat stosowania technik obrazowania do obliczania retencji objętości przeszczepu tłuszczu in vivo.
Kilka badań klinicznych wykazało bardziej skuteczne techniki pomiarowe wykorzystujące obrazowanie. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) zostało zastosowane przez Hörla i wsp. do pomiaru przeżywalności przeszczepu tłuszczu13, a CT został wykorzystany przez Har-Shai i wsp. oraz Fontdevila i wsp. w swoich analizach zachowania objętości po przeszczepieniu u pacjentów cierpiących na HIV. 14,15 Wykorzystując oprogramowanie do obrazowania trójwymiarowego (3D), Meier i wsp. Mierzono retencję objętości u ludzi po autologicznym przeszczepie tłuszczu, porównując obrazy z okresu przedoperacyjnego i pooperacyjnego. 16
Jednak w badaniach podstawowych brakuje ustandaryzowanej metody wykorzystującej obrazowanie do pomiaru przeżywalności przeszczepów tłuszczu. Podejście do obrazowania o wysokiej rozdzielczości do oceny objętości przeszczepów tłuszczu pozwoliłoby nie tylko na dokładne i powtarzalne pomiary objętości, ale także na powtarzalne pomiary umożliwiające wizualizację ewolucji przeżywalności przeszczepów tłuszczowych w czasie rzeczywistym.

<table><tbody><tr><td>Wirówka do lipoaspiratu</td><td></td><td></td><td></td>SAL</tr><tr><td></td><td>Beckman Coulter, Inc., Pasadena, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 ml probówki stożkowe</td><td>BD Biosciences, San Jose, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD-1 nagie myszy (Crl:CD1-Foxn1nu)</td><td>Charles River Laboratories, Inc., Wilmington, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein, Dublin, OH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,5% Betadine</td><td>Purdue Pharma, L.P., Stamford, CT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% roztwór etanolu&nbsp;</td><td>Gold Shield, Hayward, Kalifornia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka luer-lock 1cc</td><td>BD Biosciences, San Jose, kaniula CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>o rozmiarze 14</td><td>Shippert Medical, Centennial, CO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do tenotomii</td><td>Fine Science Tools, Heidelberg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szew nylonowy 6-0</td><td>Ethicon, Popiół niebieski,</td> sól fizjologiczna buforowana fosforanem OH <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Gibco, Karlowe Wary, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>mikrotomograf komputerowy&nbsp;</td><td>Siemens Healthcare, Pleasanton, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phantom&nbsp;</td><td>TriFoil Imaging, Northridge, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do analizy obrazowania</td><td>IRW, Siemens Healthcare, Pleasanton, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scale&nbsp;</td><td>Mettler-Toledo International, Inc., Columbus, OH</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena żywotności wstrzyknięcia ludzkiego tłuszczu nagim myszom za pomocą mikrotomografii komputerowej

Assessment of Viability of Human Fat Injection into Nude Mice with Micro-Computed Tomography

Lipotransfer jest kluczowym narzędziem w arsenale chirurga do leczenia deficytów tkanek miękkich w całym ciele. Tłuszcz jest idealnym wypełniaczem tkanek miękkich, ponieważ jest łatwo dostępny, łatwo dostępny, niedrogi i z natury biokompatybilny. 1 Jednak pomimo rosnącej popularności, przeszczep tłuszczu jest utrudniony przez nieprzewidywalne wyniki i zmienną przeżywalność przeszczepu, z opublikowanymi wskaźnikami retencji wahającymi się od 10 do 80%. 1-3
Aby ułatwić badania nad przeszczepem tłuszczu, opracowaliśmy model zwierzęcy, który pozwala na analizę w czasie rzeczywistym retencji objętości wstrzykniętego tłuszczu. Krótko mówiąc, w skórze głowy nagiej myszy CD-1 wykonuje się małe nacięcie, a na czaszce umieszcza się 200-400 μl przetworzonego lipoaspiratu. Skóra głowy jest wybierana jako miejsce biorcze ze względu na brak natywnej tkanki tłuszczowej podskórnej oraz ze względu na doskonały kontrast tła zapewniany przez kalwarię, która pomaga w procesie analizy. Mikrotomografia komputerowa (mikro-CT) służy do skanowania przeszczepu na początku badania, a następnie co dwa tygodnie. Obrazy tomografii komputerowej są rekonstruowane, a oprogramowanie do obrazowania służy do ilościowego określania objętości przeszczepu.
Tradycyjnie, techniki oceny objętości przeszczepu tłuszczu wymagały eutanazji badanego zwierzęcia, aby zapewnić tylko jedną ocenę wagi i objętości przeszczepu za pomocą fizycznego pomiaru ex vivo. Porównania biochemiczne i histologiczne również wymagały, aby badane zwierzę zostało poddane eutanazji. Ta opisana technika obrazowania ma tę zaletę, że po wstępnym szczepieniu wizualizacji i obiektywnej oceny ilościowej objętości w wielu punktach czasowych bez konieczności poświęcania badanego zwierzęcia. Technika ta jest ograniczona rozmiarem przeszczepu, który można wstrzyknąć, ponieważ większe przeszczepy grożą martwicą skóry i tłuszczu. Metoda ta ma zastosowanie we wszystkich badaniach oceniających żywotność przeszczepu tłuszczu i retencję objętości. Szczególnie dobrze nadaje się do wizualnej reprezentacji przeszczepów tłuszczu i śledzenia zmian objętości w czasie.

Objętość przeszczepów tłuszczowych stopniowo zmniejszała się w trakcie badania, co poskutkowało średnim przeżyciem na poziomie 62,2% do 8. tygodnia. (Rycina 4A)24Po zakończeniu skanowania w 8. tygodniu każdy przeszczep tłuszczowy wyekstrahowano w jednym kawałku. Do porównania różnic między pomiarami objętości przeszczepów tłuszczowych uzyskanymi za pomocą mikro-CT a objętością obliczoną na podstawie masy fizycznej zastosowano test sum rang Wilcoxona. Nie stwierdzono istotnych różnic między tym...

Przeszczep tłuszczu jest podstawową techniką rekonstrukcji deficytów tkanek miękkich. Pozostaje jednak nieprzewidywalną procedurą charakteryzującą się zmienną przeżywalnością przeszczepu. Naszym celem było opracowanie modelu mysiego, który wykorzystuje nowatorską metodę obrazowania do porównania zachowania objętości między różnymi technikami przygotowania i dostarczania przeszczepu tłuszczu.

Ocena żywotności wstrzyknięcia ludzkiego tłuszczu nagim myszom za pomocą mikrotomografii komputerowej

Lipotransfer is a vital tool in the surgeon&#8217;s armamentarium for the treatment of soft tissue deficits of throughout the body. Fat is the ideal soft ...

Ogólnym celem tej procedury jest opisanie modelu mysiego, który wykorzystuje mikro CT do porównania zachowania objętości między technikami odraczania przygotowania i dostarczania przeszczepu tłuszczu. Osiąga się to poprzez pierwsze przetworzenie ludzkiego aspiratu lipo w celu uzyskania tłuszczu gotowego do szczepienia. Drugim krokiem jest umieszczenie przeszczepów tłuszczu w skórze głowy nagich myszy grasicy CD one.Następnie przeżycie przeszczepu tłuszczu jest analizowane co tydzień przez myszy skanujące tomografię komputerową, rekonstrukcję obrazów i ilościowe określenie retencji objętości. Ostatnim krokiem jest wyjaśnienie przeszczepu tłuszczu pod koniec ośmiu tygodni i porównanie ich według wagi i histologii. Ostatecznie mikrotomografia komputerowa i histologia są wykorzystywane do wykazania różnic w jakości przeszczepu tłuszczu i przeżywalności.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak ważenie przeszczepów tłuszczu, jest to, że umożliwia wizualizację i obiektywne ilościowe określenie objętości przeszczepu tłuszczu w wielu punktach czasowych po początkowym przeszczepie bez konieczności poświęcania badanego zwierzęcia. Po raz pierwszy wpadliśmy na pomysł tej metody, gdy zaczęliśmy używać mikro CT do analizy wad calva. Implikacją tej techniki jest to, że oferuje ona model chirurgiczny dla wszystkich badań oceniających przeszczep, retencję i żywotność tłuszczu.Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które dopiero zaczynają korzystać z tej metody, będą miały trudności, ponieważ utrzymanie przeszczepu tłuszczu we właściwej pozycji nad skórą głowy jest trudne. Wizualna demonstracja tej techniki ma kluczowe znaczenie, ponieważ etapy szczepienia i rekonstrukcji są trudne do nauczenia, ponieważ istnieje wiele etapów, na których niewielkie odchylenie w technice może zmienić wynik. Za pomocą procedury Colemana należy pozyskać ludzką tkankę tłuszczową z okolic brzucha, boku i ud zdrowych pacjentek poddawanych planowej liposukcji.Aby przetworzyć aspirat lipo do szczepienia, zacznij od pozostawienia tłuszczu na 30 minut. Aspirat lipo zazwyczaj osadza się w trzech warstwach z olejem na górze, tłuszczem w środku i krwią na dole. Odessać i wyrzucić górną warstwę oleju, a następnie dolną warstwę krwi.Aby dodatkowo usunąć pozostały płyn tumescencyjny lub resztki komórek, odwiruj tłuszcz przez pięć minut w temperaturze 350 g i czterech stopniach Celsjusza. Po odwirowaniu należy zassać dolną warstwę krwi i górną warstwę oleju. Aby obliczyć ilość tłuszczu potrzebną do przeszczepu, jak opisano w protokole tekstowym, aby wykonać przeszczep tłuszczu, należy uzyskać samicę homozygotycznego CD one nagich myszy.Do badania eksperymentalnego wybierz myszy w wieku od ośmiu do 12 tygodni, aby wywołać znieczulenie. Umieść mysz w pudełku do knockdown box z 2.5% mieszaniną tlenu fluoru w ilości dwóch litrów na minutę przez około 10 minut, gdy tempo oddychania myszy zwolni. Potwierdź odpowiednią sedację za pomocą uszczypnięcia palca u nogi.Nałóż weterynaryjną smarującą maść okulistyczną na oba oczy myszy i umieść nos myszy w stożku nosowym, dostarczając mieszaninę tlenu fluoru 2,5% ISO w tempie od jednego do dwóch litrów na minutę. Następnie ustaw sterylne pole pod myszką. Następnie wysterylizuj skórę głowy 2,5% jodowidonem, a następnie 70% roztworem etanolu.Powtórz sterylizację jeszcze dwa razy. Załaduj z powrotem jednomililitrową strzykawkę z blokadą przynęty jednym mililitrem tłuszczu, który został zrównoważony do temperatury pokojowej. Podłącz kaniulę do przeszczepu tłuszczu o rozmiarze 14 i długości ośmiu centymetrów do końca strzykawki.Zalać system, naciskając tłok strzykawki, aż w strzykawce pozostanie od 200 do 400 mikrolitrów tłuszczu. Wciskając tłok strzykawki, upewnij się, że kaniula jest całkowicie wypełniona tłuszczem, obserwując tłuszcz wychodzący z dystalnego otworu kaniuli za pomocą cienkich kleszczyków. Podnieś skórę grzbietową w linii środkowej nad najbardziej rozpieszczonym aspektem czaszki.Wykonaj 1,5-milimetrowe nacięcie w skórze za pomocą cienkich nożyczek. Umieść nylonowy sześcian o grubości sześciu oh przez środek cięcia, który później zostanie użyty do zbliżenia krawędzi rany. Po wykonaniu przeszczepu nie należy wiązać szwu.Następnie utwórz kieszeń podskórną nad czaszką, wprowadzając kaniulę przez nacięcie skóry i przesuwając kaniulę tam iz powrotem w kształcie wachlarza nad czaszką, aby uwolnić wszelkie przyczepy tkanki łącznej do leżącej nad nią skóry, gdy kieszeń zostanie utworzona, umieść kaniulę w linii środkowej myszy bezpośrednio nad czaszką, aż końcówka znajdzie się w części teramosowej kieszeni, który powinien znajdować się tuż za linią narysowaną między oczami. Powoli wstrzykuj tłuszcz w sposób wsteczny, przesuwając tłok, jednocześnie odciągając kaniulę do tyłu. Za pomocą kleszczy zbliż do siebie krawędzie rany i podnieś je, aby tłuszcz nie wyciekał z kieszeni.Zawiąż szew, który został wcześniej założony, upewniając się, że pierwszy węzeł lekko przylega do skóry. Zawiąż trzy kolejne kwadratowe węzły i przetnij szew trzymilimetrowym ogonem. Wyjmij mysz ze znieczulenia i kontynuuj rekonwalescencję zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Przed wykonaniem pierwszego skanu należy skalibrować mikrotomografię komputerową za pomocą fantomu do obrazowania, który rozróżnia intensywność powietrza, wody i kości. Po kalibracji. Umieść cztery myszy w skanerze w pozycji brzusznej, z dwiema myszami na górze i dwiema na dole.Umieść na stole skanującym. Wcześniej zbudowany z 60-mililitrowych strzykawek do trzymania ciała myszy i 10-mililitrowych strzykawek jako stożków na nos. Potwierdź za pomocą obrazu zwiadowczego, że cała czaszka myszy od nosa do pierwszego kręgu szyjnego i od czubka czaszki do podstawy czaszki zostanie zobrazowana.Kontynuuj skanowanie zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Otwórz zrekonstruowane obrazy za pomocą oprogramowania do analizy obrazowania mikrotomografem komputerowym, które umożliwia tworzenie obszarów zainteresowania lub ROI poprzez wybór wokseli za pomocą progów intensywności pikseli. Zacznij od wczytania zrekonstruowanych obrazów TK w dwóch wymiarach: czołowym, osiowym i strzałkowym.Używając wycinka osiowego jako przewodnika, przejdź do wycinka strzałkowego, który odpowiada skrajnemu lewemu aspektowi przeszczepu tłuszczu. Wybierz górny i dolny próg intensywności pikseli, który przechwytuje wszystkie woksele odpowiadające przeszczepowi tłuszczu, ale nie obejmuje otaczającej tkanki i kości. Zdefiniuj ROI w widoku strzałkowym, który odpowiada przeszczepowi tłuszczu.Korzystając z wcześniej zdefiniowanych progów intensywności pikseli, powtarzaj tę procedurę co piąty plasterek strzałkowy, nawigując aż do osiągnięcia skrajnego prawego aspektu przeszczepu. Następnie interpoluj wybrane woksele ze wszystkich ROI 2D w jeden połączony ROI 3D, rejestruj objętość ROI obliczoną przez oprogramowanie. Renderuj izopowierzchnię 3D, aby zwizualizować końcową objętość przeszczepu tłuszczu.W kolejnej analizie należy upewnić się, że maksymalne i minimalne wartości progowe intensywności pikseli są takie same, jak te używane do analizy bazowej po zeskanowaniu myszy w ósmym tygodniu. Poddaj myszy eutanazji zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Umieść mysz w polu operacyjnym za pomocą nożyczek do tenotomii, ostrożnie otwórz kieszeń i leżące nad nią przyczepy skóry i tkanki łącznej z przeszczepu tłuszczu.W tym momencie pomocne może być wycięcie łaty leżącej nad nią skóry grzbietowej, aby ułatwić ekstrakcję przeszczepu. Podczas wycinania należy trzymać się jak najbliżej przeszczepu, aby zminimalizować tkankę łączną pobraną z przeszczepu po wycięciu przeszczepu. Zmierz masę na rozdartej skali z dokładnością co najmniej 0,01 grama.Objętość przeszczepów tłuszczu stopniowo zmniejszała się w trakcie badania, co skutkowało średnim przeżyciem 62,2% do ósmego tygodnia. Po zakończeniu skanowania w ósmym tygodniu każdy przeszczep tłuszczu został pobrany w jednym kawałku. Test sumy rang Coxin WIL został wykorzystany do porównania różnicy między pomiarami objętości przeszczepu tłuszczu uzyskanymi za pomocą mikro CT lub obliczonymi na podstawie masy fizycznej.Nie stwierdzono istotnej różnicy między tymi dwiema metodami. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu dwóch godzin na sesję, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Przystępując do tego zabiegu, należy pamiętać, aby za każdym razem wykonywać operacje i rekonstrukcje w ten sam sposób.Inne metody, takie jak barwienie immunologiczne i Q-R-T-P-C-R, mogą być wykonane, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak wpływ różnych metod szczepienia na unaczynienie i ekspresję genów. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak przetwarzać lipo aspirat do szczepienia seryjnie Tomografia komputerowa przeszczepów in vivo, ocena przeżycia przeszczepu i explan przeszczepów do histologii masy ciała oraz przyszła analiza Po jego opracowaniu. Technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się chirurgią plastyczną do zbadania przeszczepu tłuszczu w modelu lustrzanym.

assessment-viability-human-fat-injection-into-nude-mice-with-micro

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Obrazowanie naczyń krwionośnych małych zwierząt z kontrastem za pomocą mikrotomografii komputerowej (microCT) jest szybką, kosztowo efektywną i wysokoprzepustową techniką do seryjnych badań in situ rozwoju guzów, analizy sieci naczyń krwionośnych je odżywiających oraz monitorowania odpowiedzi guzów na przedkliniczne interwencje terapeutyczne.

Obrazowanie naczyń z kontrastem przy użyciu mikrotomografii komputerowej (MicroCT)

Analiza zawartości tłuszczu jest rutynowo przeprowadzana w badaniach z wykorzystaniem mysich modeli otyłości. Nowoczesne metody obrazowania i analizy tomografii komputerowej (CT) małych zwierząt umożliwiają szczegółową, podłużną analizę zawartości tłuszczu. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy procedury krok po kroku dotyczące wykonywania obrazowania CT, analizy oraz wizualizacji u małych zwierząt.

Segmentacja i pomiar objętości tkanki tłuszczowej w mysich modelach otyłości z wykorzystaniem komputerowej tomografii rentgenowskiej

Opisano metodę obrazowania funkcjonalnego brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) u myszy, w której pobór 18F-fluorodeoksygukozy (FDG) przez BAT stymulowany zimnem jest oceniany nieinwazyjnie przy użyciu standaryzowanego protokołu micro-PET/CT. Metoda ta jest wiarygodna i czuła w wykrywaniu różnic w aktywności BAT w modelach mysich.

Obrazowanie funkcjonalne brunatnej tkanki tłuszczowej u myszy z wykorzystaniem micro-PET/CT z 18F-FDG

W tym artykule omawiamy, jak stworzyć model raka piersi u samic myszy poprzez wstrzyknięcie komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka. Przykładowy protokół demonstruje iniekcję ortotopową.

Wstrzyknięcie ortotopowe do poduszeczki tłuszczowej sutka: ustalenie raka piersi u myszy

Rak jest złożoną chorobą, na którą wpływ ma tkanka otaczająca guz, a także lokalne mediatory pro- i przeciwzapalne. Dlatego ortotropowe modele iniekcyjne, a nie modele podskórne, mogą być przydatne do badania progresji raka w sposób, który lepiej naśladuje ludzką patologię.

Ortotopowe wstrzyknięcie komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka myszy w celu zbadania wzrostu guza.

Opisujemy metodę wykrywania rozwoju guzka guza w płucach mysiego modelu gruczolakoraka za pomocą mikrotomografii komputerowej i jej użycie do monitorowania zmian wielkości guzka w czasie i w odpowiedzi na leczenie. Dokładność oceny potwierdzono kwantyfikacją histologiczną punktu końcowego.

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej do oceny rozwoju guza i obserwacji odpowiedzi na leczenie w mysim modelu raka płuc

Tutaj prezentujemy protokół wszczepiania komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej w prosty, mniej inwazyjny i łatwy w obsłudze sposób, a ten mysi ortotopowy model raka piersi z odpowiednim środowiskiem poduszeczki tłuszczowej może być wykorzystany do badania różnych aspektów raka.

Ortotopowe wstrzyknięcie komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka myszy

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18F]FDG Micro-PET/MR

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia ortotopowych ksenoprzeszczepów raka wątrobowokomórkowego z podwiązaniem tętnicy wątrobowej i bez niej oraz wykonywania nieinwazyjnego obrazowania hipoksji guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) przy użyciu [18F]Fluoromisonidazolu ([18F]FMISO) i [18F]Fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG).

Nieinwazyjne obrazowanie PET/MR w ortotopowym mysim modelu raka wątrobowokomórkowego

Korzystając z mysiego modelu niealkoholowej stłuszczeniowej choroby wątroby (NAFLD) wywołanego dietą, opisujemy użycie nowatorskich technik obrazowania mikrotomografii komputerowej in vivo jako nieinwazyjnej metody oceny etapów progresji NAFLD, koncentrując się głównie na sieci naczyniowej wątroby ze względu na jej znaczący udział w dysregulacji wątroby związanej z NAFLD.

Nowatorskie techniki obrazowania mikrotomografii komputerowej in vivo do oceny postępu niealkoholowej stłuszczeniowej choroby wątroby

Ten protokół wykorzystuje mikrotomografię komputerową, aby umożliwić ekonomiczną kwantyfikację beztłuszczowej masy, w tym mięśni szkieletowych i tkanki trzewnej, tkanki tłuszczowej i tkanki szkieletowej u małych zwierząt. Rozróżnia tkankę beztłuszczową i tłuszczową, co daje znaczące korzyści w badaniach biomedycznych, szczególnie w badaniach translacyjnych na małych zwierzętach.

Nieinwazyjna kwantyfikacja mięśni szkieletowych u małych zwierząt za pomocą mikrotomografii komputerowej

Poznaj metodę oceny retencji przeszczepów tłuszczowych u myszy CD1 przy użyciu mikrotomografii komputerowej. Technika ta umożliwia nieinwazyjne monitorowanie objętości przeszczepu w czasie.

Ocena żywotności wstrzyknięcia ludzkiego tłuszczu nagim myszom za pomocą mikrotomografii komputerowej

Przeglądaj więcej filmów