Name: Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Poznaj syntezę mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) o anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania hydrofilowego oraz organofilowego. Ta metoda umożliwia kontrolowaną produkcję cząstek do systemów dostarczania leków.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez rząd Korei (MSIP (nr 2014R1A2A1A01006527 i 2011-0030075).

1. Wykonanie formy matrycy dla mikrofluidycznego urządzenia do ogniskowania hydrodynamicznego (HFMD) za pomocą fotolitografii
<ol>
	<li>Zaprojektuj fotomaskę dla HFMD (Rycina 1a) przy użyciu oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD) zgodnie z protokołem producenta.</li>
	<li>Opłucz 4-calowy wafle krzemowy acetonem, alkoholem izopropylowym (IPA) i wodą dejonizowaną (DI), aby usunąć z wafla pył organiczny i nieorganiczny.</li>
	<li>Oczyść wafle krzemowy plazmą O2 przy mocy 100 W przez 5 min, aby zwiększyć siłę wiązania między waflem a SU-8.</li>
	<li>Nanieś metodą spin-coatingu 4 ml negatywowego fotorezystu, SU-8 2150, na wafle przy 3 000 rpm przez 30 s, aby uzyskać grubość 150 μm (b1 na Rycynie 1b).</li>
	<li>Umieść wafle pokryty SU-8 na płycie grzewczej na 5 min w temperaturze 65 °C, ustaw temperaturę na 95 °C, a następnie pozostaw wafle na płycie grzewczej przez 30 min w celu wstępnego wypalenia (soft bake).</li>
	<li>Umieść zaprojektowaną fotomaskę nad waflem i naświetl światłem UV (260 mJ cm-2, 26 s dla 10 mW cm-2) w urządzeniu do wyrównywania masek (b2 na Rycynie 1b).</li>
	<li>Przeprowadź wypalanie po naświetlaniu na płycie grzewczej (65 °C przez 5 min, a następnie 95 °C przez 12 min).</li>
	<li>Wywołaj wafle poprzez zanurzenie w kąpieli z wywoływaczem SU-8 na 10 min, a następnie przenieś go do świeżego wywoływacza na 5 s, aby uzyskać czystą powierzchnię.</li>
	<li>Opłucz wafle przez 20 s wodą DI i osusz go przez 10 s gazem N2 (b3 na Rycynie 1b). Wykonany wafle wykorzystaj jako formę matkę do odlewania polidimetylosiloksanu (PDMS) w Sekcji 2.</li>
</ol>
2. Wytwarzanie HFMD metodą odlewania z PDMS
<ol>
	<li>Użyć wzorowanego wafla uzyskanego w sekcji 1 jako formy matki do odlewania PDMS.</li>
	<li>Homogenicznie zmieszać prepolimer PDMS z utwardzaczem w stosunku masowym 10:1; na przykład użyć 1 g utwardzacza na 10 g prepolimeru PDMS.</li>
	<li>Wlać prepolimer PDMS do formy matki i odgazować go przez 1 hr w komorze próżniowej (b4 na Rysunku 1b).</li>
	<li>Umieścić formę matkę z prepolimerem PDMS w piecu w temperaturze 65 °C na 3 hr.</li>
	<li>Wyciąć utwardzony PDMS do rozmiaru pojedynczego chipa za pomocą ostrego skalpela. Ostrożnie odkleić ręcznie utwardzoną replikę PDMS od formy matki.</li>
	<li>Powtórzyć kroki od 2.2 do 2.5, aby uzyskać identyczną replikę PDMS.</li>
	<li>Wykonać otwory wlotowe i wylotowe w jednej z replik za pomocą dziurkacza o średnicy nieco mniejszej niż średnica zewnętrzna rurek łączących.</li>
	<li>Poddać obszar wiązania każdej repliki obróbce plazmą powietrzną za pomocą urządzenia do wyładowań koronowych.34 
	Ostrzeżenie: Urządzenia do wyładowań koronowych należy używać w miejscu z dobrą wentylacją, aby uniknąć gromadzenia się ozonu.</li>
	<li>Nanieść 5 μl metanolu na obszary poddane obróbce plazmą powietrzną. Precyzyjnie dopasować dwie identyczne repliki PDMS, aby ręcznie wykonać HFMD, a następnie sprawdzić wyrównanie pod mikroskopem (b5 na Rysunku 1b). 
	Uwaga: Repliki PDMS po obróbce plazmą powietrzną są dość lepkie i trudne w manipulacji. Dlatego do powierzchni poddanej obróbce plazmą powietrzną dodaje się 5 μl metanolu, który pełni funkcję lubrykantu.</li>
	<li>Umieścić HFMD w piecu ustawionym na 65 °C na całą noc, aby wzmocnić wiązanie między dwiema replikami PDMS (b6 na Rysunku 1b). Połączyć dwie identyczne repliki PDMS, aby zwiększyć wysokość mikrokanału HFMD i uniknąć zapychania się mikrokropel w kanale mikroprzepływowym podczas pracy.</li>
</ol>
<img alt="Schemat wytwarzania mikrokanałów metodą fotolitografii, tworzenie formy z PDMS, naświetlanie UV, wafelek krzemowy." src="/files/ftp_upload/52813/52813fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Przegląd procedury wytwarzania HFMD. (a) Parametry projektowe fotomaski dla HFMD. (b) Ilustracja procedury wytwarzania HFMD. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52813/52813fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
3. Przygotowanie faz bogatej w NIPAAm (N-rich) i ubogiej w NIPAAm (N-poor) poprzez rozdział faz przesyconego NIPAAm
<ol>
	<li>Rozpuścić monomer NIPAAm w wodzie DI w stosunku masowym 1:1, używając mieszadła wortex; na przykład rozpuścić 10 g NIPAAm w 10 ml wody DI (pierwszy obrazek na Rysunku 2a). 
	Uwaga: Po całkowitym rozpuszczeniu monomeru NIPAAm w temperaturze pokojowej roztwór staje się mętny (drugi obrazek na Rysunku 2a). Zjawisko to jest pierwszą oznaką, że rozdzielenie faz indukowane rozpuszczalnością przesyconego monomeru NIPAAm przebiegło pomyślnie.</li>
	<li>Pozostawić roztwór monomeru w pozycji pionowej w temperaturze pokojowej na co najmniej 15 min. Faza górna to faza bogata w N, a gęstsza faza dolna to faza uboga w N (trzeci obrazek na Rysunku 2a). Gęstości fazy bogatej w N i ubogiej w N wynoszą odpowiednio 0.93 ± 0.01 oraz 0.99 ± 0.01 g cm-3.15</li>
	<li>Gdy granica rozdzielająca obie fazy stanie się wyraźna, ostrożnie pobrać za pomocą pipety 2 ml roztworu monomeru z fazy bogatej w N oraz z fazy ubogiej w N, nie zakłócając tej granicy.</li>
	<li>Do pobranych roztworów monomeru bogatego w N i ubogiego w N dodać 4 mg N,N'-metylenobisakryloamidu (MBAAm) jako sieciujący oraz 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu jako fotoinicjatora, aby przygotować ciecze rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o niskim stężeniu sieciującego (2 mg ml-1) (b1 i b2 na Rysunku 2b).</li>
	<li>Powtórzyć poprzedni krok 3.3 i dodać 80 mg MBAAm oraz 4 mg 4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)ketonu do każdego z pobranych roztworów monomeru bogatego w N i ubogiego w N, aby przygotować ciecze rdzeniowe 1 i 2 dla próbki o wysokim stężeniu sieciującego (40 mg ml-1) (b3 i b4 na Rysunku 2b).</li>
	<li>Rozpuścić 10% wag. surfaktantu olejowego w oleju mineralnym, aby przygotować ciecz osłonową (b5 na Rysunku 2b).</li>
</ol>
<img alt="Diagram fazowego rozdzielania NIPAAm w systemie mikrofluidycznym; zmienność stężenia sieciowania." src="/files/ftp_upload/52813/52813fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Przygotowanie materiałów do syntezy mikrohydrożeli Janus.** (a) Przygotowanie roztworów monomerów bogatych w azot (N-rich) i ubogich w azot (N-poor) poprzez rozdzielenie fazowe nasyconego NIPAAm. (b) Szczegóły dotyczące materiałów i układu eksperymentalnego wykorzystanego w protokole. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52813/52813fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
4. Synteza mikrohydrożeli Janus przy użyciu HFMD
<ol>
	<li>Napełnij trzy oddzielne strzykawki o pojemności 3 ml odpowiednio 2 ml płynów rdzeniowych 1 i 2 (b1, b2 lub b3, b4 na Ryc. 2b) oraz płynem osłonowym (b5 na Ryc. 2b).</li>
	<li>Zamontuj strzykawki w pompach strzykawkowych i połącz każdą strzykawkę z odpowiednim wlotem płynu w HFMD za pomocą przewodów (Ryc. (b). Użyj przewodów, aby połączyć wylot płynu z HFMD ze zbiornikiem odbiorczym.</li>
	<li>Ustaw pompy strzykawkowe i podawaj płyny rdzeniowe 1 i 2 oraz płyn osłonowy z prędkościami przepływu odpowiednio 2, 2 i 10 μl min-1.</li>
	<li>(Opcjonalnie) Dostrój prędkość przepływu płynów rdzeniowych 1 i 2, aby dostosować względne stosunki objętości każdej strony mikrokropli Janus.</li>
	<li>Ustaw źródło światła UV prostopadle w odległości około 1 cm od zbiornika odbiorczego. Włącz źródło światła UV i wizualnie monitoruj ciągłą produkcję mikrohydrożeli Janus. 
	Uwaga: Podczas monitorowania produkcji mikrohydrożeli należy używać okularów ochronnych przed promieniowaniem UV.</li>
	<li>Zbierz wytworzone mikrohydrożele Janus do probówki stożkowej i przemyj je IPA. Następnie odwiruj probówkę stożkową (780 g przez 5 min), aby osadzić mikrohydrożele.</li>
	<li>Powtórz krok 4.6 kilka razy, aby całkowicie usunąć olej mineralny otaczający mikrohydrożele Janus.</li>
	<li>Powtórz krok 4.6, ale zamiast IPA użyj wody DI z surfaktantem wodnym o stężeniu 0,005% (v/v), aby usunąć pozostałości IPA wokół mikrohydrożeli Janus.</li>
	<li>Przechowuj całkowicie wypłukane mikrohydrożele Janus w fiolce o pojemności 10 ml zawierającej wodę DI.</li>
</ol>
5. Analiza anizotropowej termoodpowiedzi mikrohydrożeli Janus
<ol>
	<li>Za pomocą pipety przenieś mikrogele Janus zsyntetyzowane w sekcji 4 do płytki 24-dołkowej. Odczekaj 15 sec, aż mikrogele opadną i utworzą monowarstwę na dnie dołka.</li>
	<li>Wykonaj obraz mikrogelu Janus w temperaturze 24 °C, korzystając z pionowego mikroskopu optycznego z obiektywem 5X.</li>
	<li>Umieść moduł termoelektryczny pod płytką z dołkami i reguluj napięcie tego modułu, aby zwiększyć temperaturę roztworu zawierającego mikrogele Janus do 32 °C.</li>
	<li>Ponownie wykonaj obraz mikrogelu Janus w temperaturze 32 °C, korzystając z pionowego mikroskopu optycznego z obiektywem 5X.</li>
	<li>Powtórz kroki 5.2-5.4 24 razy, pamiętając o wyborze innego mikrogelu Janus do analizy statystycznej.</li>
	<li>Na podstawie 25 obrazów różnych mikrogeli Janus w temperaturach 24 i 32 °C, zmierz promień części bogatej w PN oraz części ubogiej w PN mikrogeli Janus, używając oprogramowania do analizy obrazu zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
</ol>

<ol><li>Hoffman, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogels+for+biomedical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Drug+Delivery+Rev%22%5BJournal%5D)">Hydrogels for biomedical applications.</a> Adv. Drug Delivery Rev. 54 (1), 3-12 (2002).</li>
<li>Qiu, Y., Park, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environment-sensitive+hydrogels+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Drug+Delivery+Rev%22%5BJournal%5D)">Environment-sensitive hydrogels for drug delivery.</a> Adv. Drug Delivery Rev. 53 (3), 321-339 (2001).</li>
<li>Hirokawa, Y., Tanaka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume+phase+transition+in+a+nonionic+gel%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Volume phase transition in a nonionic gel.</a> J. Chem. Phys. 81 (12), 6379-6380 (1984).</li>
<li>Bae, Y. H., Okano, T., Hsu, R., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermo-sensitive+polymers+as+on-off+switches+for+drug+release%5BTitle%5D)+AND+%22Macromol.+Rapid+Commun%22%5BJournal%5D)">Thermo-sensitive polymers as on-off switches for drug release.</a> Macromol. Rapid Commun. 8 (10), 481-485 (1987).</li>
<li>Yoshida, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comb-type+grafted+hydrogels+with+rapid+deswelling+response+to+temperature+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Comb-type grafted hydrogels with rapid deswelling response to temperature changes.</a> Nature. 374 (6519), 240-242 (1995).</li>
<li>Tanaka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collapse+of+gels+and+the+critical+endpoint%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Collapse of gels and the critical endpoint.</a> Phys. Rev. Lett. 40 (12), 820-823 (1978).</li>
<li>Tanaka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+transitions+in+ionic+gels%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Phase transitions in ionic gels.</a> Phys. Rev. Lett. 45 (20), 1636-1639 (1980).</li>
<li>Zhao, Y. L., Stoddart, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Azobenzene-based+light-responsive+hydrogel+system%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Azobenzene-based light-responsive hydrogel system.</a> Langmuir. 25 (15), 8442-8446 (2009).</li>
<li>Alvarez-Lorenzo, C., Bromberg, L., Concheiro, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-sensitive+intelligent+drug+delivery+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Photochem.+Photobiol%22%5BJournal%5D)">Light-sensitive intelligent drug delivery systems.</a> Photochem. Photobiol. 85 (4), 848-860 (2009).</li>
<li>Tanaka, T., Nishio, I., Sun, S. T., Ueno-Nishio, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collapse+of+gels+in+an+electric+field%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Collapse of gels in an electric field.</a> Science. 218 (4571), 467-469 (1982).</li>
<li>Kwon, I. C., Bae, Y. H., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrically+credible+polymer+gel+for+controlled+release+of+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Electrically credible polymer gel for controlled release of drugs.</a> Nature. 354 (6351), 291-293 (1991).</li>
<li>Obaidat, A. A., Park, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+protein+release+through+glucose-sensitive+hydrogel+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Characterization of protein release through glucose-sensitive hydrogel membranes.</a> Biomaterials. 18 (11), 801-806 (1997).</li>
<li>Kataoka, K., Miyazaki, H., Bunya, M., Okano, T., Sakurai, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Totally+synthetic+polymer+gels+responding+to+external+glucose+concentration%3A+their+preparation+and+application+to+on-off+regulation+of+insulin+release%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Totally synthetic polymer gels responding to external glucose concentration: their preparation and application to on-off regulation of insulin release.</a> J. Am. Chem. Soc. 120 (48), 12694-12695 (1998).</li>
<li>Heskins, M., Guillet, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solution+properties+of+poly%28N-isopropylacrylamide%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Macromol.+Sci.+Part+A+Pure+Appl.+Chem%22%5BJournal%5D)">Solution properties of poly(N-isopropylacrylamide).</a> J. Macromol. Sci. Part A Pure Appl. Chem. 2 (8), 1441-1455 (1968).</li>
<li>Sasaki, S., Okabe, S., Miyahara, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermodynamic+properties+of+N-isopropylacrylamide+in+water%3A+solubility+transition%2C+phase+separation+of+supersaturated+solution%2C+and+glass+formation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+B%22%5BJournal%5D)">Thermodynamic properties of N-isopropylacrylamide in water: solubility transition, phase separation of supersaturated solution, and glass formation.</a> J. Phys. Chem. B. 114 (46), 14995-15002 (2010).</li>
<li>Bromberg, L., Alakhov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+polyether-modified+poly%28acrylic+acid%29+microgels+on+doxorubicin+transport+in+human+intestinal+epithelial+Caco-2+cell+layers%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Effects of polyether-modified poly(acrylic acid) microgels on doxorubicin transport in human intestinal epithelial Caco-2 cell layers.</a> J. Controlled Release. 88 (1), 11-22 (2003).</li>
<li>Coughlan, D. C., Quilty, F. P., Corrigan, O. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+drug+physicochemical+properties+on+swelling%2Fdeswelling+kinetics+and+pulsatile+drug+release+from+thermoresponsive+poly%28N-isopropylacrylamide%29+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Controll.+Release%22%5BJournal%5D)">Effect of drug physicochemical properties on swelling/deswelling kinetics and pulsatile drug release from thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels.</a> J. Controll. Release. 98 (1), 97-114 (2004).</li>
<li>Bergbreiter, D. E., Case, B. L., Liu, Y. S., Caraway, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly%28N-isopropylacrylamide%29+soluble+polymer+supports+in+catalysis+and+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Poly(N-isopropylacrylamide) soluble polymer supports in catalysis and synthesis.</a> Macromolecules. 31 (18), 6053-6062 (1998).</li>
<li>Lapeyre, V., Gosse, I., Chevreux, S., Ravaine, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monodispersed+glucose-responsive+microgels+operating+at+physiological+salinity%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Monodispersed glucose-responsive microgels operating at physiological salinity.</a> Biomacromolecules. 7 (12), 3356-3363 (2006).</li>
<li>Hoare, T., Pelton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+glucose+swelling+responses+in+poly%28N-isopropylacrylamide%29-based+microgels%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Engineering glucose swelling responses in poly(N-isopropylacrylamide)-based microgels.</a> Macromolecules. 40 (3), 670-678 (2007).</li>
<li>Xu, S., Zhang, J., Paquet, C., Lin, Y., Kumacheva, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+hybrid+microgels+to+photonic+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Funct.+Mater%22%5BJournal%5D)">From hybrid microgels to photonic crystals.</a> Adv. Funct. Mater. 13 (6), 468-472 (2003).</li>
<li>Clarke, J., Vincent, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stability+of+non-aqueous+microgel+dispersions+in+the+presence+of+free+polymer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Soc.%2C+Faraday+Trans.+1%22%5BJournal%5D)">Stability of non-aqueous microgel dispersions in the presence of free polymer.</a> J. Chem. Soc., Faraday Trans. 1. 77 (8), 1831-1843 (1981).</li>
<li>Mears, S. J., Deng, Y., Cosgrove, T., Pelton, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+of+sodium+dodecyl+sulfate+bound+to+a+poly+%28NIPAM%29+microgel+particle%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Structure of sodium dodecyl sulfate bound to a poly (NIPAM) microgel particle.</a> Langmuir. 13 (7), 1901-1906 (1997).</li>
<li>Shah, R. K., Kim, J. W., Agresti, J. J., Weitz, D. A., Chu, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+monodisperse+thermosensitive+microgels+and+gel+capsules+in+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Fabrication of monodisperse thermosensitive microgels and gel capsules in microfluidic devices.</a> Soft Matter. 4 (12), 2303-2309 (2008).</li>
<li>Jack, C. R., Forbes, G., Dewanjee, M. K., Brown, M. L., Earnest, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyvinyl+alcohol+sponge+for+embolotherapy%3A+particle+size+and+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Polyvinyl alcohol sponge for embolotherapy: particle size and morphology.</a> Am. J. Neuroradiol. 6 (4), 595-597 (1985).</li>
<li>Derdeyn, C. P., Moran, C. J., Cross, D. T., Dietrich, H. H., Dacey, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyvinyl+alcohol+particle+size+and+suspension+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Polyvinyl alcohol particle size and suspension characteristics.</a> Am. J. Neuroradiol. 16 (6), 1335-1343 (1995).</li>
<li>Han, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+flow+rates+on+generation+of+monodisperse+clay-poly%28N-isopropylacrylamide%29+embolic+microspheres+using+hydrodynamic+focusing+microfluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn.+J.+Appl.+Phys%22%5BJournal%5D)">Effect of flow rates on generation of monodisperse clay-poly(N-isopropylacrylamide) embolic microspheres using hydrodynamic focusing microfluidic device.</a> Jpn. J. Appl. Phys. 50 (6), 06-12 (2011).</li>
<li>Seo, K. D., Doh, J., Kim, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One-step+microfluidic+synthesis+of+Janus+microhydrogels+with+anisotropic+thermo-responsive+behavior+and+organophilic%2Fhydrophilic+loading+capability%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">One-step microfluidic synthesis of Janus microhydrogels with anisotropic thermo-responsive behavior and organophilic/hydrophilic loading capability.</a> Langmuir. 29 (49), 15137-15141 (2013).</li>
<li>Seo, K. D., Kim, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+synthesis+of+thermo-responsive+poly%28N-isopropylacrylamide%29-poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+microhydrogels+as+chemo-embolic+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Micromech.+Microeng%22%5BJournal%5D)">Microfluidic synthesis of thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide)-poly(ethylene glycol) diacrylate microhydrogels as chemo-embolic microspheres.</a> J. Micromech. Microeng. 24 (8), 085001(2014).</li>
<li>Seo, K. D., Kwak, B. K., Kim, D. S., Sánchez, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-assisted+fabrication+of+flexible+and+location+traceable+organo-motor%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Nanobiosci%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-assisted fabrication of flexible and location traceable organo-motor.</a> IEEE Trans. Nanobiosci. 14 (3), 298-304 (2015).</li>
<li>Seo, K. D., Kim, D. S., Sánchez, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+and+application+of+complex-shaped+microparticles+via+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Fabrication and application of complex-shaped microparticles via microfluidics.</a> Lab Chip. , (2015).</li>
<li>Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Janus+supraparticles+by+induced+phase+separation+of+nanoparticles+in+droplets%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Janus supraparticles by induced phase separation of nanoparticles in droplets.</a> Adv. Mater. 21 (19), 1949-1953 (2009).</li>
<li>Lone, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+synthesis+of+Janus+particles+by+UV-directed+phase+separation%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Commun%22%5BJournal%5D)">Microfluidic synthesis of Janus particles by UV-directed phase separation.</a> Chem. Commun. 47 (9), 2634-2636 (2011).</li>
<li>Hauber, K., Drier, T., Beebe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PDMS+bonding+by+means+of+a+portable%2C+low-cost+corona+system%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+chip%22%5BJournal%5D)">PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system.</a> Lab chip. 6 (12), 1548-1549 (2006).</li>
<li>Nisisako, T., Torii, T., Takahashi, T., Takizawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+monodisperse+bicolored+Janus+particles+with+electrical+anisotropy+using+a+microfluidic+co-flow+system%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Synthesis of monodisperse bicolored Janus particles with electrical anisotropy using a microfluidic co-flow system.</a> Adv. Mater. 18 (9), 1152-1156 (2006).</li>
<li>Seiffert, S., Romanowsky, M. B., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Janus+microgels+produced+from+functional+precursor+polymers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Janus microgels produced from functional precursor polymers.</a> Langmuir. 26 (18), 14842-14847 (2010).</li>
<li>Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogels+in+biology+and+medicine%3A+from+molecular+principles+to+bionanotechnology%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Mater%22%5BJournal%5D)">Hydrogels in biology and medicine: from molecular principles to bionanotechnology.</a> Adv. Mater. 18 (11), 1345-1360 (2006).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Do syntezy mikrohydrożeli Janusa stosuje się na ogół dwa niemieszające się ze sobą materiały bazowe. Do niedawna rzadko zgłaszano mikrohydrożele Janus składające się z tego samego materiału bazowego, a opisywane mikrohydrożele Janus nie miały wyraźnej morfologii wewnętrznej ze względu na zakłócenia spowodowane mieszalnością materiałów składowych. 35, 36 W tym protokole demonstrujemy metodę syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się w całości z pojedynczego materiału bazowego, PNIPAAm, o wyraźnie podzielone...

Hydrożele to sieć hydrofilowych łańcuchów polimerowych. 1 Rosnąca liczba badań w dziedzinie hydrożeli przyczyniła się do znacznego postępu i ujawniła ich podobieństwo do tkanek biologicznych; Właściwości hydrożeli pozwalają na pobieranie dużych ilości wody przy zachowaniu ich struktury. Hydrożele reagujące na środowisko były również szeroko badane ze względu na ich zdolność do odwracalnego pęcznienia lub kurczenia się w odpowiedzi na bodźce zewnętrzne. 2 Sugeruje się, że kilka czynników wyzwalających, w tym temperatura,3-5 pH,6,7 światło,8,9 pola elektryczne,10,11 i określone cząsteczki, takie jak glukoza,12,13, kontrolują geometryczny kształt hydrożeli. Wśród wielu dostępnych obecnie hydrożeli reagujących na środowisko, poli(N-izopropyloakrylamid) (PNIPAAm), dobrze znany hydrożel reagujący na ciepło, wykazuje skurcz objętościowy powyżej niskiej temperatury krytycznej roztworu (LCST) wynoszącej 32 °C.14 Niedawne badanie przeprowadzone przez Sasaki i wsp. 15 opisało intrygujące rozdzielanie faz ciecz-ciecz przesyconego NIPAAm, który jest monomerem PNIPAAm. Zgodnie z tym raportem, przesycony NIPAAm rozpuszczono z 10-krotnym nadmiarem molowymH2O, a wkrótce potem roztwór rozdzielił się na dwie fazy ciekłe, gdy pozostawiono do odstawienia w temperaturze powyżej 25 °C; w przeciwieństwie do tego, rozcieńczony NIPAAm został rozpuszczony jednorodnie w tych samych warunkach.
Mikrocząsteczki wykonane z hydrożeli reagujących na środowisko są fascynującymi kandydatami do zastosowania w dostarczaniu leków,16,17 katalizie,18 wykrywaniu,19,20 i fotonice. 21 Tradycyjne metody syntezy, w tym polimeryzacja emulsyjna, są stosowane do wytwarzania mikrocząstek hydrożelu o polidyspersyjności. 22,23 Jednak niektóre zastosowania wymagają mikrocząstek o wąskim rozkładzie wielkości, na przykład w celu ustabilizowania farmakokinetyki dostarczania leków. 24 Mikrocząstki zatorowe o nieregularnym kształcie lub polirozproszone agregują się proksymalnie w klastry, prowadząc do przewlekłych reakcji zapalnych w cząstkach zatorowych w leczeniu raka. Pytania z dnia 25,26
Podejście mikroprzepływowe jest w czołówce badań jako sposób wytwarzania mikrocząstek o wąskich rozkładach rozmiarów i skomplikowanych kształtach. 27-31 Korzyści z wytwarzania mikrocząstek w urządzeniu mikroprzepływowym wynikają z małej długości charakterystycznej urządzenia mikroprzepływowego, co skutkuje niską liczbą Reynoldsa. W przeciwieństwie do tradycyjnej emulgacji masowej, w której krople są formowane równolegle, mikrokropelki wytwarzane w urządzeniach mikroprzepływowych są generowane szeregowo, a następnie polimeryzowane w mikrocząstki pod wpływem promieniowania UV. Podstawową zasadą tworzenia kropel za pomocą urządzenia mikroprzepływowego jest równowaga między napięciem międzyfazowym a siłą ścinającą płynu osłonkowego działającego na płyn rdzeniowy. 
Pomimo oczywistych zalet mikroprzepływowego wytwarzania kropel/cząstek, kropelki/cząstki Janusa składające się z tego samego materiału bazowego są rzadko zgłaszane, ponieważ wewnętrzna morfologia tych kropel/cząstek jest generalnie zaburzona przez dyfuzję i perturbację płynów rdzeniowych. Aby obejść to wewnętrzne ograniczenie, dwie grupy poinformowały niedawno o przygotowaniu mikrocząstek Janusa poprzez zastosowanie indukowanej ciepłem separacji faz nanocząstek koloidalnych i separacji faz skierowanej promieniowaniem UV. Pytanie grupy 32,33
W tym celu opisujemy mikroprzepływowe podejście do syntezy mikrohydrożeli Janusa w całości składających się z jednego materiału bazowego i uzyskania produktu o wyraźnie podzielonej morfologii. Nasze podejście opiera się na podstawowej koncepcji separacji fazy ciecz-ciecz przesyconego monomeru NIPAAm. Stwierdzono, że uzyskane mikrohydrożele Janus posiadają unikalne właściwości, w tym anizotropową termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

<table><tbody><tr><td>Wafel silikonowy</td><td>LG Siltron</td><td>4 ", Wafel klasy testowej</td><td>do produkcji form mistrzowskich</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Samchun Pure Chemical</td><td>A0097</td><td>Czyszczenie wafla silikonowego</td></tr><tr><td>Alkohol izopropylowy (IPA)</td> <td>Daejung Chemicals & Metale</td><td>5035-4404</td><td>Czyszczenie wafla silikonowego</td></tr><tr><td>System oczyszczania wody</td><td>Merck Millipore</td><td>EMD Millipore RIOs Essential 5</td><td>Przygotowanie&nbsp; Maszyna</td></tr><tr><td>plazmowa O2</td><td>Femto Science</td><td>VITA-A</td><td>Czyszczenie wafla krzemowa</td></tr><tr><td>SU-8 2150 fotorezystor ujemny</td><td>MicroChem</td><td>Y111077 0500L1GL</td><td>Photoresist do produkcji form mistrzowskich</td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Misung Scientific</td><td>HP330D, HP150D</td><td>Pieczenie SU-8</td></tr><tr><td>SU-8 deweloper</td><td>Microchem</td><td>Y020100 4000L1PE</td> Opracowanie <td></td></tr><tr><td>systemu wyrównywania maski SU-8 do fotolitograpii</td><td>Shinu Mst Co.</td><td>CA-6M</td><td>Fotolitografia</td></tr><tr><td>Sylgard 184 zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning</td><td>1064891</td><td>PDMS odlew</td></tr><tr><td>Laboratorium Corona Treater</td><td>Electro-technic Products Inc.</td><td>Obróbka plazmą powietrzną</td> <td>model BD-20AC</td> PDMS&nbsp;</tr><tr><td>N-izopropylokryloamid (NIPAAm)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>415324-50G</td><td>Monomer</td></tr><tr><td>N,N'-metylenobisakryloamid (MBAAm)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>146072-100G</td><td>Środek sieciujący NIPAAm</td></tr><tr><td>4-(2-hydroksyetoksy)fenylo-(2-hydroksy-2-propylo)keton, Irgacure 2959</td><td>BASF</td><td>55047962</td><td>Fotoinicjator NIPAAm</td></tr><tr><td>ABIL EM 90</td><td>Evonik Branże</td><td>201109</td><td>Sufaktant do oleju</td></tr><tr><td>Mieszalnik wirowy</td><td>Scientific Industries Inc.</td><td>Vortex-Genie 2</td><td></td></tr><tr><td>Mieszanie Rurki Tygon</td><td>Saint-Gobain</td><td>ID 1/32", O.D. 3/32", Wall 1/32"</td><td>Rurka łącząca między strzykawkami a źródłem światła UV HFMD</td></tr><tr><td></td><td>Hamamatsu</td><td>Punktowe źródło światła LC8</td><td>Polimeryzacja z NIPAAm do PNIPAAm</td></tr><tr><td>Strzykawki, NORM-JECT (3 ml)</td><td>Henke-Sass Wolf GmbH</td><td>22767</td><td>Ładowanie materiałów</td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>KD Naukowy</td><td>KDS model 200</td><td>Perfuzja materiałów</td></tr><tr><td>Tegitol Typ NP-10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>NP10-500ML</td><td>Surfaktant do wody</td></tr><tr><td>Olej czerwony O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>O0625-25G</td><td>Barwnik do fazy bogatej</td></tr> w <tr><td>N Olej Niebieski N</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>391557-5G</td><td>Barwnik do fazy bogatej w</td></tr><tr><td>N Żółty barwnik spożywczy</td><td>Edentown F& B</td><td>NA</td><td>Barwnik do fazy ubogiej w</td></tr><tr><td>N Zielony barwnik spożywczy</td><td>Edentown F& B</td><td>NA</td><td>Barwnik do fazy ubogiej</td></tr><tr><td>N Zasilacz</td><td>Agilent</td><td>E3649A</td><td>Źródło zasilania dla modułu termoelektrycznego</td></tr><tr><td>Moduł termoelektryczny</td><td>Peltier</td><td>FALC1-12710T125</td><td>Kontrola temperatury</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Labogene</td><td>1248R</td><td>Mikrohydrożele osadzające Płytka</td></tr><tr><td>24-dołkowa</td><td>SPL Nauki Przyrodnicze</td><td>32024</td><td>Zbiornik do obserwacji</td></tr><tr><td>Mikroskop optyczny</td><td>Nikon</td><td>ECLIPSE 80i</td><td>Obserwacja optyczna</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do analizy obrazu</td><td>IMT i-Solution Inc.</td><td>iSolutions DT</td><td>Pomiar promienia</td></tr></tbody></table>

synteza mikrohydrożeli janusa z poli(n-izopropyloakrylamidu) janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

Synthesis of Poly(N-isopropylacrylamide) Janus Microhydrogels for Anisotropic Thermo-responsiveness and Organophilic/Hydrophilic Loading Capability

Mikrocząstki Janusa to podzielone na przedziały cząstki o różnych strukturach molekularnych i/lub funkcjonalnościach po każdej z ich dwóch stron. Ze względu na tę unikalną właściwość, mikrocząstki Janusa zostały uznane za nową klasę materiałów, przyciągając tym samym dużą uwagę z różnych dziedzin badawczych. Wszechstronność tych mikrocząstek została zilustrowana poprzez ich zastosowanie jako elementów budulcowych do samodzielnego montażu, siłowników reagujących elektrycznie, emulgatorów do malowania i kosmetyków oraz nośników do dostarczania leków. Niniejsze badanie wprowadza szczegółowy protokół, który wyraźnie opisuje syntetyczną metodę projektowania nowych mikrohydrożeli Janus składających się z pojedynczego materiału bazowego, poli(N-izopropyloakrylamidu) (PNIPAAm). Mikrokropelki janusa są najpierw generowane przez hydrodynamiczne ogniskujące urządzenie mikroprzepływowe (HFMD) oparte na oddzieleniu przesyconego wodnego roztworu monomeru NIPAAm, a następnie polimeryzowane przez wystawienie na działanie promieniowania UV. Okazało się, że powstałe mikrohydrożele Janus składają się w całości z tego samego materiału bazowego, charakteryzują się łatwą do zidentyfikowania morfologią podziału na przedziały i wykazują anizotropową termoczułość oraz zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego. Uważamy, że proponowana metoda wprowadza nowatorską platformę hydrożelową o potencjale zaawansowanej syntezy wielofunkcyjnych mikrohydrożeli Janusa.

Rycina 3a przedstawia schemat układu eksperymentalnego wykorzystanego do syntezy mikrohydrożeli Janusowych poprzez HFMD. Fazy bogate w N oraz ubogie w N zostały precyzyjnie wstrzyknięte do HFMD jako płyny rdzeniowe 1 i 2, a następnie połączone i rozbite na mikrokrople Janusowe w otworze przez płyn osłonowy w postaci oleju mineralnego na skutek niestabilności kapilarnej Rayleigha. W konsekwencji pomyślnie wygenerowano mikrokrople Janusowe składające się z faz boga...

Przedstawiamy protokół syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się całkowicie z tego samego materiału bazowego, poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAAm), z wyraźnie podzieloną strukturą opartą na separacji faz przesyconego roztworu monomeru NIPAAm. Zsyntetyzowane mikrohydrożele Janus wykazują unikalne właściwości, takie jak anizotropowa termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

Janus microparticles are compartmentalized particles with differing molecular structures and/or functionality on each of their two sides. Because of this ...

Ogólnym celem niniejszego eksperymentu jest synteza mikrohydrożeli janusowych, które składają się z tego samego materiału bazowego i wykazują izotropową termoodpowiedź, a także zdolność do załadunku substancji organofilowych i hydrofilowych, z wykorzystaniem rozdzielania faz ciekły-ciecz nasyconego monomeru N-izopropyloakryloamidu. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie systemów dostarczania kropli, szczególnie w zakresie opracowania zaawansowanych trocharia, które wymagają zdolności do przechowywania paliwa hydrofilowego/organofilowego wewnątrz jednej cząsteczki. Główną zaletą tej ścieżki jest synteza monodyspersyjnych mikrohydrożeli janusowych o wyraźnie przedzielonej morfologii wewnętrznej oraz możliwość modulacji rozmiaru mikrohydrożeli janusowych przy użyciu urządzenia mikrofluidycznego.Procedurę zaprezentują Kyoung Duck Seo i Andrew Choi, moi studenci w programie PhD. W jakości matrycy do odlewania PDMS należy wykorzystać płytkę krzemową z naniesionym wzorem, przygotowaną zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Prepolimer PDMS oraz czynnik sieciujący należy wymieszać homogenicznie w stosunku wagowym 10:1.Na przykład użyj jednego grama utwardzacza na 10 gramów prepolimeru PDMS. Wlej prepolimer PDMS do formy matki i odgazuj go przez jedną godzinę w komorze próżniowej. Następnie umieść formę matki z prepolimerem PDMS w piekarniku w temperaturze 65 °C na trzy godziny.Za pomocą ostrego skalpela wytnij utwardzony PDMS do rozmiaru pojedynczego chipa. Ostrożnie odklej ręcznie utwardzoną replikę PDMS od formy matrycowej. W jednej z replik wykonaj otwory wlotowe i wylotowe za pomocą dziurkacza o średnicy nieco mniejszej niż średnica zewnętrzna rurek łączących.Następnie, za pomocą urządzenia do wyładowań koronowych, poddaj obszar wiązania każdej repliki działaniu plazmy powietrznej. Nanieś pięć µL metanolu na obszary potraktowane plazmą powietrzną. Na koniec, poprzez manipulację ręczną, wyrównaj dwie identyczne repliki PDMS, aby wytworzyć HFMD.Następnie należy sprawdzić wyrównanie pod mikroskopem. Umieścić HFMD w piekarniku ustawionym na 65 °C na noc, aby wzmocnić wiązanie między dwiema replikami PDMS. Rozpuścić monomer NIPAAm w wodzie dejonizowanej w stosunku wagowym 1:1, używając mieszadła vortex.Na przykład rozpuść 10 g NIPAAm w 10 ml wody dejonizowanej. Pozostaw roztwór monomeru w pozycji pionowej w temperaturze pokojowej przez co najmniej 15 minut. Gdy granica rozdzielająca obie fazy stanie się wyraźna, ostrożnie pobierz za pomocą pipety po dwa ml roztworu monomeru z fazy bogatej w N oraz fazy ubogiej w N, nie naruszając tej granicy.Następnie do ekstrahowanych roztworów monomerów bogatych w N i ubogich w N dodaj 4 mg MBAAm jako czynnik sieciujący. Następnie do roztworów dodaj 4 mg fotoinicjatora, aby przygotować ciecze rdzeniowe jeden i dwa dla próbki o niskim stężeniu czynnika sieciującego. Na koniec rozpuść 10% wagowo surfaktanta olejowego w oleju mineralnym, aby przygotować ciecz osłonową.Napełnij trzy oddzielne strzykawki o pojemności 3 mL dwiema mililitrami płynów rdzeniowych jeden i dwa oraz płynem osłonkowym. Zamontuj strzykawki w pompach strzykawkowych i połącz każdą strzykawkę z odpowiednim wlotem płynu w HFMD za pomocą drenów. Użyj drenów, aby połączyć wylot płynu z HFMD z naczyniem zbiorczym.Ustaw pompy strzykawkowe tak, aby podawały płyny rdzeniowe jeden i dwa z prędkością przepływu 2 µL/min, a płyn osłonowy z prędkością 10 µL/min. Następnie umieść źródło światła UV prostopadle, w odległości około 1 cm od zbiornika zbierającego.Włącz źródło światła UV i wizualnie monitoruj ciągłą produkcję mikrohydrożeli janusowych. Zbierz wytworzone mikrohydrożele janusowe do probówki stożkowej i przemyj je alkoholem izopropylowym. Następnie odwiruj probówkę stożkową, aby osadzić mikrohydrożele.Powtórz etap wirowania, używając wody dejonizowanej z surfaktantem wodnym, aby usunąć pozostałości alkoholu izopropylowego z otoczenia janusowych mikrohydrożeli. Przechowuj całkowicie wypłukane janusowe mikrohydrożele w fiolce o pojemności 10 ml zawierającej wodę dejonizowaną. Za pomocą pipety przenieś zsyntetyzowane janusowe mikrohydrożele do płytki 24-dołkowej.Pozostawć hydrożele na 15 sekund, aż na dnie dołka utworzy się monowarstwa. Wykonać obraz mikrohydrożelu janusowego w temperaturze 24 °C, korzystając z pionowego mikroskopu optycznego z obiektywem 5x. Umieścić moduł termoelektryczny pod płytką z dołkami i regulować napięcie tego modułu, aby zwiększyć temperaturę roztworu zawierającego mikrohydrożele janusowe do 32 °C.Ponownie wykonaj zdjęcie mikrohydrożelu janusowego w temperaturze 32 °C, korzystając z odwróconego mikroskopu optycznego z obiektywem 5x. Z 25 obrazów różnych mikrohydrożeli janusowych w temperaturach 24 i 32 °C zmierz promień faz spolimeryzowanych bogatych w pN oraz ubogich w pN, wykorzystując oprogramowanie do analizy obrazu zgodnie z instrukcjami producenta. Przedstawiono tutaj schemat HFMD służący do generowania mikrokropel janusowych.Roztwory bogate w N oraz ubogie w N są precyzyjnie wstrzykiwane do urządzenia HFMD, gdzie w dyszy zostają rozbite na mikrokrople przez płyn osłonowy w postaci oleju mineralnego. Mikrokrople Janus otrzymane za pomocą HFMD posiadają różne stosunki objętości roztworów bogatych i ubogich w N, co pokazano tutaj. Stosunek objętości roztworu bogatego w N i roztworu ubogiego w N tworzących mikrowodrogele jest kontrolowany poprzez zmianę szybkości przepływu każdego z roztworów.Tutaj przedstawiono schematy oraz mikrografie optyczne mikrokropel i mikrohydrożeli janusowych w odpowiedzi na zmiany środowiskowe i temperaturowe. Aby określić stopień termoreaktywności, zmierzono promień mikrokropel i mikrohydrożeli janusowych, co wykazało anizotropowe zachowanie termoreaktywne wynikające z różnic w stężeniu monomeru NIPAAm pomiędzy obszarami pN-rich a pN-poor. Zdolność tych mikrohydrożeli do ładowania substancji organofilowych/hydrofilowych zaobserwowano w sytuacji, gdy barwniki rozpuszczalne w tłuszczach wykazywały silną tendencję do rozpuszczania się w roztworze N-rich.Podczas gdy barwniki rozpuszczalne w wodzie wykazują tendencję do rozpuszczania się w roztworze ubogim w N, ostatecznie otrzymano mikrohydrożele Janus z dwoistą zdolnością do ładowania substancji hydrofilowych i organofilowych wewnątrz jednej cząsteczki. Po opanowaniu tej techniki, przy odpowiednim przygotowaniu, procedura może zostać wykonana w ciągu 40 minut.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest zachowanie odpowiednich warunków otoczenia, zwłaszcza temperatury, ponieważ silnie stężony roztwór NIPAAm krystalizuje w temperaturze poniżej 25 °C. Po dopracowaniu ta technika utoruje drogę badaczom z dziedziny systemów dostarczania leków do opracowania funkcjonalnych mikrohydrożeli, które mogą kontrolować szybkość uwalniania leków i enkapsulować wiele substancji leczniczych bez ryzyka kontaminacji krzyżowej. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak syntetyzować mikrohydrożele janusowe składające się z materiału bazowego poly NIPAAm.

synthesis-poly-n-isopropylacrylamide-janus-microhydrogels-for

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Synteza poli(N-izopropylakrylamidu) Janus Mikrohydrożeli o anizotropicznej termoorzeczności i zdolności do obciążania organofilicznymi/hydrofilicznymi substancjami

Ten film zilustruje szybką, efektywną metodę metakrylanowania poli(glikolu etylenowego), umożliwiając polimeryzację łańcuchową i syntezę hydrożelu. Pokaże, w jaki sposób w podobny sposób wprowadzić funkcje metakryloamidu do peptydów, szczegółowo omówi typowe metody analityczne do oceny wydajności funkcjonalizacji, przedstawi sugestie dotyczące rozwiązywania problemów i zaawansowanych modyfikacji oraz zademonstruje typowe techniki charakteryzacji hydrożelu.

Wspomagana mikrofalami funkcjonalizacja peptydów poli(glikolu etylenowego) i żywicy do stosowania w polimeryzacji łańcuchowej i tworzeniu hydrożelu

Prezentujemy nowy hydrożel poliakrylamidowy, zwany hydroksy-PAAm, który umożliwia bezpośrednie wiązanie białek ECM przy minimalnych kosztach i specjalistycznej wiedzy. Połączenie hydrożeli hydroksy-PAAm z nadrukiem mikrokontaktowym ułatwia niezależną kontrolę wielu sygnałów naturalnego mikrośrodowiska komórkowego w celu badania mechanostransdukcji komórkowej.

Przygotowanie hydrożeli hydroksy-PAAm do rozprzęgania efektów sygnałów mechanotransdukcji

Nasze laboratorium opracowało usieciowane DNA hydrożele poliakrylamidowe, dynamiczny system hydrożelowy, aby lepiej zrozumieć wpływ modulacji sztywności tkanek na funkcjonowanie komórek. Tutaj podajemy schematy, opisy i protokoły przygotowania tych hydrożeli.

Otrzymywanie usieciowanych DNA hydrożeli poliakrylamidowych

Supramolekularne hydrożelatory oparte na ureido-pirymidynonach pozwalają na pełną kontrolę nad makroskopowymi właściwościami żelu i zachowaniem zol – żel za pomocą pH. W tym miejscu przedstawiamy protokół formułowania i wstrzykiwania takiego supramolekularnego hydrożelatora za pomocą systemu dostarczania cewnika do miejscowego dostarczania bezpośrednio w odpowiednie obszary serca świni.

Supramolekularny hydrożel do wstrzykiwań i lek do miejscowego wstrzykiwania cewnika do serca świni

Nanoskalowane powierzchnie wysp morskich złożone z termoczułych kopolimerów blokowych zostały wytworzone metodą Langmuira-Schaefera do kontrolowania spontanicznej adhezji i odklejania komórek. Uwidoczniono zarówno przygotowanie powierzchni, jak i adhezję i odklejanie się komórek na powierzchni.

Przygotowanie termoczułych powierzchni nanostrukturalnych dla inżynierii tkankowej

Przedstawiamy łatwą metodę wytwarzania biodegradowalnej platformy uwalniania leków na bazie żelatyny, która reaguje magnetotermicznie. Udało się to osiągnąć poprzez włączenie superparamagnetycznych nanocząstek tlenku żelaza i poli(N-izopropylacyloamidu-ko-akrylamidu) do sferycznej mikrosieci żelatynowej usieciowanej za pomocą genipiny, w połączeniu z systemem aplikacji zmiennego pola magnetycznego.

Naprzemiennie reagujące na pole magnetyczne hybrydowe mikrożele żelatynowe do kontrolowanego uwalniania leków

Przygotowano rusztowanie do wstrzykiwań inżynierii tkankowej składające się z mikrocząsteczek poli(N-izopropylacrylamidu)-siarczanu chondroityny (PNIPAAm-g-CS)-zawierającego poli(N-izopropylacrylamid). W tym badaniu analizowana jest siła adhezji, właściwości pęcznienia i biokompatybilność in vitro. Opracowane tutaj techniki charakterystyki mogą mieć zastosowanie do innych systemów termożelowania.

Synteza termożelujących kompozytów siarczanowych poli(N-izopropylacyloamidu)-grafto-chondroityny z mikrocząstkami alginianowymi dla inżynierii tkankowej

Polimeryzacja wytrącająca bez mieszania zapewnia szybkie, powtarzalne podejście do prototypowania syntezy wrażliwych na bodźce mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych) o wąskim rozkładzie rozmiarów. W tej syntezie protokołu demonstruje się charakterystykę rozpraszania światła i śledzenie fluorescencji pojedynczych cząstek tych mikrożeli w mikroskopii szerokokątnej.

Kontrolowana synteza i śledzenie fluorescencji wysoce jednorodnych mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych)

Opisane są protokoły wytwarzania degradowalnych termoresponsywnych hydrożeli opartych na sieciowaniu hydrazonów polimerowych oligomerów na skalę masową, mikroskalową i nanoskalę, przy czym ta ostatnia służy do przygotowania zarówno nanocząstek żelowych, jak i nanowłókien.

Wytwarzanie degradowalnych termoczułych hydrożeli w różnych skalach długości za pomocą wytłaczania reaktywnego, mikrofluidyki, samoorganizacji i elektroprzędzenia

Ten manuskrypt opisuje przygotowanie magnetycznych i wrażliwych termicznie mikrożeli za pomocą emulsji wywołanej temperaturą bez reakcji chemicznej. Te wrażliwe mikrożele zsyntetyzowano przez zmieszanie nanocząstek poli(N-izopropyloakrylamidu) (PNIPAAm), polietyleniminy (PEI) i Fe3O 4-NH 2 w celu potencjalnego zastosowania w magnetycznym i termicznym uwalnianiu leków.

Magnetyczne i wrażliwe termicznie mikrożele na bazie poli(N-izopropyloakrylamidu) do kontrolowanego uwalniania wyzwalanego magnetycznie

Nanożele są doskonałą i wszechstronną platformą nanocząsteczek do dostarczania leków biologicznych. Reagujące na bodźce polimerowe nanożele na bazie glikolu poli(etylenowego), zdolne do kapsułkowania ładunków opartych na białkach, zsyntetyzowano przy użyciu jednoetapowej strategii sieciowania ko-nanopolimeryzacji w warunkach wodnych. Przedstawiono tutaj optymalne wytwarzanie i charakterystykę tych nowych nanocząstek.

Synteza nanożeli reagujących na bodźce przy użyciu wodnego jednoetapowego sieciowania i konanopolimeryzacji

Poznaj syntezę mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) o anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania hydrofilowego oraz organofilowego. Ta metoda umożliwia kontrolowaną produkcję cząstek do systemów dostarczania leków.

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego (Wideo) | JoVE Journal

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

Przeglądaj więcej filmów