Name: Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Poznaj metodę implantacji bezprzewodowego nadajnika EEG w czaszce małych gryzoni, umożliwiającą ciągłe nagrywanie aktywności mózgu przez sześć miesięcy. Technika ta eliminuje artefakty przewodowe i pozwala na naturalne zachowania zwierząt podczas badań nad epilepsją.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez National Institute of Neurological Disorders and Stroke R43/R44 NS064661.

Postępuj zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami w zakresie sterylizacji narzędzi chirurgicznych i zmodyfikuj protokół, jeśli to konieczne, aby dostosować się do wytycznych i uzyskać zgodę Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Twojej instytucji.
1. Przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>Wyczyść i przygotuj nadajnik, aby zapewnić bezpieczną i sterylną operację. Wyjmij nadajnik z opakowania antystatycznego i spryskaj lub namocz w 70% etanolu. Opłucz nadajnik sterylną solą fizjologiczną i umieść między sterylnymi bawełnianymi gąbkami nasączonymi sterylną solą fizjologiczną lub trzymaj zanurzony w sterylnym roztworze soli fizjologicznej.</li>
	<li>Zbierz i wysterylizuj narzędzia potrzebne do operacji; autoklaw parowy do sterylizacji. Zobacz tabelę materiałów i odczynników, aby zapoznać się z listą narzędzi chirurgicznych.</li>
</ol>
2. Implantacja chirurgiczna
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzę i utrzymać znieczulenie zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez IACUC. Na początku i w trakcie operacji należy sprawdzać odruch szczypania palców u nóg co 15 minut. Brak odpowiedzi wskazuje na wystarczający poziom znieczulenia.
	<ol>
		<li>W przypadku szczeniąt należy zastosować znieczulenie izofluranem (4%) zO2 (100%). U dorosłych należy stosować ketaminę (100 mg/kg) z ksylazyną (10 mg/kg).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustal pozycję w ramce stereotaktycznej. Umieść końcówki paska dousznego w przewodzie słuchowym. Nie dokręcaj nadmiernie nauszników, ponieważ czaszka jest bardzo miękka u młodych szczeniąt szczurów. Zabezpiecz stożek nosowy do znieczulenia.
	<ol>
		<li>Utrzymuj zwierzę w cieple podczas operacji, umieszczając je na poduszce grzewczej ustawionej na 37 °C. U dorosłych zwierząt nałóż maść nawilżającą na oczy zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sterylizuj miejsce nacięcia i utrzymuj sterylne pole operacyjne.
	<ol>
		<li>Przetrzyj skórę głowy naprzemiennie 70% etanolem i betadyną. Zacznij od środka skóry głowy i wykonuj coraz szersze koncentryczne kręgi.</li>
		<li>Przykryj zwierzę zasłoną i przeprowadź operację na udrapowanym zwierzęciu. Utrzymuj sterylne pole operacyjne, wykładając zestaw chirurgiczny sterylnymi serwetami, spryskując sprzęt 70% etanolem.</li>
		<li>Nosić sterylne rękawice chirurgiczne i fartuch chirurgiczny (lub zgodnie z wymaganiami instytucji). Aby pomóc w utrzymaniu sterylnego pola, użyj asystenta chirurgicznego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj nacięcie na skórze głowy zwierzęcia nieco za oczami wzdłuż linii środkowej, około 2 cm. Zachowaj ostrożność podczas wkładania skalpela, ponieważ czaszka jest nadal bardzo miękka u młodych szczeniąt szczurów. Wykonaj pojedyncze cięcie, aby nacięcie mniej krwawiło i szybciej się goiło.</li>
	<li>Odsłoń czaszkę. Przygotuj czysty i suchy obszar, aby zmaksymalizować wiązanie między nadajnikiem a kośćmi czaszki. Użyj klipsów do tętniaka, aby chwycić skórę głowy.
	<ol>
		<li>Delikatnie odciągnij skórę głowy od linii środkowej w czterech rogach. Szukaj anatomicznych punktów orientacyjnych, takich jak bregma i lambda w czaszce. Pamiętaj, że kości czaszki nie są zrośnięte u zwierząt w tym wieku. Użyj atlasu współrzędnych stereotaktycznych Paxinos, aby znaleźć prawidłowe położenie otworu na zadziory.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj narzędzia typu Dremel z wiertłem z zadziorami. Utwórz dwa otwory zadziorów w żądanych pozycjach nagrywania, przy czym otwory o średnicy większej niż 300 μm. Umieść otwór na elektrodę odniesienia nad móżdżkiem za lambdą czaszki.</li>
	<li>Upewnij się, że przewody nadajnika są wyrównane z otworami na zadziory. Jeśli druty elektrod nie są wyrównane, prawdopodobne jest zanieczyszczenie elektrod klejem, co spowoduje słaby sygnał. Aby wyrównać przewody, sprawdź dopasowanie nadajnika i delikatnie zegnij elektrody, aby ustawić się w linii nad przewidzianymi miejscami na otwory na zadziory.</li>
	<li>Przyciąć przewody elektrod. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby przyciąć elektrody do żądanej długości. Głębokość elektrody jest ważna dla rodzaju zapisu wymaganego w eksperymencie (tj. umieść elektrody powyżej opony twardej dla zapisów EEG lub użyj współrzędnych stereotaktycznych dla zdefiniowanych struktur mózgu).</li>
	<li>Obficie nałóż cyjanoakrylan na podstawę nadajnika, aby pokryć obszar, upewniając się, że elektrody nie są powlekane. Klej cyjanoakrylowy jest izolatorem elektrycznym, zanieczyszczenie elektrod klejem nie spowoduje powstania sygnału.
	<ol>
		<li>Jeśli nagrywasz z głębokich struktur mózgu, zamontuj nadajnik na uchwycie kaniuli i umieść go w ramieniu stereotaktycznym w celu sterowania osią z. Opuść nadajnik za pomocą ramienia stereotaktycznego na odpowiednią głębokość i umieść żel cyjanoakrylowy wokół nadajnika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dokładnie wysusz czaszkę przed umieszczeniem nadajnika, aby zapewnić mocne wiązanie klejowe. Nałóż nadajnik pokryty cyjanoakrylanem na czaszkę. Uważaj, aby wyrównać elektrody z odpowiednimi otworami na zadziory.
	<ol>
		<li>Staraj się unikać uszkodzenia głównych struktur naczyniowych. Przytrzymaj nadajnik na miejscu z lekkim naciskiem przez jedną minutę. Użyj lekkiego nacisku, aby utworzyć silne połączenie między nadajnikiem a czaszką.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zastosuj dodatkowy cyjanoakrylan wystarczający do całkowitego uszczelnienia interfejsu nadajnik/czaszka. Aby zapewnić dobre dopasowanie i mocne połączenie, zmaksymalizuj powierzchnię kleju, który styka się z czaszką. Nałóż klej cyjanoakrylowy w kółko wokół nadajnika, upewniając się, że zarówno czaszka, jak i ściana nadajnika są zakryte.</li>
	<li>Nanieść akcelerator chemiczny (0,1 ml) przez strzykawkę wokół cyjanoakrylanu u podstawy wszczepionego nadajnika. Przyspieszacz należy stosować oszczędnie, uważając, aby nie nakładać go na sąsiednie tkanki. 
	Uwaga: Chemiczne przyspieszenie utwardzania cyjanoakrylanem zapewnia szybkie tworzenie silnego wiązania między nadajnikiem a czaszką. Akcelerator cyjanoakrylowy jest przydatny do przyspieszenia utwardzania kleju, ale nie jest konieczny.</li>
	<li>Usuń przyspieszacz, dokładnie myjąc obszar sterylnym roztworem soli fizjologicznej. Akcelerator cyjanoakrylanu może powodować podrażnienie tkanek, jeśli nie zostanie zmyty z obszaru nacięcia. Aby umyć obszar, napełnij strzykawkę o pojemności 1,0 ml sterylnym roztworem soli fizjologicznej i przepłukaj obszar za pomocą igły strzykawki. Zazwyczaj wystarczy 0,5 ml soli fizjologicznej, aby wypłukać akcelerator.</li>
	<li>Zszyj skórę wokół podstawy nadajnika, ale nie zakrywaj nadajnika. Górna część nadajnika musi znajdować się nad skórą, aby skutecznie przesyłać sygnały neuronowe. Skóra powinna być odpowiednio napięta wokół nadajnika, a klej wokół urządzenia. Użyj Vicryl lub jedwabnego szwu (miękka nić); Skóra u niedojrzałych zwierząt jest miękka i łatwo ulega uszkodzeniu, jeśli nie stosuje się miękkich szwów. W przypadku dorosłych zwierząt należy użyć dowolnego materiału do szycia.</li>
	<li>Wyjmij zwierzę z ramy stereotaktycznej i połóż je na podgrzewanym kocu w celu odzyskania.</li>
	<li>Upewnij się, że zwierzętom jest ciepło (37 °C) i w stanie chodzenia (tj. są całkowicie wyleczone) przed powrotem do matki. Upewnij się, że zwierzę jest nawodnione, szczypiąc skórę na grzbiecie zwierzęcia (jeśli zwierzę jest odwodnione, skóra pozostanie zdeformowana). Jeśli zwierzę jest odwodnione, należy podać podskórne wstrzyknięcie buforu Ringera z mleczanami. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku.
	<ol>
		<li>Zwierzętom należy podawać buprenorfinę (0,05 mg/kg) w celu leczenia bólu pooperacyjnego oraz we wstrzyknięciu podskórnym 0,1 ml bupiwakainy w miejsce wstrzyknięcia. 
		Uwaga: Od początku do końca cała procedura powinna zostać zakończona w ciągu 5-10 minut dla zwierząt w tym wieku (6 dzień po urodzeniu). W przypadku starszych zwierząt czas operacji może potrwać dłużej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Opieka i zakwaterowanie
Uwaga: Niektóre matki mogą nie tolerować szczeniąt, którym wszczepiono urządzenie. Być może trzeba będzie wybrać tamy, które są tolerancyjne. Dopuszczalne jest, aby matka poruszała młodymi po klatce, podnosząc je przez nadajnik.
<ol>
	<li>Po odsadzeniu zwierząt należy je trzymać pojedynczo, aby uniknąć wyjmowania urządzeń z ich partnera w klatce.</li>
	<li>Eutanazja zwierząt za pomocą śmiertelnej dawki pentobarbitalu (25 mg/kg) lub izofluranu (w słoiku), gdy występują oznaki niepokoju.</li>
	<li>Należy pamiętać, że niektóre klatki w pomieszczeniach dla zwierząt z wkładkami drucianymi mogą zakłócać działanie wszczepionych nadajników. Pamiętaj, aby sprawdzić wysokość wkładki drucianej, aby upewnić się, że zwierzęta nie mogą dostać nadajnika między "pręty" wkładki drucianej. Skonsultuj się z weterynarzem w celu uzyskania pomocy.</li>
</ol>
4. Zapis EEG
<ol>
	<li>Umieść zwierzę w klatce samodzielnie lub w jednym pomieszczeniu z rodzeństwem z miotu i matką. Jednak w jednej klatce należy umieścić tylko jedno wszczepione zwierzę. Nie zostawiaj szczeniąt samych w komorze rejestracyjnej na dłużej niż 2 godziny. Monitoruj zwierzęta pod kątem oznak niepokoju i odwodnienia.</li>
	<li>Podłącz dostarczony zasilacz do podstawy odbiornika i sprawdź, czy świeci się kontrolka zasilania. Podłącz bazę odbiornika do systemu akwizycji danych za pomocą BNC (Bayonet Neil-Concelman).</li>
	<li>Umieść klatkę dla zwierząt na górze podstawy odbiornika (Rysunek 2). Lampka "sygnalizacyjna" powinna się zaświecić, wskazując, że wykryto nadajnik. Dane mogą być teraz rejestrowane.</li>
	<li>Aby rejestrować dane, podłącz bazę odbiornika do przetwornika analogowo-cyfrowego i podłącz konwerter do komputera (Rysunek 1).</li>
	<li>Ustaw częstotliwość próbkowania nagrania. Upewnij się, że dane są prawidłowo próbkowane. Wybierz częstotliwość próbkowania co najmniej 250 Hz (zalecane 500 Hz) do nagrywania (szerokość pasma nadajnika wynosi 0.1-100 Hz).</li>
	<li>Zapisuj zdigitalizowane dane i analizuj je za pomocą pakietów oprogramowania do przetwarzania sygnałów, takich jak Matlab.</li>
</ol>
5. Analiza EEG - Ogólne
<ol>
	<li>Wykonaj FFT (szybkie transformacje Fouriera), aby przekształcić czasowe dane EEG w dziedzinę częstotliwości od 0 do 100 Hz.</li>
	<li>Wykonaj oszacowanie widmowych gęstości mocy (PSD) z FFT przy użyciu 256 segmentów okna Hanna w oparciu o metodę Welcha i znormalizowanych przez 10 x log10 (PSD). Widma mocy pokazują określone częstotliwości, które dominują w sygnale EEG w pożądanym okresie czasu.</li>
	<li>Grupuj dane od zwierząt, biorąc średnią PSD od każdego zwierzęcia w trakcie leczenia dopasowanego w czasie. Utwórz 95% przedziały ufności przez 1,96 x średnia (PSD)/pierwiastek kwadratowy (n), gdzie n jest liczbą zwierząt (ślady PSD). Wykreśl średnią i 95% przedziały ufności danych, aby wygenerować raport ilościowy dotyczący całkowitej częstości występowania EEG w kohortach zwierząt, np. porównując grupy leczone z grupami kontrolnymi.</li>
</ol>
6. Protokół modelu niedotlenienia okołoporodowego i niedokrwienia (HI)
<ol>
	<li>Znieczulić szczenię szczura P6-7 za pomocą znieczulenia izofluranem (4% przy 100%O2), umieszczając zwierzę w pudełku anestezjologicznym (pudełko z wejściem z parownika anestezjologicznego). Na początku i w trakcie operacji należy sprawdzać odruch szczypania palców u nóg co 15 minut. Brak odpowiedzi wskazuje na wystarczający poziom znieczulenia.</li>
	<li>Połóż szczeniaka na plecach, odsłoń szyję i szoruj naprzemiennymi aplikacjami 70% etanolu i 10% betadyny. Powtórz peeling etanolem/betadyną 3 razy.</li>
	<li>Wykonaj 1 cm nacięcie w skórze szyi nożyczkami na linii środkowej szyi. Podnieś skórę kleszczami i wykonaj cięcie nożyczkami. Uważaj, aby nie przeciąć tkanki mięśniowej podczas wykonywania nacięcia.</li>
	<li>Użyj techniki preparowania, aby odsłonić tętnicę szyjną. Aby wykonać rozwarstwienie, użyj dwóch par kleszczy do nosa. Włóż końcówki do tkanki i pozwól, aby sprężynowe działanie narzędzia chirurgicznego rozprowadziło tkankę. Powtarzaj, aż tętnica szyjna zostanie odsłonięta. Zidentyfikuj tętnicę szyjną po jaskrawoczerwonym kolorze i obecności widocznego pulsu.</li>
	<li>Oddziel tętnicę szyjną od nerwu błędnego za pomocą kleszczy. Włóż kleszcze z końcówką między tętnicę a nerw. Zwolnij kleszcze i pozwól, aby sprężynowe działanie narzędzia oddzieliło tętnicę szyjną od nerwu błędnego.</li>
	<li>Umieść zaciski tętniaka w odległości 4-5 mm od siebie na tętnicy szyjnej. Uważaj, aby nie uszkodzić tętnicy za pomocą zacisków, unikając gwałtownych ruchów.</li>
	<li>Kauteryzuj tętnicę szyjną między zaciskami tętniaka. Aby kauteryzować tętnicę, dotknij tętnicy między zaciskami gorącą końcówką kauteryzatora. Po przecięciu tętnicy upewnij się, że oba końce są odpowiednio kauteryzowane, aby uniknąć krwotoku.</li>
	<li>Usuń zaciski, zamknij nacięcie szyi za pomocą 3 szwów. Zszywaj tylko skórę, uważaj, aby nie zszyć tkanki mięśniowej.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu dojść do siebie przez 1 godzinę. Monitoruj oddech zwierzęcia i krwawienie z szyi. Jeśli występuje krwawienie, nie należy narażać zwierzęcia na działanie HI (krok 6.10).</li>
	<li>Umieścić zwierzę w komorze o kontrolowanej temperaturze 37 °C i w sposób ciągły wprowadzać do komory mieszaninę 8%O2 / 92% N2 przez 2 godziny.</li>
</ol>

<ol><li>Boylan, G. B., Stevenson, N. J., Vanhatalo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Semin.+Fetal+Neonatal+Med%22%5BJournal%5D)">Monitoring neonatal seizures.</a> Semin. Fetal Neonatal Med. 18 (4), 208-208 (2013).</li>
<li>Panzica, F., Varotto, G., Rotondi, F., Spreafico, R., Franceschetti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+the+Epileptogenic+Zone+from+Stereo-EEG+Signals%3A+A+Connectivity-Graph+Theory+Approach%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurol%22%5BJournal%5D)">Identification of the Epileptogenic Zone from Stereo-EEG Signals: A Connectivity-Graph Theory Approach.</a> Front Neurol. 6 (4), 175(2013).</li>
<li>Arciniegas, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+electrophysiologic+assessments+and+mild+traumatic+brain+injury%3A+state-of-the-science+and+implications+for+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Psychophysiol%22%5BJournal%5D)">Clinical electrophysiologic assessments and mild traumatic brain injury: state-of-the-science and implications for clinical practice.</a> Int J Psychophysiol. 82 (1), 41-52 (2011).</li>
<li>Mizrahi, E. M., Kellaway, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+concussion+in+children%3A+assessment+of+injury+by+electroencephalography%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Cerebral concussion in children: assessment of injury by electroencephalography.</a> Pediatrics. 73 (4), 419-425 (1984).</li>
<li>Pisarenco, I., Caporro, M., Prosperetti, C., Manconi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-density+electroencephalography+as+an+innovative+tool+to+explore+sleep+physiology+and+sleep+related+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Psychophysiol%22%5BJournal%5D)">High-density electroencephalography as an innovative tool to explore sleep physiology and sleep related disorders.</a> Int J Psychophysiol. S0167-8760 (14), 3-8 (2014).</li>
<li>Konadhode, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+MCH+neurons+increases+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Stimulation of MCH neurons increases sleep.</a> J. Neurosci. 33 (25), 10257-10263 (2013).</li>
<li>Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+construction+of+a+long-term+continuous+video-EEG+monitoring+unit+for+simultaneous+recording+of+multiple+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals.</a> Brain Res. Protoc. 1-2 (1), 85-97 (1997).</li>
<li>Stables, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapy+discovery+for+pharmacoresistant+epilepsy+and+for+disease-modifying+therapeutics%3A+Summary+of+the+NIH%2FNINDS%2FAES+Models+II+Workshop%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Therapy discovery for pharmacoresistant epilepsy and for disease-modifying therapeutics: Summary of the NIH/NINDS/AES Models II Workshop.</a> Epilepsia. 44 (12), 1472-1478 (2003).</li>
<li>White, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+unsupervised+algorithms+for+the+detection+of+seizures+in+continuous+EEG+recordings+from+rats+after+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Efficient unsupervised algorithms for the detection of seizures in continuous EEG recordings from rats after brain injury.</a> J. Neurosci. Methods. 152 (1-2), 255-266 (2006).</li>
<li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ontogeny+of+seizures+in+a+rat+model+of+limbic+epilepsy%3A+evidence+for+a+kindling+process+in+the+development+of+chronic+spontaneous+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The ontogeny of seizures in a rat model of limbic epilepsy: evidence for a kindling process in the development of chronic spontaneous seizures.</a> Brain Res. 625 (2), 295-300 (1993).</li>
<li>Bertram, E. H., Cornett, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolution+of+a+rat+model+of+chronic+spontaneous+limbic+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The evolution of a rat model of chronic spontaneous limbic seizures.</a> Brain Res. 661 (1-2), 157-162 (1994).</li>
<li>Williams, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+spontaneous+recurrent+seizures+after+kainate-induced+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Development of spontaneous recurrent seizures after kainate-induced status epilepticus.</a> J. Neurosci. 29 (7), 2103-2112 (2009).</li>
<li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+electroencephalographic+monitoring+with+radio-telemetry+in+a+rat+model+of+perinatal+hypoxia-ischemia+reveals+progressive+post-stroke+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Continuous electroencephalographic monitoring with radio-telemetry in a rat model of perinatal hypoxia-ischemia reveals progressive post-stroke epilepsy.</a> J. Neurosci. 30 (1), 404-415 (2010).</li>
<li>Galanopoulou, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+mechanisms+of+catastrophic+epilepsy+--+overview+from+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Dev%22%5BJournal%5D)">Basic mechanisms of catastrophic epilepsy -- overview from animal models.</a> Brain Dev. 35 (8), 748-756 (2013).</li>
<li>Lerche, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion+channels+in+genetic+and+acquired+forms+of+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ion channels in genetic and acquired forms of epilepsy.</a> J Physiol. 591 (Pt 4), 753-764 (2013).</li>
<li>Rossignol, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((WONOEP+appraisal%3A+new+genetic+approaches+to+study+epilepsy%29%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">WONOEP appraisal: new genetic approaches to study epilepsy).</a> Epilepsia. 55 (8), 1170-1186 (2014).</li>
<li>Westmark, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversal+of+fragile+X+phenotypes+by+manipulation+of+A%CE%B2PP%2FA%CE%B2+levels+in+Fmr1KO+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reversal of fragile X phenotypes by manipulation of AβPP/Aβ levels in Fmr1KO mice.</a> PLoS One. 6 (10), e26549(2011).</li>
<li>Sukhotinsky, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+delay+of+status+epilepticus+onset+in+an+in+vivo+rodent+epilepsy+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Optogenetic delay of status epilepticus onset in an in vivo rodent epilepsy model.</a> PLoS One. 8 (4), e62013(2013).</li>
<li>Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On-demand+optogenetic+control+of+spontaneous+seizures+in+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy.</a> Nat Commun. 4, 1376(2013).</li>
<li>Paz, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+optogenetic+control+of+thalamus+as+a+tool+for+interrupting+seizures+after+cortical+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury.</a> Nat Neurosci. 16 (1), 64-70 (2013).</li>
<li>Monod, N., Pajot, N., Guidasci, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neonatal+EEG%3A+statistical+studies+and+prognostic+value+in+full-term+and+pre-term+babies%5BTitle%5D)+AND+%22Electroecephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The neonatal EEG: statistical studies and prognostic value in full-term and pre-term babies.</a> Electroecephalogr Clin Neurophysiol. 32 (5), 529-544 (1972).</li>
<li>Deshpande, L. S., Carter, D. S., Blair, R. E., DeLorenzo, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Prolonged+Calcium+Plateau+in+Hippocampal+Neurons+in+Rats+surviving+Status+Epilepticus+Induced+by+the+Organophosphate+Diisopropylfluorophosphate%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Development of a Prolonged Calcium Plateau in Hippocampal Neurons in Rats surviving Status Epilepticus Induced by the Organophosphate Diisopropylfluorophosphate.</a> Toxicol Sci. 116 (2), 623-631 (2010).</li>
<li>Todorovic, M. S., Cowan, M. L., Balint, C. A., Sun, C., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+status+epilepticus+induced+by+two+organophosphates+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Epilpsy+Res%22%5BJournal%5D)">Characterization of status epilepticus induced by two organophosphates in rats.</a> Epilpsy Res. 101 (3), 268-276 (2012).</li>
<li>Lehmkuhle, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+quantitative+method+for+analyzing+electrographic+status+epilepticus+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">A simple quantitative method for analyzing electrographic status epilepticus in rats.</a> J. Neurophysiol. 101 (3), 1660-1670 (2009).</li>
<li>Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Fisher, J. H., Ekstrand, J. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+EEG+in+immature+rats+with+a+novel+miniature+telemetry+system%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Recording EEG in immature rats with a novel miniature telemetry system.</a> J. Neurophysiol. 109 (3), 900-911 (2013).</li>
<li>Pouliot, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+electrographic+analysis+of+the+effect+of+sec-butyl-propylacetamide+on+pharmacoresistant+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A comparative electrographic analysis of the effect of sec-butyl-propylacetamide on pharmacoresistant status epilepticus.</a> Neuroscience. 12 (231), 145-156 (2012).</li>
<li>Levine, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anoxic-ischemic+encephalopathy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Anoxic-ischemic encephalopathy in rats.</a> Am J Pathol. 36, 1-17 (1960).</li>
<li>Vannucci, R. C., Vaccucci, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+of+perinatal+hypoxic-ischemic+brain+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage.</a> Ann N Y Acad Sci. 835, 234-249 (1997).</li>
<li>Paxinos, G., Franklin, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Mouse+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , 4th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2012).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , 7th Ed, Academic Press. Waltham, MA. (2013).</li>
<li>Bolkvadze, T., Pitkanen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+post-traumatic+epilepsy+after+controlled+cortical+impact+and+lateral+fluid-percussion-induced+brain+injury+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Development of post-traumatic epilepsy after controlled cortical impact and lateral fluid-percussion-induced brain injury in the mouse.</a> J. Neurotrauma. 29 (5), 789-812 (2012).</li>
</ol>

Doktorzy Lehmkuhle i Dudek mają udziały finansowe w firmie Epitel, Inc., projektującej bezprzewodowy system rejestracji biopotencjału Epoch.

Wykonywanie długoterminowych zapisów elektrograficznych w modelach chorób małych zwierząt może być bardzo kosztowne. Opierając się na prostych obwodach elektrycznych i kładąc nacisk na niskie zużycie energii, byliśmy w stanie stworzyć system nadajników (rysunki 1 i 2), który obniża koszty długoterminowych eksperymentów monitorujących. Całkowity koszt 6-miesięcznego eksperymentu monitorującego może wynosić zaledwie 470 USD, plus koszt zwierzęcia (~1,5 USD zwierzęcia dziennie, 200 USD nadajnika). Niewielki rozmiar nadajnika pozwala na ciągłe, nieprzerwane zapisy elektrograficzne w przedklinicznych modelach chorób człowieka na małych zwierzętach, które są bardzo trudne do uzyskania za pomocą bezprzewodowych systemów rejestracji na uwięzi lub opartych na częstotliwości radiowej (ryc. 4). Wreszcie, zamontowany na czaszce charakter nadajnika skraca czas operacji i stres u zwierzęcia, który w przeciwnym razie mógłby zagrozić eksperymentowi. Tutaj pokazujemy eksperymenty potwierdzające zasadę z trzech różnych eksperymentalnych modeli napadów: okołoporodowe niedotlenienie-niedokrwienie13, 27, 28 u młodego szczura (ryc. 4), stan padaczkowy wywołany DFP (ryc. 5) i napady w genetycznie indukowanym modelu malformacji naczyń jamistych (ryc. 6).
Prawdopodobnie najbardziej krytycznym aspektem dla uzyskania pozbawionych artefaktów, długoterminowych zapisów elektrograficznych jest weryfikacja niezakłóconego dostępu elektrody do obszaru kory mózgowej (ryc. 4-6). Obejmuje to wspólną elektrodę referencyjną/uziemiającą. Szczególnie ważne jest przymocowanie nadajnika do czaszki w celu zastosowania zewnątrzoponowego EEG. Podczas tego procesu możliwe jest przypadkowe pokrycie końcówki elektrod cyjanoakrylanem, biorąc pod uwagę bardzo krótką długość elektrod. Pokrycie elektrod cyjanoakrylanem może stłumić sygnały EEG lub całkowicie je odizolować w najgorszym przypadku. Podobnie, brak dobrego połączenia elektrycznego między wspólnym odniesieniem/masą a mózgiem zwierzęcia uniemożliwi prawidłowe działanie wzmacniacza różnicowego w nadajniku, co spowoduje elektrycznie "hałaśliwe" wyjście sygnału. Często po operacji sygnały dobrej jakości mogą być zagrożone nawet przez 48 godzin z powodu obrzęku otaczającego otwory w czaszce. W miarę ustępowania obrzęku sygnały na ogół się poprawiają. Można tego uniknąć, umieszczając elektrody na powierzchni czaszki bez robienia otworów na zadziory. Konsekwencjami tego procesu są zwiększony potencjał do pokrycia elektrod cyjanoakrylanem, zmniejszona aktywność wysokich częstotliwości ze względu na dolnoprzepustową charakterystykę elektryczną kości czaszki oraz możliwość elektrycznego izolowania wspólnego szumu referencyjnego/masowego w sygnałach. Ćwiczenie prawidłowego rozmieszczenia elektrod można wykonać za pomocą cienkiego kawałka drewna lub forniru, który naśladuje grubość czaszki myszy lub szczura. Wyniki przedstawione w niniejszym manuskrypcie ilustrują jakość nagrań, które można uzyskać za pomocą technologii telemetrii bezprzewodowej.
Zabieg wszczepienia implantu chirurgicznego metodą opisaną w niniejszym dokumencie może trwać już od 10 minut, w zależności od stopnia skomplikowania zabiegu. W celu uzyskania chirurgicznego dostępu do głębokich struktur mózgu, takich jak obszar CA1 hipokampa, najlepiej jest podłączyć nadajnik do mikromanipulatora zamontowanego na ramie stereotaktycznej. Mikromanipulator zapewni chirurgowi precyzję do wszczepienia nadajnika zgodnie z opublikowanymi współrzędnymi stereotaktycznymi w atlasie mózgów myszy29 i szczura30 . Można to zrobić, po prostu przymocowując kawałek rurki igły podskórnej do nadajnika za pomocą cyjanoakrylanu, a następnie montując igłę podskórną w mikromanipulatorze. Sterowanie współrzędnymi x, y i z za pomocą mikromanipulatora zapewni dodatkową stabilność podczas montażu nadajnika na czaszce przed zszyciem skóry. Dodanie kostnych na obwodzie nadajnika może pomóc w zakotwiczeniu nadajnika w czaszce, chociaż nie jest to konieczne. kostne mogą być jednak skuteczne w niektórych zwierzęcych modelach napadów padaczkowych i padaczki, takich jak dorosły szczur leczony litem i pilokarpiną. Zwierzęta te mają tendencję do spontanicznych napadów konwulsyjnych z intensywną aktywnością motoryczną, która może uszkodzić nadajnik podczas napadu. Do tych eksperymentów można dodać dodatkową złożoność. Na przykład nadajnik jest kompatybilny z wieloma różnymi modelami urazowego uszkodzenia mózgu, takimi jak kontrolowane uderzenie korowe31. Trwałość urządzenia nadawczego została przetestowana poprzez wszczepienie zwierzętom nadajników w P7, a następnie umieszczenie ich w pomieszczeniu dla zwierząt. Po 12 miesiącach większość implantów pozostała nienaruszona na czaszce. Kiedy zwierzęta były poddawane eutanazji, czaszki wydawały się być normalne, a nadajnik był osadzony w kości czaszki, co wymagało znacznej siły, aby ją wydobyć. Zachowaj ostrożność podczas badania głębokich struktur mózgu; W miarę jak mózg rośnie, a elektrody pozostają nieruchome, można się spodziewać, że ostateczna pozycja elektrod ulegnie zmianie. W przypadku opisanych tutaj technik, elektrody były zazwyczaj umieszczone powyżej opony twardej, co pozwalało zarówno mózgowi, jak i czaszce rosnąć, a elektrody pozostawały w swoich pierwotnych pozycjach. Czynnikiem ograniczającym czas użytkowania nadajnika jest rozmiar baterii (tj. do momentu wyczerpania baterii).
Samodzielna monolityczna konstrukcja (tj. nadajnik jest osadzony w twardej żywicy epoksydowej) obudowy nadajnika nadaje się do stosowania z niedojrzałymi młodymi trzymanymi z matką i ich rodzeństwem z miotu. Często wspólne trzymanie zwierząt z implantami za pomocą przewodowych uwięzi skutkuje zniszczeniem wszczepionego sprzętu lub kanibalizacją szczeniąt przez matkę. Gładkościenny kształt nadajnika pozwala na implantację praktycznie bez awarii sprzętu lub utraty szczeniąt w wyniku kanibalizacji.
Schemat transmisji sprzężonej pojemnościowo o małej mocy w tym systemie dobrze nadaje się do stosowania w wielu różnych scenariuszach eksperymentalnych, takich jak umieszczenie w inkubatorze z kontrolowaną temperaturą, a nawet do użytku z aparaturami eksperymentalnymi, takimi jak komory pletyzmograficzne. Podobnie, kształtem anteny odbiorczej można manipulować, aby pasował do wielu różnych środowisk behawioralnych, takich jak podwyższony labirynt T. Zasięg nadajnika wynosi tylko kilka cali, ponieważ nadajnik musi być w stanie "napędzać" (pojemnościowo sprzęgać) antenę odbiorczą i polega na tym, że zwierzę jest trzymane w standardowej klatce dla gryzoni lub odpowiedniej klatce pokrytej powierzchnią anteny odbiorczej. Nadajnik działa jako jeden biegun pola elektrycznego, podczas gdy ciało zwierzęcia działa jako drugi biegun. Pole jest takie, że niektóre orientacje, takie jak 90° przesunięcia w fazie z anteną odbiorczą, nie będą napędzać anteny odbiorczej, co spowoduje "zanik". Jest to raczej rzadkie zjawisko. Przyszłe prace nad tą technologią pozwolą na nagrywanie wielu zwierząt w tej samej klatce, co zmniejszy koszty wyżywienia i umożliwi interakcje społeczne. Dalsze prace rozwojowe będą polegały na zwiększeniu liczby kanałów, w tym temperatury i elektromiogramu. Obecna konstrukcja urządzenia zapewnia szerokość pasma zoptymalizowaną pod kątem kodowania klasycznych pasm EEG, co nie nadaje się do nagrywania szybkich tętnień lub oscylacji o wysokiej częstotliwości. W przyszłości urządzenie może zostać zmodyfikowane tak, aby rejestrowało składowe sygnału o wysokiej częstotliwości, ale kosztem żywotności baterii. Różne typy przetworników będą obejmowały ciśnienie krwi i ciśnienie-objętość, a nawet konstrukcję układu elektrod nadajnika do określonych przez użytkownika wymiarów zgodnie ze współrzędnymi stereotaktycznymi pożądanych struktur mózgu.

Najstarszą - i nadal najczęściej używaną - techniką rejestrowania biopotencjałów w mózgu jest elektroencefalogram (EEG). Jest stosowany klinicznie w przypadku nieprawidłowości neurologicznych, w tym wykrywania napadów1, lokalizacji ognisk napadowych2 i diagnozy wstrząsu mózgu3,4. Technika ta jest również szeroko stosowana w celu dostarczenia podstawowych informacji o mechanizmach snu i diagnozowania zaburzeń snu5,6.
Podobnie jak w klinicznej diagnostyce padaczki, EEG stało się niezbędne do badań translacyjnych na modelach zwierzęcych zarówno padaczki genetycznej, jak i nabytej. W obecnych zastosowaniach badawczych nagrania "przewodowe" lub "na uwięzi" są standardem i są rutynowo wykonywane u dorosłych gryzoni przez wiele tygodni7. Jednak szum elektryczny, artefakty ruchu i ryzyko, że zwierzęta na uwięzi zranią się, ciągnąc za, od dawna utrudniają te eksperymenty. W związku z tym, aby poprawić warunki eksperymentalne i wskaźniki sukcesu, musimy opracować nowe technologie, które pozwoliłyby na wyeliminowanie przewodowego interfejsu między zwierzęciem a oprzyrządowaniem. Najbardziej oczywistym obszarem rozwoju jest projektowanie i wdrażanie systemów telemetrycznych, które pozwalają na uzyskanie wysokiej jakości nagrań, przy jednoczesnym zachowaniu długiego okresu użytkowania i zminimalizowaniu dyskomfortu dla zwierząt. Zmniejszenie fizycznych rozmiarów tych urządzeń umożliwi badania translacyjne na noworodkowych i młodocianych gryzoniach z zaburzeniami neurologicznymi.
Zapisy EEG o niskiej liczbie kanałów u szczurów są szeroko stosowane do opracowywania nowych terapii tłumiących napady padaczkowe, które mogą być przenoszone na ludzi. Nagrania z jednego lub więcej miejsc przez dłuższy okres czasu otwierają wiele możliwości wykorzystania modeli epilepsji u gryzoni w badaniach translacyjnych. Wiele współczesnych badań w tej dziedzinie ma na celu zablokowanie występowania przewlekłych napadów padaczkowych lub rozwoju padaczki (tj. epileptogenezy), a takie wysiłki badawcze wymagają szeroko zakrojonego, jeśli nie ciągłego monitorowania EEG w celu określenia skuteczności proponowanej terapii8; mały, prosty system telemetryczny z jednym, dwoma lub czterema kanałami działającymi w zakresie od 0,1 do 100 Hz na kanał będzie silnie promował tego typu badania translacyjne. Napady elektrograficzne często występują przy minimalnych zachowaniach (na pewno bez drgawek), co ogranicza przydatność testów opartych na napadach behawioralnych. Strategia połączenia rejestracji EEG i jednoczesnego monitoringu wizyjnego pozwala na uchwycenie każdego napadu; Co więcej, te podejścia analityczne mogą pozwolić na ilościową ocenę skoków międzynapadowych, które występują w mózgu osoby chorej na padaczkę między zdarzeniami "ICTAL" (lub napadami)9. Co więcej, możliwość uzyskania ciągłych wysokiej jakości zapisów EEG o niskiej zawartości artefaktów, w przypadku których technologia bezprzewodowa jest generalnie lepsza, pozwoli na opracowanie wykorzystania algorytmów komputerowych do badania określonych przebiegów EEG (np. theta, gamma), a także automatycznego wykrywania napadów, znacznie zmniejszając obciążenie eksperymentatora.
Podstawowym przedklinicznym modelem do badania przewlekłej padaczki po urazie mózgu jest dorosły szczur lub mysz, albo poprzez chemokonwulsant (np. kwas kainowy lub pilokarpinę), albo elektrycznie indukowany stan padaczkowy (SE), po którym następuje przewlekła padaczka. W tych warunkach silne drgawki związane z SE lub następujące po nich napady padaczkowe u zwierząt padaczkowych mogą prowadzić do obrażeń spowodowanych rozdarciem lub pociągnięciem uwięzi przez zwierzę i poluzowaniem utrzymujących mocowanie nasadki. Ostatecznie to właśnie ten problem zwykle kończy te eksperymenty, a przecież potrzeba uzyskania długoterminowych zapisów EEG w wysokiej rozdzielczości dla eksperymentów mających na celu opracowanie nowych terapii padaczki przewlekłej jest najważniejsza. Ponadto trzymanie, monitorowanie i analizowanie danych pochodzących od długotrwale implantowanych zwierząt jest znaczną inwestycją zarówno w koszty bezpośrednie, jak i czas badaczy; W związku z tym przedwczesne zakończenie eksperymentu może skutkować znacznymi kosztami dla badaczy. Wraz z postępem tych modeli padaczki, napady zwykle stają się częstsze i bardziej dotkliwe10-12, zwiększając prawdopodobieństwo zranienia zwierząt, podczas gdy ich przydatność do opracowywania nowych terapii staje się największa. Zwierzęta te mogą rutynowo rozwijać dziesiątki napadów konwulsyjnych dziennie, często występujących w skupiskach13.
Prawdopodobnie jednym z najważniejszych osiągnięć w naukach biomedycznych było zastosowanie celowania genów w modelach mysich. Takie podejście umożliwiło i nadal będzie umożliwiać rozwój zwierzęcych modeli padaczki genetycznej, które odtwarzają rzeczywiste ludzkie zespoły14-16. Manipulacje genetyczne mogą być podejmowane jako terapie potwierdzające słuszność zasady w celu stłumienia napadów padaczkowych lub nawet zablokowania rozwoju padaczki po urazie mózgu17-20. Tego typu badania przyniosłyby ogromne korzyści dzięki możliwości wykonywania wysokoprzepustowej ciągłej rejestracji EEG. Obecnie możliwe jest nagrywanie od myszy za pomocą systemów na uwięzi lub telemetrii; Jednak wyzwania związane z uzyskaniem wysokiej jakości, wolnych od artefaktów nagrań są znacznie trudniejsze niż w przypadku szczurów i często wymaga to różnych form plecaków, które myszy nieustannie próbują usunąć. Stres może zwiększyć nasilenie, częstotliwość i/lub czas trwania napadów, a tym samym ostatecznie zmodyfikować padaczkę u zwierząt doświadczalnych, zakłócając w ten sposób badanie. Mały, lekki, niskoprofilowy miniaturowy system telemetryczny ułatwi rejestrację długoterminowego EEG z genetycznych mysich modeli chorób u ludzi.
Oprócz wyżej opisanych problemów, rejestrowanie EEG w modelach chorób u niedojrzałych gryzoni ma swój własny, unikalny zestaw wyzwań. Niedojrzałe zwierzęta mogą ważyć od 6 g (mysz P8) do 17 g (szczur P6). Praktycznie niemożliwe jest wykonanie seryjnych wielodniowych zapisów EEG na uwięzi ze względu na zwiększony stres związany z uwięzią i niemożność umożliwienia naturalnego odchowu młodego przez matkę. Dopóki zwierzęta nie zostaną odsadzone od matki, muszą pozostać pod opieką matki. Zapora jest podatna na zniszczenie każdego zewnętrznego zespołu łączników na szczenięciu, zakończenie szczeniaka, aw niektórych przypadkach zakończenie całego miotu. Co więcej, niedojrzała czaszka gryzonia utrudnia zamontowanie jakiegokolwiek cokołu elektrody do czaszki z zachowaniem integralności mechanicznej. Wyzwania te, unikalne dla niedojrzałych gryzoni, wymagają nowatorskiego rozwiązania do tworzenia solidnych, długoterminowych zapisów elektrograficznych. Tutaj skupiamy się na demonstracji implantacji i rejestracji EEG za pomocą nowatorskiego miniaturowego nadajnika bezprzewodowego i przedstawiamy trzy eksperymenty potwierdzające zasadę jako przykłady zastosowania miniaturowego bezprzewodowego systemu telemetrycznego: 1) model niedotlenienia i niedokrwienia niedojrzałych szczeniąt szczurów, 2) dorosłe myszy leczone DFP w celu wywołania stanu padaczkowego i następujących po nim spontanicznych napadów oraz 3) model genetyczny malformacji naczyń jamistych, które skutkują drgawkami i śmiercią u dorosłych myszy.
Miniaturowy bezprzewodowy system telemetryczny został zaprojektowany tak, aby spełnić cztery główne wymagania: (1) minimalnie inwazyjna implantacja chirurgiczna; 2) zgodność w zakresie trzymania młodych gryzoni z matką i rodzeństwem z miotu; (3) niskie zużycie energii przez urządzenie, co pozwala na wielomiesięczne ciągłe monitorowanie bez ponownej implantacji chirurgicznej; oraz (4) możliwość rejestrowania wysokiej jakości przebiegów EEG przy minimalnych artefaktach ruchu. Bezprzewodowy nadajnik waży <0,6, 2,3 i 4 g i ma <0,3, 0,8 i 1,4cm3 w zależności od baterii o wymiarach 5 x 7, 7 x 9 lub 7 x 12 mm, którą można łatwo zamontować na czaszce zwierzęcia za pomocą żelu cyjanoakrylowego. Do bezpiecznego przymocowania urządzenia do czaszki nie są potrzebne kościane kotwy śrubowe, co zmniejsza liczbę otworów, które należy wywiercić w czaszce, i czas operacji. Urządzenie jest w stanie wzmacniać dwa kanały EEG lub potencjały pola lokalnego z głębokich struktur mózgu, takich jak hipokamp, przez ponad 2 tygodnie, 2 miesiące lub 6 miesięcy w tej konfiguracji. Niewielki rozmiar nadajnika bezprzewodowego zmniejsza ryzyko infekcji, zwiększa mobilność zwierząt, a ostatecznie zmniejsza zachorowalność i śmiertelność, co w przeciwnym razie zwiększa czas, pieniądze i liczbę zwierząt potrzebnych do eksperymentu. Cała elektronika i bateria są pokryte żywicą epoksydową klasy medycznej, która sprawia, że urządzenie jest wodoodporne i wytrzymałe, zapobiegając gryzieniu nadajnika przez zaporę, co w przeciwnym razie mogłoby uniemożliwić działanie urządzenia. W przeciwieństwie do nadajników o częstotliwości radiowej, system telemetryczny wykorzystuje sprzężenie pojemnościowe między nadajnikiem a anteną odbiorczą, która znajduje się poniżej klatki dla zwierząt, umożliwiając użytkownikowi trzymanie zwierząt w standardowej obudowie dla gryzoni. Wiele kanałów zapisu pozwala na rejestrację biopotencjałów multimodalnych, takich jak elektrokardiogram i elektroencefalogram. Zwierzęce modele chorób współistniejących skorzystają na zdolności do rejestrowania biopotencjałów podczas zachowania21-23. Połączenie zachowania z monitorowaniem EEG zapewni naukowcom lepsze narzędzie do badań i badań przedklinicznych.

<table><tbody><tr><td>Sterylne rękawice chirurgiczne</td><td>Ochronne produkty przemysłowe</td><td>100-3201 PF</td><td>Bezpudrowa sterylna lateksowa rękawica chirurgiczna</td></tr><tr><td>Uchwyt skalpela</td><td>FST</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela #15</td><td>FST</td><td>10015-00</td><td></td></tr><tr><td>Drobne nożyczki</td><td>FST</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Narzędzie do zadziorów</td><td>Ram Products, Inc.</td><td>Microtorque II</td><td></td></tr><tr><td>Drobny zadzior</td><td>FST</td><td>19007-07</td><td></td></tr><tr><td>Klips aneuryzmowy</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5422</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze zębate</td><td>FST</td><td>11022-14</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>McKesson</td><td>24-103</td><td></td></tr><tr><td>Sterownik igłowy</td><td>WPI</td><td>521725</td><td>Olsen-Hegar Uchwyt na igłę</td></tr><tr><td>Żel cyjanoakrylowy</td><td>Henkel</td><td>Loctite 4541</td><td></td></tr><tr><td>Akcelerator cyjanoakrylanu</td><td>Henkel</td><td>Loctite 7452</td><td></td></tr><tr><td>Szew</td><td></td><td>Ethicon Vicryl RB-1 J304</td><td></td></tr><tr><td>Elecrocautery jednorazowa</td> taca chirurgiczna <td>Bovie</td><td>AA01</td><td>z cienką końcówką</td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>20311-21</td><td></td></tr><tr><td>Podstawa odbiornika</td><td>Epitel Epitel Inc</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Epitel bezprzewodowy nadajnik</td><td>Epitel Inc</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Biopac digitizer</td><td>Biopac</td><td>MP-150</td><td></td></tr><tr><td>Komputer</td><td></td><td></td><td></td> kompatybilny z komputerem PC</tr></tbody></table>

długotrwałe, ciągłe monitorowanie eeg w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych epoch

Long-term Continuous EEG Monitoring in Small Rodent Models of Human Disease Using the Epoch Wireless Transmitter System

Wiele postępujących chorób neurologicznych u ludzi, takich jak padaczka, wymaga przedklinicznych modeli zwierzęcych, które powoli rozwijają chorobę, aby przetestować interwencje na różnych etapach procesu chorobowego. Te modele zwierzęce są szczególnie trudne do wdrożenia u niedojrzałych gryzoni, które są klasycznym organizmem modelowym do badań laboratoryjnych tych zaburzeń. Rejestrowanie ciągłego EEG w młodych zwierzęcych modelach napadów padaczkowych i innych zaburzeń neurologicznych stanowi wyzwanie techniczne ze względu na mały rozmiar fizyczny młodych gryzoni i ich zależność od matki przed odsadzeniem. W związku z tym istnieje nie tylko wyraźna potrzeba udoskonalenia badań przedklinicznych, które pozwolą lepiej zidentyfikować terapie nadające się do zastosowania w klinice, ale także potrzeba nowych urządzeń zdolnych do ciągłego rejestrowania EEG u niedojrzałych gryzoni. W tym miejscu opisujemy technologię stojącą za nowatorskim miniaturowym systemem telemetrycznym, zaprojektowanym specjalnie do stosowania u niedojrzałych szczurów lub myszy, który jest również skuteczny w przypadku dorosłych zwierząt.

Opracowaliśmy i wdrożyliśmy koncepcję rejestracji EEG z pojedynczego dorosłego gryzonia, przedstawioną schematycznie na Rysunku 1. Aby proces zatwierdzania przez IACUC przebiegł pomyślnie, projekt musiał dobrze integrować się z istniejącymi instytucjonalnymi pomieszczeniami dla zwierząt; dlatego system zaprojektowano tak, aby można go było łatwo zainstalować w standardowym pomieszczeniu dla zwierząt bez konieczności wykorzystania dodatkowej przestrzeni: zwierzę jest umieszczane w zwykłej klatce hodowlanej „wydanej przez jednostkę”, która znajduje się wewnątrz odbiornika z zintegrowaną klatką Faradaya w celu redukcji szumów elektrycznych. Sygnał z każdej podstawy odbiornika jest przesyłany przewodami do cyfryzera podłączonego do komputera (Rysunek 1). Jeden komputer wystarcza do gromadzenia danych z maksymalnie 32 zwierząt rejestrowanych jednocześnie, w zależności od możliwości systemu akwizycji danych użytkownika. Tego typu konfiguracja pobiera mało energii i generuje niewielką ilość ciepła, co jest cechą zgodną z wymogami klimatyzowanych pomieszczeń dla zwierząt. Dane mogą być wyświetlane w czasie rzeczywistym na monitorze, co umożliwia monitorowanie przebiegu eksperymentu, oraz przechowywane długoterminowo na zewnętrznych dyskach twardych (jednostka pamięci 10 TB).
Aby zminimalizować uszkodzenia powodowane przez rodzeństwo oraz kanibalizm młodych przez matkę, przetestowano różne formy nadajników. Ostateczny projekt przyjął formę kopułowatego cylindra; jest to kształt trudny do ugryzienia i uszkodzenia przez szczury. Pojedynczy nadajnik na czaszce dorosłego szczura przedstawiono na Rysunku 2A, natomiast wczesną wersję baz odbiorczych o wysokiej gęstości (dla 32 zwierząt) oraz stanowisk rejestracyjnych, w których umieszczone są standardowe klatki dla gryzoni, przedstawiono na Rysunku 2B. Efektywność energetyczna była niezwykle istotnym zagadnieniem; jako protokół transmisji danych wybrano sprzężenie pojemnościowe. Poniższa konstrukcja pozwala na ciągły zapis EEG przez ponad 6 miesięcy, w zależności od pojemności baterii (Rysunek 2A). Myszy w wieku zaledwie 12 dni po urodzeniu (P12, Rysunek 3A) oraz szczury w wieku P6 (Rysunek 3B) tolerują nadajnik całkiem dobrze. Przytwierdzenie nadajnika do czaszki za pomocą cyjanoakrylanu umożliwia zwierzętom wzrost z nadajnikiem aż do wieku dorosłego (Rysunek 3C), przy jednoczesnym zachowaniu ciągłej akwizycji danych EEG.
Wyjątkowo zminiaturyzowana budowa nadajnika i interfejsu bezprzewodowego sprawia, że nadają się one do pracy z modelami zwierzęcymi w badaniach stanów prenatalnych i perinatalnych. Dane przedstawione na Rysunku 4 ukazują dwukanałowy zapis EEG podostrej aktywności drgawkowej następującej po zawałe niedotleniająco- Niedokrwiennej (HI; podwiązanie tętnicy szyjnej, a następnie 2 h hipoksji w mieszaninie 8% O2 ) u szczura Sprague-Dawley w 7. dniu życia (P7)13. Zabieg HI powoduje rozległą uszkodzenie w półkuli ipsilateralnej względem podwiązanej tętnicy szyjnej. Tutaj zapisy pokazują grupę dwóch napadów uogólnionych w obu półkulach uszkodzonego mózgu. Czarny ślad przedstawia aktywność EEG w półkuli kontralateralnej do miejsca uszkodzenia, a niebieski ślad pokazuje EEG w półkuli ipsilateralnej (t.j. w obszarze uszkodzenia). Choć aktywność drgawkowa występuje w obu półkulach mózgu, w półkuli ipsilateralnej widoczne jest stłumienie tła EEG, co świadczy o postępującym uszkodzeniu mózgu21.
Status epilepticus można wywołać u dorosłych szczurów poprzez wstrzyknięcie zwierzętom związku fosfororganicznego, DFP22,23. Dane przedstawione na Rysunku 5 pokazują powtarzające się wyładowania EEG, które są charakterystyczne dla status epilepticus (patrz rozszerzenia czasowe Rysunek 5A, B). Poniżej przykładowych zapisów przeanalizowano przebieg czasowy status epilepticus w ciągu 12 h przy użyciu nieliniowego modelu efektów mieszanych, który ilościowo określa intensywność napadów w czasie. Ciężkość status epilepticus definiuje moc sygnału EEG w paśmie gamma (20-60 Hz). Przedstawiona powyżej moc została uśredniona dla 12 zwierząt i wykreślona w funkcji czasu przez 12 h wraz z 95% przedziałami ufności. Dane wykazują wyraźny wzrost mocy w paśmie gamma w ciągu pierwszej godziny leczenia DFP, który utrzymuje się przez 12 h ciągłego monitorowania zwierząt. Poniższa metoda analizy umożliwia ilościowy pomiar ciężkości ostrego status epilepticus, zjawiska, które wcześniej analizowano głównie za pomocą miar behawioralnych. Wprowadzamy tę technikę analizy jako przykład, ponieważ wykorzystuje ona obliczanie mocy w klasycznych pasmach EEG i była szeroko stosowana w badaniach przedklinicznych w naszym laboratorium do testowania skuteczności leków przeciwdrgawkowych24-26. Prawdopodobnie najcenniejszym aspektem wykonywania ciągłych, nieprzerwanych zapisów za pomocą bezprzewodowej telemetrii jest możliwość rejestrowania nieprawidłowych zdarzeń spontanicznych, które występują z niską częstotliwością. Tego typu dane demonstrują szeroką użyteczność systemu bezprzewodowego nadajnika.
<img alt="Schemat systemu telemetrii z myszą, sygnałem EEG, anteną i konfiguracją komputerową do analizy." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat systemu rejestracji Epoch. Bezprzewodowy system rejestracji składa się z dwóch komponentów: 1) bezprzewodowego nadajnika montowanego na czaszce, który wzmacnia biosygnał, oraz 2) płyty odbiorczej umieszczonej pod standardową klatką dla gryzoni. Wyjściem z bazy odbiorczej jest sygnał analogowy składający się z zdemodulowanego biosygnału wzmocnionego do maksymalnie 4 V szczyt-szczyt. Sygnał ten może następnie zostać przekazany do systemu akwizycji danych w celu rejestracji.
<img alt="Układ zwierzęcy w laboratorium; gryzoń w klatce, system monitoringu wideo do obserwacji badawczej." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Nadajnik i odbiornik. Ten konkretny nadajnik bezprzewodowy (A) waży 4 g, ma objętość &lt;1,4 cm3 i przy wymiarach 7 x 12 mm jest łatwy do zamontowania na czaszce szczurów i myszy. Nadajnik może wzmacniać 2 kanały biopotencjałów przez okres do 6 miesięcy, po czym bateria ulega wyczerpaniu. Do dłuższego czasu rejestracji można zastosować większe baterie. Zwierzęta umieszcza się w standardowych klatkach dla gryzoni na odbiorniku Epoch (B). Po prawej stronie przedstawiono wczesny przykład dwóch oddzielnych zestawów rejestrujących, z których każdy jest w stanie rejestrować sygnały z 16 zwierząt jednocześnie, co obrazuje stosunkowo niewielką powierzchnię (2’ x 4’, ok. 60 cm x 120 cm) każdego z zestawów.
<img alt="Szczury laboratoryjne z implantami mózgowymi do badań w dziedzinie neuronauki nad zachowaniem i aktywnością neuronalną." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Implantacja bezprzewodowego nadajnika u szczurów i myszy. Nadajnik umożliwia ciągłe rejestrowanie EEG przez okres do 6 miesięcy u myszy już w 12. dniu po urodzeniu (P12, góra). Środkowa fotografia przedstawia szczurzą młodą w wieku P7 z zaimplantowanym miniaturowym nadajnikiem. Nadajnik pozostaje mocno przymocowany do czaszki w miarę wzrostu zwierzęcia. Zwierzę na dole jest w wieku P280 i otrzymało implant pozorny w wieku P7. System umożliwia jednoczesne i ciągłe rejestrowanie EEG z wielu zwierząt od wieku P7 aż do odsadzenia, co redukuje liczbę miotów potrzebnych do przedklinicznych, długoterminowych badań monitorowania EEG.
<img alt="Analiza fal sejsmicznych; porównanie wykresów sygnałów; zmienność amplitudy w czasie; badanie trzęsienia ziemi." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Dwukanałowy zapis napadów indukowanych niedotlenieniem i niedokrwieniem za pomocą systemu telemetrii. Dwukanałowe zapisy nieprawidłowego EEG z wykorzystaniem bezprzewodowej telemetrii u szczurzenia P7 po podwiązaniu tętnicy szyjnej (niedokrwienie) podczas podaży 8% O2 (niedotlenienie). (A) i (B), powiększone widoki przebiegów fal. Aktywność napadowa występuje w obu półkulach (czarna, niebieska), przy znacznym stłumieniu EEG w półkuli z zawałem niedokrwiennym (niebieska).
<img alt="Analiza sygnału EEG z wykresem mocy gamma, pokazującym czas w funkcji mocy względnej w pasmie gamma." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Rejestracja stanu padaczkowego u dorosłych szczurów. Powierzchniowe zapisy EEG (i.e., oponowe) wykonane za pomocą miniaturowego bezprzewodowego systemu telemetrycznego w odpowiedzi na podanie diizopropylfluorofosforanu (DFP) u dorosłego szczura. Zacieniowane okresy na górnym zapisie (A i B) stanowią powiększone widoki przebiegów fal na zapisach poniżej. Dane zarejestrowane za pomocą nadajnika bezprzewodowego mogą być następnie analizowane w dziedzinie częstotliwości, co pozwala na porównania statystyczne w kohorcie zwierząt. (C) Dane przedstawiają średnią i 95% przedziały ufności mocy pasma gamma (20-60 Hz) po wywołaniu stanu padaczkowego przez DFP (N = 12) w ciągu 12 hr po podaniu DFP.
<img alt="Wykres EEG z napadami, nieprawidłowe wyładowania, analiza kształtu fali, badanie neurologiczne." src="/files/ftp_upload/52554/52554fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Rejestracja napadów i zmian w EEG w transgenicznym modelu mysim malformacji jamistych naczyń krwionośnych. Przedstawiono zapis z transgenicznej myszy (A) podczas aktywności napadowej. Początkowo widoczny jest prawidłowy wzorzec EEG (1); bezpośrednio przed napadem następuje okres depresji przednapadowej (2), po którym następuje seria pięciu napadów (3). Po napadach w sygnale obecne są nieprawidłowe wyładowania napadowe (4). Zwierzę kontrolne nie wykazuje napadów ani nieprawidłowych cech w EEG (B).

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Many progressive neurologic diseases in humans, such as epilepsy, require pre-clinical animal models that slowly develop the disease in order to test ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest efektywna implantacja nadczaszkowego transmitera w celu rejestracji wysokiej jakości sygnału EEG u gryzoni, takich jak szczury i myszy. Jest to realizowane poprzez uprzednie odsłonięcie i osuszenie powierzchni czaszki. Drugim krokiem jest wykonanie otworów w czaszce w celu wprowadzenia transmitera, elektrod oraz wszelkich niezbędnych śrub kostnych.Następnie wprowadza się śruby kostne i ustawia elektrody nadajnika. Ostatnim krokiem jest wprowadzenie elektrod i przymocowanie nadajnika do czaszki za pomocą klejów akrylowych. W końcowej fazie wykorzystuje się oprogramowanie do akwizycji wideo i analizy danych w celu monitorowania aktywności EEG w trybie 24 7, aby zarejestrować wszystkie zdarzenia EEG, takie jak napady i wyładowania międzynapadowe.Wizualna prezentacja tej metody jest kluczowa, ponieważ etapy implantacji są trudne do opanowania. Rozmiar czaszki gryzonia sprawia, że procedura chirurgiczna jest złożona, ale możliwa do wyćwiczenia. Głównym celem niniejszej prezentacji jest uproszczenie tej procedury implantacji i zapewnienie jej łatwej reprodukowalności.Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy napotkaliśmy trudności z prowadzeniem długoterminowych rejestracji elektrograficznych u zwierzęcych modeli epilepsji. Podczas napadów konwulsyjnych rejestracje przewodowe są podatne na artefakty elektryczne oraz niepożądane naprężenia na styku elektrody z czaszką. Przewodowe systemy rejestracji mogą ulec awarii, jeśli zwierzę pogryzie kabel lub będzie drapać w miejscu implantu.Ten bezprzewodowy system rozwiązuje wszystkie te problemy, zapewniając jednocześnie do sześciu miesięcy ciągłych, nieprzerwanych zapisów EEG. W ramach przygotowań do zabiegu należy upewnić się, że nadajnik został w pełni wysterylizowany: należy go namoczyć w 70% etanolu, przepłukać w sterylnej soli fizjologicznej, a następnie zanurzyć w sterylnej soli fizjologicznej. Pozostawić go w tym roztworze do momentu użycia.Ostatnim etapem przygotowań jest upewnienie się, że wszystko w miejscu operacji zostało wysterylizowane. Spryskaj i przetrzyj obszar wokół oraz sprzęt 70%ethanol. Po podaniu zwierzęciu znieczulenia, przed rozpoczęciem operacji, należy potwierdzić brak reakcji na uciśnięcie palca, podczas gdy zwierzę pozostaje pod wpływem znieczulenia.Powtarzaj tę czynność co 15 minut. Znieczulone zwierzę należy najpierw unieruchomić w aparacie stereotaktycznym. Użyj prętów usznych, ale nie dokręcaj ich zbyt mocno, ponieważ skóra młodych szczeniąt jest bardzo delikatna.Po unieruchomieniu zwierzęcia załóż maskę nosową do podania 3% izofluranu. Aby zapewnić zwierzęciu ciepło, umieść pod nim mata grzewczą ustawioną na 37 °C. W przypadku zwierząt dorosłych należy również nawilżyć oczy.Następnie wysterylizuj miejsce nacięcia. Najpierw oczyść skórę głowy 70% etanolem, a następnie Betadyną, pocierając skórę kolistymi ruchami. Następnie załóż na zwierzę pole operacyjne. Rozpocznij od bardzo ostrożnego wykonania nacięcia skóry głowy, nieco za uszami, wzdłuż linii środkowej.Przedłuż nacięcie o około dwa centymetry. Młode szczenięta mają bardzo miękką czaszkę. Ponadto wykonaj to nacięcie jednym cięciem, aby szybciej się zagoiło.W ten sposób odsłonić czaszkę. Następnie, używając klipsów do tętniaków, uchwycić czaszkę, a następnie odsłonić i osuszyć obszar, w którym zostanie zamontowany nadajnik. Należy pamiętać, że u młodych szczeniąt kości czaszki nie są jeszcze zrośnięte.Następnie osusz czaszkę w miejscu, w którym zostanie przymocowany nadajnik. Aby zapewnić silne wiązanie adhezyjne, użyj elektrokoagulatora w celu zahamowania krwawienia z powierzchni czaszki. Teraz, korzystając z punktów anatomicznych i atlasu mózgu, wyznacz miejsce na czaszce, w którym zostanie wykonany otwór trepanacyjny do rejestracji. Następnie za pomocą narzędzia Dremel i wiertła wykonaj w miejscu rejestracji dwa otwory o średnicy nieprzekraczającej 300 micronów.Następnie, nad móżdżkiem i za punktem Lambda, wykonaj otwór trepanacyjny. W przypadku elektrody referencyjnej sprawdź, czy przewody nadajnika są wyrównane z otworami trepanacyjnymi. Jeśli nie, sprawdź dopasowanie nadajnika i delikatnie zegnij elektrody za pomocą pęsety precyzyjnej, aby zrównały się z otworami.Następnie przytnij je chirurgicznymi nożyczkami do pożądanej długości. Powinny one wystawać ponad oponę twardą w przypadku rejestracji EEG lub penetrować w dół do określonych struktur mózgu. Teraz, bez powlekania elektrod, nałóż na nadajnik odpowiednią ilość cyjanoakrylanu, aby całkowicie go pokryć.Należy jedynie uważać, aby nie doprowadzić do dostania się kleju na elektrody. Jeśli przekaźnik ma służyć do rejestracji powierzchniowej, należy opuścić go do otworów i przytrzymać w miejscu przez około minutę, wywierając lekki nacisk. Jeśli rejestracja ma być prowadzona z głębokich struktur mózgu, należy zamocować przekaźnik w uchwycie do kaniuli i umieścić go na ramieniu stereotaktycznym.Kluczowe jest umieszczenie elektrod nadajnika w otworach wiertniczych bez zanieczyszczenia klejem. Zanieczyszczenie spowoduje degradację sygnału. Następnie należy dodać więcej żelu cyjanoakrylanowego, aby wzmocnić mocowanie nadajnika.Nanieś klej kolistymi ruchami, pokrywając ścianki nadajnika. Upewnij się, że antena nie została zakryta. Następnie, za pomocą strzykawki, nanieś 100 µL akceleratora chemicznego wokół podstawy nadajnika.Należy zapobiec jego kontaktowi z otaczającymi tkankami. Aby usunąć akcelerant, należy dokładnie przemyć obszar 0,5 ml sterylnej soli fizjologicznej. Następnie należy zaszyć skórę wokół nadajnika, nie zakrywając go.Górna część nadajnika powinna znajdować się na zewnątrz. W celu zapewnienia dobrej transmisji sygnału należy zastosować szew z nici Vicryl lub jedwabnej. W przypadku pracy z delikatnymi młodymi szczurami skóra wokół nadajnika i otaczającego go kleju powinna być odpowiednio ściśle ściągnięta.Następnie przenieś zwierzę z ramy na ciepły koc. Szczegółowe informacje dotyczące rekonwalescencji i opieki pooperacyjnej znajdują się w protokole tekstowym. Przenieś pojedyncze zwierzę z implantem do komory rejestracyjnej. Jednocześnie można monitorować tylko jedno zwierzę z implantem, ale mogą z nim przebywać inne zwierzęta bez implantów.Aby przygotować rejestrator, podłącz zasilacz do bazy odbiornika. Następnie podłącz bazę do systemu akwizycji danych za pomocą złączy BNC. Teraz umieść klatkę na bazie odbiornika sygnału.Lampka sygnałowa powinna się zapalić. Dane mogą być teraz rejestrowane. Najpierw podłącz bazę odbiornika do przetwornika analogowo-cyfrowego, a następnie podłącz przetwornik do komputera.W ustawieniach oprogramowania ustaw częstotliwość próbkowania rejestracji na 500 na sekundę. Nadajnik przesyła sygnały EEG o częstotliwości od 0,1 do 100 hertz z nachyleniem zbocza wynoszącym osiem decybeli na VE po obu stronach. Kluczowe jest ustawienie odpowiedniej częstotliwości próbkowania, która przekracza częstotliwość Nyquista. Zalecamy 500 próbek na sekundę. Podczas rejestracji danych z organizmów zwierzęcych należy obserwować oznaki stresu i odwodnienia.Szczenięta nie powinny przebywać w komorze przez więcej niż dwie godziny. Nadajnik został zaprojektowany z minimalną, mało inwazyjną formą, a długi czas pracy baterii pozwala na ciągłe rejestrowanie danych przez sześć miesięcy, w zależności od pojemności akumulatora. Myszy w wieku P 12 i starsze bardzo dobrze tolerowały nadajnik, podobnie jak szczury już od wieku P 6.Mocowanie cyjanoakrylanem do czaszki nie utrudniało rozwoju, co pozwoliło na ciągłe gromadzenie danych podczas dojrzewania zwierzęcia do wieku dorosłego. Po opanowaniu tej techniki można ją przeprowadzić w zaledwie kilka minut, jeśli jest ona wykonywana prawidłowo. Należy pamiętać, że po wykonaniu tej procedury ważne jest, aby elektrody pozostały wolne od zanieczyszczeń klejem. W celu udzielenia odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak przebieg czasowy i nasilenie stanu padaczkowego, można zastosować inne metody, np. ilościową analizę detekcji napadów.Technika ta utoruje drogę badaczom epilepsji do studiowania napadów noworodkowych oraz gryzoni będących modelami udaru okołoporodowego.

long-term-continuous-eeg-monitoring-small-rodent-models-human-disease

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Długotrwałe ciągłe monitorowanie EEG u małych gryzoni będących modelami ludzkich chorób z wykorzystaniem bezprzewodowego systemu transmisyjnego Epoch

Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.

Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Film demonstruje długoterminowe, ciągłe monitorowanie elektroencefalografii (EEG) u młodych gryzoni za pomocą bezprzewodowego systemu nadajników. Nadajnik zawiera dwie elektrody rejestrujące i jedną elektrodę odniesienia sięgającą do powierzchni mózgu. Po umieszczeniu szczeniaka w komorze rejestracyjnej, EEG może być stale monitorowane przez cały okres rozwoju szczeniaka do dorosłości.

Długotrwały ciągły monitoring elektroencefalograficzny u młodego gryzonia

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Ten manuskrypt opisuje metodę wywoływania stanu padaczkowego poprzez ogólnoustrojowe wstrzykiwanie pilokarpiny oraz monitorowania spontanicznych nawracających napadów u żywych zwierząt za pomocą bezprzewodowego systemu telemetrii wideo i elektroencefalogramu. Protokół ten może być wykorzystany do badania patofizjologicznych mechanizmów przewlekłej padaczki, epileptogenezy i ostrych napadów.

Pilokarpinowy model padaczki skroniowej i monitorowanie EEG z wykorzystaniem systemu radiotelemetrycznego u myszy

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Tutaj prezentujemy protokół do wywołania ciężkiego TBI za pomocą modelu bocznego uszkodzenia płynem płynowym (FPI) u dorosłych, samców szczurów rasy Wistar. Demonstrujemy również zastosowanie bezprzewodowego systemu telemetrycznego do zbierania ciągłych zapisów wideo-EEG i monitorowania wyładowań padaczkowych zgodnych z epileptogenezą pourazową.

Wykorzystanie bezprzewodowego systemu wideo-EEG do monitorowania wyładowań padaczkowych po bocznym urazowym uszkodzeniu mózgu wywołanym płynem

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dla półautomatycznego podejścia do analizy mysich danych z długoterminowej elektrokardiografii (EKG) dla podstawowych parametrów EKG i częstych zaburzeń rytmu serca. Dane są uzyskiwane przez wszczepialne nadajniki telemetryczne u żywych i przytomnych myszy i analizowane za pomocą Ponemah i jego modułów analitycznych.

Analiza długoterminowych zapisów elektrokardiograficznych w celu wykrycia arytmii u myszy

Przedstawiono protokół instalacji i przygotowania elektrod domięśniowych, wraz z montowanym na zwierzętach, zminiaturyzowanym urządzeniem pomiarowym do analizy elektromiografii (EMG) w badaniach lokomocji. System ten umożliwia bezprzewodową transmisję danych EMG w czasie rzeczywistym w celu zbadania regeneracji lokomocji u szczurów po udarze.

Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Badanie przedstawia protokół projektowania, produkcji i umieszczania nowatorskiego systemu ciągłego zapisu EEG/EKG u królików. Ten przewodowy system pozwala na ciągłe zapisy EEG/EKG z dziewięciu różnych elektrod na głowie i klatce piersiowej, co ułatwia kompleksową ocenę aktywności elektrycznej w mózgu i sercu.

Zabieg chirurgicznego wszczepienia implantu i konfiguracja okablowania do ciągłego, długoterminowego monitorowania EEG/EKG u królików

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Poznaj metodę implantacji bezprzewodowego nadajnika EEG w czaszce małych gryzoni, umożliwiającą ciągłe nagrywanie aktywności mózgu przez sześć miesięcy. Technika ta eliminuje artefakty przewodowe i pozwala na naturalne zachowania zwierząt podczas badań nad epilepsją.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch (Wideo) | JoVE Journal

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Przeglądaj więcej filmów