Name: Szczur Heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 16 s
Description: Poznaj technikę heterotopowego przeszczepu serca i płuca u szczura z obciążeniem objętościowym. Metoda umożliwia dynamiczną ocenę funkcji przeszczepu w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Mark J. Kearns otrzymuje wsparcie od UBC Clinician Investigator Program (przyznawanego przez Royal College of Physicians and Surgeons of Canada) oraz UBC 4YF Doctoral Fellowship.
John H. Boyd jest stypendystą National Sanitorium Association i Michael Smith Foundation for Health Research Scholar. Finansowanie za pośrednictwem CIHR. Autorzy pragną podziękować dr M. Allardowi i Richardowi Wamboldtowi za ich pomoc w konfiguracji i konserwacji sprzętu do perfuzji.

Wszystkie zwierzęta były trzymane i opiekowane zgodnie z krajowymi i instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Etyczna aprobata dla tego protokołu została udzielona przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Kolumbii Brytyjskiej. Do tego protokołu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley o wadze od 300 do 450 g.
1. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Mieć około 100 ml kardioplegii (RT) w cylindrycznej kolbie połączonej z długimi rurkami cewnika dożylnego (IV) za pomocą 3-kierunkowego kranu. Użyj stojaka, aby podnieść kolbę na około 80 cm nad powierzchnię operacyjną, umożliwiając dostarczanie kardioplegii grawitacyjnie.</li>
	<li>Aby odpowiednio zobrazować struktury, użyj lup chirurgicznych lub mikroskopu preparacyjnego. 
	UWAGA: Obecnie używamy lornetkowego mikroskopu operacyjnego o powiększeniu 3,4 - 21,3X.</li>
	<li>Umieścić dawcę w komorze anestezjologicznej i wywołać znieczulenie 4 - 5% izofluranem.</li>
	<li>Przenieś szczura na platformę operacyjną i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego z 1 - 2% izofluranem. Nałóż maść weterynaryjną na oczy zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu. Midazolam (2 mg/kg) należy podawać dootrzewnowo za pomocą igły 25 G.</li>
	<li>Za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego ogol dawcę od wyrostka mieczykowatego do żuchwy. Ogol niewielki obszar lewej pachwiny (w celu późniejszego dostępu dożylnego). Nałóż środek do depilacji na powierzchnie operacyjne, odczekaj około 5 minut i usuń włosy kawałkiem gazy.</li>
	<li>Przygotować miejsca operacyjne roztworem na bazie jodu powidonu lub chloreksydyny (używamy tylko chlorheksydyny). Naciekać miejsca nacięć 0,1 - 0,5% lidokainy podskórnie.</li>
	<li>Przymocuj kończyny przednie i lewą kończynę tylną do platformy operacyjnej za pomocą taśmy klejącej, pozostawiając prawą tylną kończynę wolną do monitorowania głębokości znieczulenia i parametrów życiowych.</li>
	<li>Po zapewnieniu odpowiedniej głębokości znieczulenia poprzez uszczypnięcie pedału, należy wykonać nacięcie w lewym zgięciu pachwiny za pomocą skalpela z 22 ostrzami. Poprzez rozwarstwienie odsłonić lewą żyłę udową wspólną i uzyskać dostęp dożylny w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Delikatnie wycofaj tkankę pokrywającą żyłę udową i kaniuluj żyłę za pomocą 24 G IV. Podłącz kroplówkę do krótkiego odcinka rurki dożylnej wypełnionej solą fizjologiczną i zabezpiecz rurkę na miejscu taśmą klejącą. 
		UWAGA: Procedura kaniulacji żyły udowej u szczurów została opisana w innym miejscu przez Jespersena i współpracowników14.</li>
		<li>Podłącz strzykawkę o pojemności 10 ml wypełnioną solą fizjologiczną do rurki dożylnej i delikatnie odessaj krew, aby zapewnić prawidłowe ułożenie kroplówki.</li>
		<li>Wstrzyknąć 300 - 500 j.m. niefrakcjonowanej heparyny przez rurkę dożylną, a następnie przepłukać rurkę 3 - 5 ml soli fizjologicznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Następnie tracheotomię dawcy w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej w tkankach miękkich między wcięciem szyjnym a żuchwą za pomocą skalpela z 22 ostrzami. Przeniknij do torebki tarczycy w linii środkowej za pomocą nożyczek Metzenbauma i oddziel jej płaty za pomocą rozwarstwienia.</li>
		<li>Za pomocą rozwarstwienia oddziel mięśnie paska szyi w linii środkowej, aby odsłonić przednią powierzchnię tchawicy.</li>
		<li>Użyj zakrzywionych kleszczy, aby tępo wyciąć płaszczyznę obwodową wokół tchawicy. Otocz tchawicę jedwabnym krawatem 4-0.</li>
		<li>Za pomocą nożyczek do tęczówki wykonaj poprzeczne nacięcie w przedniej tchawicy, około 5 mm poniżej chrząstki tarczycy. Delikatnie wprowadź kaniulę tchawicy (14 G IV) i zabezpiecz ją na miejscu za pomocą jedwabnej opaski 4-0.</li>
		<li>Podłącz kaniulę tchawicy do respiratora mechanicznego. Przekierować przepływ tlenu i izofluranu przez obwód respiratora i przewietrzyć dawcę z szybkością i objętością oddechową przewidywaną przez jego masę13.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej klatki piersiowej (za pomocą skalpela z 22 ostrzami), przedłużając nacięcie w wycięciu szyjnym poniżej xipisternum.</li>
	<li>Pozostając w linii środkowej, wykonaj sternotomię pośrodkową za pomocą noża do kości. Cofnij krawędzie mostka za pomocą samopodtrzymującego się zwijacza. Wejdź do osierdzia i jamy opłucnej.</li>
	<li>Wykonaj tymektomię. Najłatwiej jest najpierw tępo podzielić grasicę w linii środkowej, a następnie oddzielić ją od otaczających struktur za pomocą kombinacji i ostrego rozwarstwienia. 
	UWAGA: Początek tętnic piersiowych wewnętrznych może zostać uszkodzony podczas preparowania grasicy z dala od górnych krawędzi mostka. Aby zapobiec krwawieniu, przed usunięciem grasicy w tych miejscach można zastosować klipsy hemostatyczne.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek Metzenbauma i/lub ostrego Lauera wypreparuj tłuszcz okołokawnowy z żyły głównej dolnej (IVC). Upewnij się, że IVC jest względnie wolny od tłuszczu i tkanki łącznej od połączenia jamy brzuszno-przedsionkowej w górę, do przepony niżej.</li>
	<li>Za pomocą ostrego Lauera uwolnij obwodowo żyłę główną górną (SVC) i obwieć ją jedwabnym krawatem 4-0.</li>
	<li>Następnie wypreparuj lewą żyłę główną wolną od otaczających struktur i podwiąż ją proksymalnie i dystalnie za pomocą jedwabnych opasek 4-0. Wytnij pośrednią część cavy, aby odsłonić lewą tętnicę podobojczykową.</li>
	<li>Obwodowo uwolnij naczynia łuku aorty za pomocą ostrego Lauera. Przyłóż proksymalne i dystalne klipsy chirurgiczne do tętnicy bezimiennej i podziel ją między klipsami. Pozostaw lewą tętnicę szyjną wspólną i lewą tętnicę podobojczykową nieprzyciętą.</li>
	<li>Następnie kanuluj SVC za pomocą cewnika dożylnego 24 G. Zabezpiecz cewnik umieszczoną wcześniej jedwabną opaską 4-0.</li>
	<li>Przygotuj się na celowe, ale delikatne zbiory przeszczepów.</li>
	<li>Za pomocą ostrych nożyczek podziel IVC tuż nad powierzchnią przepony. Podziel SVC powyżej miejsca kaniulacji, upewniając się, że pobliskie struktury dróg oddechowych nie są uszkodzone.</li>
	<li>Wyłączyć respirator i odłączyć kaniulę tchawicy. Przeciąć tchawicę proksymalnie.</li>
	<li>Chwyć przeciętą tchawicę kleszczami i usuń serce i płuca en bloc. Będzie to wymagało delikatnego pociągnięcia z ostrym rozwarstwieniem podczas usuwania przeszczepu płuco-serca. Oddziel tchawicę od leżącego poniżej przełyku. Unikaj uszkodzenia aorty zstępującej, aby długa jej część pozostała nienaruszona po zbiorach.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przeszczepu płuco-serce
UWAGA: podczas wykonywania tej części procedury, asystent powinien znieczulać gryzonia biorcę i przygotowywać się do implantacji przeszczepu.
<ol>
	<li>Umieść przeszczep płuco-serce na gazie chirurgicznej z przednią powierzchnią serca skierowaną w dół. Za pomocą ostrego rozwarstwienia usuń wszelkie resztki przełyku, unikając uszkodzenia tylnych dróg oddechowych.</li>
	<li>Zlokalizuj zstępującą aortę piersiową i włóż kaniulę 16 G z końcówką. Zabezpiecz kaniulę na miejscu za pomocą jedwabnego opaski 4-0.</li>
	<li>Zlokalizuj naczynia łuku aorty i przyłóż klips chirurgiczny do lewej tętnicy podobojczykowej. Pozostaw lewą tętnicę szyjną nieprzypiętą w celu późniejszego odpowietrzenia.</li>
	<li>Pierwszą dawkę kardioplegii należy podać, podłączając rurkę kardioplegii do kaniuli aortalnej 16 G. Tętnica szyjna musi być tymczasowo zamknięta kleszczami, aby zapewnić odpowiedni przebieg kardioplegii. 
	UWAGA: Zaletą podłączenia kaniuli aortalnej jest to, że kardioplegia może być podawana w sposób ciągły i/lub przerywany, zgodnie z potrzebami. W przypadku dawkowania przerywanego kardioplegię podajemy zazwyczaj co 10-15 minut w bolusach 5 ml przez 30-45 sekund.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek Metzenbaum i/lub ostrego Lauera wypreparuj tłuszcz okołoaortalny z dala od aorty. Upewnij się, że aorta jest stosunkowo wolna od tłuszczu i tkanki łącznej od lewej tętnicy podobojczykowej (łuku dystalnego) do miejsca kaniulacji.</li>
	<li>Następnie odsłoń lewe oskrzela pnia głównego za pomocą ostrego Lauera i podwiąż je proksymalnie za pomocą jedwabnego krawata 4-0. Przeciąć lewe oskrzele dystalnie do podwiązki za pomocą nożyczek do tęczówki. Wykonaj lewą pneumonektomię, podwiązując lewą tętnicę płucną i żyłę za pomocą jedwabnych opasek 4-0. Transekt dystalny do podwiązki i usunąć lewe płuco.</li>
	<li>Jak wyżej, usuń wszystkie inne płaty płuc z wyjątkiem prawego górnego i środkowego płata. Unikaj uszkodzenia IVC w procesie wykonywania lobektomii.</li>
	<li>Podłącz rurkę do kardioplegii do kaniuli aortalnej i podawaj ciągłą kardioplegię podczas przygotowywania biorcy. Umieść przeszczep płuco-serce w sterylnym pojemniku (np. zlewce).</li>
</ol>
3. Operacja odbiorcy
<ol>
	<li>Znieczulij biorcę zgodnie z operacją dawcy, powyżej. Użyj maści weterynaryjnej, aby chronić oczy zwierzęcia przed wysuszeniem. Często potwierdzaj znieczulenie, ściskając pedał</li>.
	<li>Ułóż zwierzę zgodnie z operacją dawcy, tym razem pozostawiając prawą kończynę przednią wolną, aby monitorować parametry życiowe i głębokość znieczulenia.</li>
	<li>Ogol brzuch od xiphisternum do penisa. Ogol niewielki obszar lewej pachwiny (w celu późniejszego dostępu dożylnego). Nałóż środek do depilacji na powierzchnie operacyjne, odczekaj około 5 minut i usuń włosy kawałkiem gazy.</li>
	<li>Przygotować miejsca operacyjne roztworem na bazie jodu powidonu lub chloreksydyny. Naciekać miejsca nacięć 0,1 - 0,5% lidokainy podskórnie.</li>
	<li>Przeprowadź tracheotomię i wentylację biorcy zgodnie z powyższymi zaleceniami. Alternatywnie, utrzymuj biorcę pod znieczuleniem stożkowym nosa.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik do żyły udowej, jak opisano powyżej. Wstrzyknąć 300 - 500 j.m. niefrakcjonowanej heparyny przez rurkę dożylną, a następnie przepłukać rurkę 3 - 5 ml soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wykonaj laparotomię, wykonując nacięcie brzucha w linii środkowej za pomocą skalpela z 22 ostrzami od wyrostka mieczykowatego do prącia. Cofnij ścianę brzucha za pomocą samopodtrzymującego się zwijacza. Następnie cofnij jelita górnie i na lewą stronę szczura. Zawiń je w ciepłą, nasączoną solą gazę.</li>
	<li>Odsłoń IVC i aortę brzuszną, ostro przecinając leżącą nad nią tkankę tłuszczową zaotrzewnową.</li>
	<li>Miej dostępny i gotowy zakrzywiony zacisk do naczynia.</li>
	<li>Obwodowo uwolnij IVC i aortę proksymalnie i dystalnie i otocz je jedwabnymi opaskami 4-0. Między tymi miejscami powinno być około 2-3 cm odstępu.</li>
	<li>Ostrożnie załóż zacisk zakrzywionego naczynia, upewniając się, że wystarczająca część zarówno IVC, jak i aorty jest odsłonięta powyżej szczęk zacisku.</li>
	<li>Wykonać nacięcie w przedniej ścianie IVC za pomocą igły 25 G połączonej ze strzykawką o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną. Przedłuż nacięcie nożyczkami Pottsa, aby dopasować je do długości otworu IVC dawcy.</li>
	<li>Wyjmij przeszczep płucoserca z pojemnika i odłącz go od kardioplegii. Umieścić przeszczep w jamie brzusznej biorcy w optymalnej pozycji do wykonania zespolenia żylnego. 
	UWAGA: Przeszczep płuco-serce będzie ostatecznie zorientowany lekko ukośnie, z wierzchołkiem skierowanym w stronę lewego dolnego kwadrantu brzucha.</li>
	<li>Zabezpiecz końce pięty i palców zespolenia za pomocą nylonowego szwu 9-0. Zawiąż bezpieczny węzeł na każdym końcu, pozostawiając igłę przymocowaną do długiego ramienia szwu i krótki koniec szwu do późniejszego przywiązania. Podaj dawkę kardioplegii.</li>
	<li>W stylu biegowym wypełnij połowę linii szwów i przywiąż do przeciwległego krótkiego ramienia szwu. Podaj dawkę kardioplegii.</li>
	<li>Uzupełnij drugą połowę linii szwu i zwiąż ją. Zespolenie żylne jest kompletne. Podaj dawkę kardioplegii</li>
	<li>Ustaw przeszczep płuco-serce tak, aby wierzchołek serca był skierowany w stronę lewego dolnego kwadrantu brzucha. Upewnij się, że zespolenie żylne nie jest zagięte ani skręcone.</li>
	<li>Oceń długość aorty dawczej, która będzie wymagana, aby dotrzeć do aorty biorcy, utrzymując zarówno IVC, jak i zespolenia aortalne w konfiguracjach beznapięciowych i niezałamanych.</li>
	<li>Podziel aortę zstępującą (dystalną do lewej tętnicy podobojczykowej) nożyczkami do tęczówki.</li>
	<li>Wykonać nacięcie w przedniej ścianie aorty biorcy za pomocą igły 25 G połączonej ze strzykawką o pojemności 1 ml wypełnioną solą fizjologiczną. Przedłuż nacięcie nożyczkami Pottsa, aby dopasować je do długości otworu aorty dawcy.</li>
	<li>Zakotwicz palec u nogi (górny aspekt) aorty dawczej do aorty biorcy za pomocą nylonowego szwu 9-0. Następnie przełóż igłę do przyśrodkowej części aorty i zakończ połowę zespolenia w stylu biegowym.</li>
	<li>Na pięcie zespolenia aortalnego odwróć orientację linii szwu (przejście w kierunku zszywania) i zakończ boczną połowę zespolenia w sposób biegowy.</li>
	<li>Powoli wyjmij cewnik dożylny w SVC i podwiąż SVC za pomocą klipsa chirurgicznego.</li>
	<li>Odwietrz aortę, lokalizując odciętą lewą tętnicę szyjną wspólną. Trzymaj tętnicę otwartą, w pozycji pionowej, która umożliwi swobodne odprowadzanie powietrza.</li>
	<li>Na krótko otwórz szczęki zacisku zakrzywionego naczynia i pozwól, aby tętnica szyjna krwawiła (odpowietrzała) przez 2 - 3 sekundy. Ponownie załóż zacisk naczynia.</li>
	<li>Przyłóż klips chirurgiczny do tętnicy szyjnej. Zdejmij zakrzywione naczynie clamp.</li>
	<li>Sprawdź, czy nie ma krwawienia na liniach szwów. Jeśli występuje, zastosuj delikatny ucisk za pomocą gazy chirurgicznej lub naprawę nylonowym szwem o długości 9-0 (w zależności od nasilenia krwawienia).</li>
	<li>Serce dawcy powinno wznowić bicie w ciągu kilku minut.</li>
	<li>Zwróć szczególną uwagę na parametry życiowe biorcy, głębokość znieczulenia i w razie potrzeby przeprowadź resuscytację objętościową.</li>
	<li>W zależności od eksperymentalnych punktów końcowych należy zamknąć brzuch zwierzęcia i pozwolić mu dojść do siebie po znieczuleniu lub przygotować zwierzę do oceny układu sercowo-naczyniowego. 
	UWAGA: Przykłady oceny przeszczepu obejmują pomiary in vivo hemodynamiki zależnej i niezależnej od obciążenia, pomiary funkcji in vitro w trybach Langendorffa i pracy serca oraz (w chirurgii przetrwania) badania echokardiograficzne lub MRI.</li>
	<li>Pod koniec ostrych, terminalnych eksperymentów zwierzęta są poddawane eutanazji przez wykrwawienie.</li>
</ol>

<ol><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Arch Surg. 89 (1964), 649-652 (1964).</li>
<li>Ma, Y., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+2+heterotopic+heart+transplant+techniques+in+rats%3A+cervical+and+abdominal+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart.</a> Exp Clin Transplant. 9 (2), 128-133 (2011).</li>
<li>Wiedemann, D., Boesch, F., Schneeberger, S., Kocher, A., Laufer, G., Semsroth, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+function+after+heterotopic+rat+heart+transplant+with+an+isolated+reperfused+working+heart%3A+a+methodic+consideration%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Graft function after heterotopic rat heart transplant with an isolated reperfused working heart: a methodic consideration.</a> Exp Clin Transplant. 10 (2), 154-157 (2012).</li>
<li>Chen, Z. H., Xia, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tongji+Med+Univ%22%5BJournal%5D)">The technique of heterotopic heart-lung transplantation in the rat.</a> J Tongji Med Univ. 6 (2), 67-70 (1986).</li>
<li>Ibrahim, M., Navaratnarajah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+abdominal+heart+transplantation+in+rats+for+functional+studies+of+ventricular+unloading%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading.</a> J Surg Res. 179 (1), e31-e39 (2013).</li>
<li>Asfour, B., Hare, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+new+model+of+physiologically+working+heterotopic+rat+heart+transplantation+provides+hemodynamic+performance+equivalent+to+that+of+an+orthotopic+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">A simple new model of physiologically working heterotopic rat heart transplantation provides hemodynamic performance equivalent to that of an orthotopic heart.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 927-936 (1999).</li>
<li>Figueiredo, J. -L., Nahrendorf, M., Sosnovik, D. E., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI+of+a+novel+murine+working+heart+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">MRI of a novel murine working heart transplant model.</a> Circ Heart Fail. 2 (3), 272-274 (2009).</li>
<li>Wen, P., Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+for+a+new+working+heterotopic+heart+transplantation+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2522-2526 (2013).</li>
<li>Didié, M., Biermann, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+of+left+ventricular+function+and+morphology+in+volume-loaded+versus+volume-unloaded+heterotopic+heart+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22A.Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Preservation of left ventricular function and morphology in volume-loaded versus volume-unloaded heterotopic heart transplants.</a> A.Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (4), H533-H541 (2013).</li>
<li>Galiñanes, M., Zhai, X., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+load+on+atrophy%2C+myosin+isoform+shifts+and+contractile+function%3A+studies+in+a+novel+rat+heart+transplant+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">The effect of load on atrophy, myosin isoform shifts and contractile function: studies in a novel rat heart transplant preparation.</a> J Mol Cell Cardiol. 27 (1), 407-417 (1995).</li>
<li>Yokoyama, H., Ohmi, M., Murata, S., Nakame, T., Tabayashi, K., Mohri, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proposal+of+a+working+left+heart+model+with+a+heterotopic+transplantation+technique+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Proposal of a working left heart model with a heterotopic transplantation technique in rats.</a> J Heart Lung Transplant. 14 (4), 706-712 (1995).</li>
<li>Maruyama, T., Swartz, M. T., McBride, L. R., Pennington, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Working+heart+model+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Working heart model of heterotopic heart-lung transplantation in rats.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 107 (1), 210-215 (1994).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. (59), 3496-3410 (2012).</li>
<li>Habertheuer, A., Kocher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovative%2C+simplified+orthotopic+lung+transplantation+in+rats%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Innovative, simplified orthotopic lung transplantation in rats).</a> J Surg Res. 185 (1), 419-425 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Sukces w opisanej tutaj technice będzie zależał od kilku czynników. Kluczowe z nich to zapewnienie stabilności zarówno zwierząt dawców, jak i biorców, zastosowanie skrupulatnej techniki operacyjnej, która jest bezpieczna i wiąże się z minimalną utratą krwi, zapewnienie całkowitego zatrzymania krążenia z równomiernym chłodzeniem przeszczepu, zminimalizowanie całkowitego czasu niedokrwienia i odpowiednie odpowietrzenie przeszczepu. Jak wspomniano powyżej, techniczna złożoność tej techniki jest jej głównym ograniczeniem.</p...

Pierwszy model heterotopowego przeszczepu serca (HAHT) u gryzoni został opisany przez Abbotta i współpracowników w 1964 roku1. Technika ta i późniejsze modyfikacje są szeroko stosowane do scharakteryzowania funkcji przeszczepu i statusu immunologicznego. Większość opisanych technik HAHT obejmuje serce bez obciążenia objętościowego2,3. Opisano modele HAHT obejmujące komory obciążone objętością, ale często są one ograniczone pod jednym lub kilkoma względami.
Heterotopowy przeszczep płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) z lewą komorą obciążoną objętościowo (LV) został opisany wcześniej. Chen i współpracownicy4, a następnie Ibrahim i współpracownicy5 opisali HAHLT z pojedynczym zespoleniem aortalno-aortalnym (dawca wstępujący do aorty brzusznej biorcy). Jedynym obciążeniem objętościowym prezentowanym komorze w tym krążeniu jest powrót żylny wieńcowej. Asfour i współpracownicy opisali technikę HAHT, w której obwód płucny został wyeliminowany przez zespolenie tętnicy płucnej dawcy (PA) z lewym przedsionkiem dawcy (LA)6. W tym krążeniu dopływ żylny do prawej komory (RV) następuje za pośrednictwem zespolenia IVC dawcy SVC do biorcy, a kolejne obciążenie LV jest wyrzucane do zespolenia aortalno-aortalnego. Czynność serca oceniano częściowo in vivo, a także in vitro przy użyciu aparatu Langendorffa. Figueiredo i jego koledzy opisali model HAHLT podobny do naszego7, ale u myszy. Dopływ żylny do RV następuje za pośrednictwem zespolenia IVC dawcy do biorcy. Krew następnie przepływa przez pojedyncze krążenie płucne, a ładunek LV jest wyrzucany do zespolenia aortalno-aortalnego. Czynność serca w ich badaniu oceniano za pomocą rezonansu magnetycznego (MRI). Wen i współpracownicy opisali unikalną technikę HAHT, w której LV jest ładowany za pomocą aorty biorcy do zespolenia LA dawcy8. W związku z tym LV napełnia się pod ciśnieniem ogólnoustrojowym. Nie oceniano czynności serca ani tego, czy objętość wyrzutowa lewej komory jest wyrzucana w kierunku wstecznym w ich modelu.
Wiele z wyżej wymienionych technik obejmuje niefizjologiczne warunki obciążenia LV, w tym techniki, których częściowe obciążenie LV jest reprezentowane tylko przez powrót żylny wieńcowej. Z drugiej strony, wiele technik zbliża się do fizjologicznego obciążenia lewej komna. Większość z tych technik, podobnie jak w przypadku techniki Asfoura i współpracowników, pomija krążenie płucne i wykorzystuje zespolenie PA dawcy z LA dawcy6,9. Krążenie opisane przez Galinanesa i współpracowników10 wykorzystuje bezpośrednie zespolenie LA dawcy z dawcą, z pominięciem krążenia płucnego i prawego serca. Yokoyama i współpracownicy osiągają ten sam efekt poprzez podwiązanie PA dawcy i stworzenie komunikacji międzyprzedsionkowej w sercu dawcy (z pominięciem krążenia w płucach dawcy i prawym sercu)11. Krążenie Maruyamy i współpracowników12 obejmuje zespolenie między lewym PA dawcy a biorcą Ao, co pozwala na wypełnienie LV przez krążenie płucne jako przewód, ale skutecznie wyklucza prawe serce.
W przypadkach, gdy spełnione były warunki zbliżone do fizjologicznego obciążenia, rozwijamy technikę HAHLT pod dwoma głównymi względami. Po pierwsze, według naszej wiedzy, dokładna konfiguracja, którą zgłaszamy, nie została opisana u szczurów. Jest to prawdopodobnie najbardziej wszechstronne krążenie dla badaczy chcących badać fizjologię, strukturę i immunologię przeszczepionego przeszczepu płuco-serce. Po drugie, opisujemy, w jaki sposób można bezpośrednio scharakteryzować funkcję przeszczepu in vivo. W tym zastosowaniu cewniki konduktancyjne ciśnieniowo-objętościowe mogą być wprowadzane bezpośrednio do wierzchołka lewej komory przeszczepu przeszczepionego przeszczepu, co pozwala na pełną charakterystykę czynnościową serca. 
Opisana tutaj technika może być stosowana zarówno do ostrych, jak i przewlekłych badań funkcji przeszczepów, podczas gdy ocena funkcjonalna może być przeprowadzona zarówno in vivo, jak i in vitro. Przedstawiamy model, w którym warunki obciążenia mogą być bliskie fizjologiczne, jednak stopniem obciążenia komór można manipulować zarówno ostro, jak i przewlekle, kierując powrót żylny w kierunku lub od przeszczepu. Można również manipulować warunkami obciążenia następczego. Ponieważ płuco i jego drogi oddechowe są zachowane w tej konfiguracji przeszczepu, badacze mogą ponownie przewietrzyć płuco dawcy w trybie pilnym. Wyjątkowo, rewentylacja płuc zmienia skład krwi przenikającej do przeszczepionych tętnic wieńcowych. W warunkach bez wentylacji krew wyrzucona z aorty dawcy jest odtleniana i miesza się z natlenioną krwią w aorcie biorcy. W warunkach ostrej wentylacji wyrzucona krew ulega natlenieniu. W ten sposób można porównać funkcję przeszczepu w warunkach wentylowanych i niewentylowanych, a także w warunkach zmiennego obciążenia.
Poniższy protokół opisuje ważne modyfikacje wcześniej opisanych operacji dawcy i biorcy HAHLT. Opisano w niej również optymalną technikę ochrony przeszczepu przeszczepionego przez cały okres niedokrwienia (czas między eksplantatem dawcy a implantem biorcy). Do zalet tej techniki należą warunki fizjologiczne potencjalnie zbliżone do stanu przeszczepu przeszczepionego ortotopowo oraz szeroki zakres zastosowań badawczych. Istotnym ograniczeniem jest jego złożoność techniczna. Przy odpowiednim mentoringu i praktyce zalety tej techniki prawdopodobnie przeważą nad wyzwaniami związanymi z jej przyjęciem.

<table><tbody><tr><td>Celsior Cardioplegic Soution</td><td>Genzyme</td><td></td><td>Roztwór jest utrzymywany na lodzie przez cały czas trwania zabiegu. Przygotowujemy własne rozwiązanie, z niewielkimi modyfikacjami.</td></tr><tr><td>Respirator dla gryzoni</td><td>Aparat Harvard</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>Monitor parametrów życiowych</td><td>Nonin</td><td>Model 9847V</td><td>Wyświetla SpO2 i tętno.</td></tr><tr><td>Kaniule dożylne</td><td>Jelco</td><td>3063</td><td>24 - 26 G x 3/4" kaniule.</td></tr><tr><td>Rurka IV CareFusion</td><td></td><td>MP9259-C</td><td>Rurka łącząca o krótkiej długości (18 cm).</td></tr><tr><td>Klipsy chirurgiczne</td><td>Tytanowe klipsy podwiązywane</td> <td>Teleflex Medical</td><td>001204</td> Horizon.</tr><tr><td>Szwy</td><td>Ethicon, Sharpoint</td><td>LA54G, AK-0107</td><td>3-0 jedwabna szpula i 9-0 szew prolenowy (jednoramienny, igła DR5).</td></tr><tr><td>Instrumenty chirurgiczne</td><td>Nie dotyczy</td><td>Nie dotyczy Używane</td><td>instrumenty są ogólne i można je kupić w dowolnej firmie zajmującej się zaopatrzeniem chirurgicznym.</td></tr></tbody></table>

szczur heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Tutaj opisujemy nową technikę heterotopowego przeszczepu płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) u szczurów. Konfiguracja przeszczepu obejmuje zespolenie żyły głównej dolnej dawcy (IVC) z IVC biorcy oraz aorty wstępującej dawcy (Ao) z Ao jamy brzusznej biorcy. Prawe górne i środkowe płaty płuc są zachowane i działają jako kanały przepływu krwi z prawego serca do lewego serca.
Korzystanie z tej techniki ma kilka zalet i nadaje się do szerokiego zakresu zastosowań. Ponieważ przeszczep jest przeszczepiany w konfiguracji, która pozwala na obciążenie objętościowe diamem, czynność serca można bezpośrednio ocenić in vivo. Zastosowanie cewników konduktancyjnych ciśnienie-objętość pozwala na scharakteryzowanie parametrów hemodynamicznych zależnych od obciążenia i niezależnych od obciążenia. Przeszczep może zostać przekształcony w konfigurację obciążoną poprzez przyłożenie zacisku do podwątrobowego IVC biorcy. Opisujemy zmodyfikowane techniki chirurgiczne zarówno dla operacji dawcy, jak i biorcy oraz idealną strategię ochrony mięśnia sercowego. W zależności od celu eksperymentalnego, model ten może być zaadaptowany do stosowania zarówno w ostrych, jak i przewlekłych badaniach funkcji przeszczepu, stanu immunologicznego i zmiennych warunków obciążenia komorowego. Drogi oddechowe przewodzące do przeszczepionego płuca są zachowane i pozwalają na ostrą rewentylację płuc. Ułatwia to analizę wpływu mieszanej krwi żylnej i tętniczej zapewniającej perfuzję wieńcową do przeszczepu.
Ograniczeniem tego modelu jest jego techniczna złożoność. Nowi operatorzy muszą się znacznie uczyć, ponieważ najlepiej byłoby, gdyby byli mentorami w zakresie tej techniki. Wykształcenie chirurgiczne jest korzystne dla tych, którzy chcą zastosować ten model. Pomimo jego złożoności, staramy się przedstawić model w przejrzystym i łatwym do zastosowania formacie. Ze względu na fizjologiczne podobieństwo tego modelu do transplantacji ortotopowej i jego szeroki zakres zastosowań badawczych, wysiłek włożony w naukę tej techniki prawdopodobnie się opłaci.

Opisana powyżej technika HAHLT jest wysoce specjalistyczna i wymaga ścisłego przestrzegania szczegółów. Tabela 1 przedstawia niektóre z kluczowych czynników związanych z udanymi i nieudanymi procedurami i może służyć jako przewodnik do rozwiązywania problemów technicznych.
Po zwolnieniu zacisku z aorty biorcy powinno być widać napełnianie się tętnic wieńcowych przeszczepu utlenowaną krwią. W konsekwencji mięsień sercowy powinien stać się różowy i dobrze ukrwiony. W technicznie...

Opisujemy nową technikę heterotopowego przeszczepu płuco-serce w jamie brzusznej (HAHLT) u szczurów. Konfiguracja przeszczepu powoduje częściowo załadowane krążenie przeszczepu, co pozwala na bezpośrednią ocenę funkcjonalną. Model ten może być stosowany do ostrych lub przewlekłych badań funkcji i statusu immunologicznego przeszczepionego przeszczepu.

Szczur Heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest heterotopowy przeszczep serca i pojedynczego płata płuca w konfiguracji umożliwiającej obciążenie objętościowe. Jest to realizowane poprzez wstępny pobór przeszczepu serca i płuca od dawcy. Następnie przygotowywany jest biorca, a w dalszej kolejności implantowana jest tkanka dawcy.Na koniec z tkanki przeszczepu dawcy usuwa się pęcherzyki powietrza i przywraca perfuzję. W końcowej fazie można zastosować cewnik do pomiaru przewodnictwa ciśnieniowo-objętościowego w celu oceny funkcji przeszczepu w czasie rzeczywistym. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak heterotopowy przeszczep serca do jamy brzusznej, jest fakt, że dodanie przeszczepu płuca umożliwia antegradny przepływ krwi przez natywny obwód, co ułatwia dynamiczne obciążenie objętościowe przeszczepu serca i płuc, a także ocenę układu sercowo-naczyniowego po transplantacji.Aby przygotować żyłę główną dolną (IVC) do późniejszej anastomozy, należy rozpocząć od odseparowania tkanki tłuszczowej okołopławnej zwierzęcia dawcy, zaczynając od połączenia żyły głównej z przedsionkiem i kierując się w dół w stronę przepony. Następnie, wykonując precyzyjne cięcie okrężne, należy uwolnić żyłę główną górną (SVC) i obwiązać ją nicią jedwabną 4-0. Żyłę główną lewą należy oddzielić od otaczających struktur, a następnie podwiązać proksymalnie i dystalnie.Następnie wycina się pośrednią część żyły głównej, odsłaniając okalale tętnicę podobojczykową lewą, uwalnia tętnicę bezimienną oraz wspólną tętnicę szyjną lewą, zakładając klipsy proksymalne i dystalne na tętnicę bezimienną. Następnie przecina się odcinek tętnicy pomiędzy klipsami za pomocą cewnika dożylnego o rozmiarze 26 G, kanuluje żyłę główną górną i mocuje ją w miejscu za pomocą wcześniej przygotowanego sznurowania z jedwabiu 4-0. Aby pobrać przeszczep serca i płuc, przecina się żyłę główną dolną bezpośrednio powyżej przepony oraz żyłę główną górną powyżej miejsca kanulacji, uważając, aby nie uszkodzić tchawicy.Następnie przetnij tchawicę w części proksymalnej. Chwyć ją pęsetą, a następnie, stosując delikatną trakcję i ostrą dyssekcję, oddziel tchawicę od leżącego pod nią przełyku. Usuń serce i tkankę płuc w bloku.Następnie należy ułożyć serce powierzchnią przednią do dołu. Wprowadzić kaniulę 16G z tępym końcem do aorty zstępującej i za pomocą ostrego igłownika wprowadzić do tkanki od 5 do 10 ml roztworu kardioplegii. Następnie odsłonić lewy główny oskrzele, podwiązać go nicią jedwabną 4-0 i przeciąć oskrzele dystalnie względem podwiązania.Następnie usuń wszystkie płaty płuc poza prawym górnym i środkowym, a przeszczep umieść w odpowiednim pojemniku do momentu implantacji tkanki dawcy. Obwodowo uwolnij żyłę główną dolną (IVC) oraz aortę biorcy proksymalnie i dystalnie. Następnie opasaj każde miejsce czterema jedwabnymi nićmi 4-0, pozostawiając około 2-3 cm odstępu między miejscami zacisków.Po oczyszczeniu naczyń załóż pojedynczy zakrzywiony zacisk na IVC oraz aortę, upewniając się, że wolny odcinek każdego naczynia jest wystarczająco długi, aby umożliwić zespolenie. Następnie, używając igły 25 G przymocowanej do strzykawki 1 ml wypełnionej solą fizjologiczną, wykonaj wenotomię w przedniej ścianie IVC. Użyj nożyczek pot, aby rozszerzyć nacięcie do długości odpowiadającej otworowi IVC dawcy, a następnie zabezpiecz końce zespolenia szwem nylonowym 9-0, pozostawiając krótki koniec nici w każdym punkcie kotwiczenia lub wykonując szew ciągły wzdłuż zespolenia.Wykonaj połowę linii szwu i zawiąż ją z przeciwległym, krótkim ramieniem nici. Następnie wykonaj i zawiąż drugą połowę szwu. Rozpocznij anastomozę aorty, kotwicząc górny odcinek autotomii AOR nicią nylonową 9-0.Następnie szwem ciągłym wykonaj linię szwów, zaczynając od strony przyśrodkowej, a kończąc na bocznej stronie anastomozy. Zawiąż linię z pozostałym krótkim końcem nici, a następnie podwiąż SVC za pomocą klipsa chirurgicznego. Teraz powoli i ostrożnie zwolnij zakrzywiony zacisk naczyniowy i pozwól, aby aorta krwawiła przez tętnicę szyjną.Po kilku sekundach podwiąż tętnicę szyjną za pomocą klipsa chirurgicznego i obserwuj przeszczep pod kątem hemostazy, prawidłowej reperfuzji oraz powrotu spontanicznej aktywności serca. Przedstawiono tutaj reprezentatywne bazowe dane ciśnieniowo-objętościowe in vitro z oceny funkcji serca w modelu pracującego serca in vitro po heterotopowym przeszczepieniu serca i płuc do jamy brzusznej, zilustrowane w postaci okluzji obciążenia wstępnego. Dane ciśnieniowo-objętościowe mogą być również szybko uzyskane za pomocą tej metody, dostarczając badaczom różnorodnych danych dotyczących rzutu serca po tej procedurze, co umożliwia dalsze badania, takie jak analiza wpływu zmian ostrych i przewlekłych.W warunkach obciążenia można przeprowadzić analizę funkcji przeszczepu in vivo.

rat-heterotopic-abdominal-heartsingle-lung-transplantation-volume

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepienie heterotopowe brzuszne serca/pojedynczej płuca szczura w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Pomocniczy przeszczep wątroby zapewnia tymczasowe wsparcie w ostrej niewydolności wątroby, aż do regeneracji niewydolnej wątroby. Heterotopowy pomocniczy przeszczep wątroby (HALT) z tętnicą żyły wrotnej (PVA) zapewnia wystarczającą czynność wątroby. Opracowaliśmy analogiczną technikę na szczurach, aby zbadać wpływ tętnicy żyły wrotnej na morfologię i funkcję przeszczepu.

Heterotopowe pomocnicze przeszczepienie wątroby szczura z tętnicą żyły wrotnej o regulowanym przepływie w ostrej niewydolności wątroby

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

Pokazano nowatorską technikę rekonstrukcji obwodu krwi w heterotopowym modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej.

Rekonstrukcja obwodu krwi w modelu przeszczepu serca myszy w jamie brzusznej

Ten protokół opisuje model ortotopowego allotransplantacji lewego płuca u młodocianych świń, przeznaczony do wykorzystania w badaniach ESLP. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także na krytyczne kroki i rozwiązywanie problemów.

Przeszczepienie ortotopowe lewego płuca w modelu młodocianych świń do ESLP

Przedstawiamy protokół wykorzystania normotermicznego systemu perfuzji krwi ex vivo do dostarczania środków terapeutycznych do całego alloprzeszczepu serca w heterotopowym modelu przeszczepu serca u świń.

Protokół heterotopowego przeszczepu serca u świń w celu dostarczenia leków do alloprzeszczepu serca

To badanie demonstruje powtarzalną technikę heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, którą początkujący mogą nauczyć się i wykonywać. Dodatkowo, nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów jest generowany poprzez wykonanie heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej i uszkodzenie zastawki aortalnej dawcy za pomocą prowadnika po pobraniu.

Zmodyfikowany heterotopowy przeszczep serca w jamie brzusznej i nowy model niedomykalności zastawki aortalnej u szczurów

Ten protokół opisuje nową metodę skutecznej rekonstrukcji wad przedniej ściany mankietu przedsionkowego dawcy podczas przeszczepu płuc poprzez rotację tylnego płata przedsionkowego dawcy.

Rotacja tylnego płata przedsionkowego dawcy w celu rekonstrukcji mankietu lewego przedsionka w przeszczepie płuc

Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.

Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów

Poznaj technikę heterotopowego przeszczepu serca i płuca u szczura z obciążeniem objętościowym. Metoda umożliwia dynamiczną ocenę funkcji przeszczepu w czasie rzeczywistym.

Szczur Heterotopowe serce brzuszne/przeszczep pojedynczego płuca w konfiguracji z obciążeniem objętościowym

Przeglądaj więcej filmów