Name: Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę echokardiograficzną do oceny struktury i funkcji serca w mysim modelu zwężenia aorty poprzecznego. Technika ta umożliwia badaczom niezawodne monitorowanie postępu choroby serca w czasie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół jest zgodny z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Waszyngtońskiego.
1. Zabieg chirurgiczny i przygotowanie do obrazowania
<ol>
	<li>Tester myszy C57BL/6 poddany TAC lub operacji pozorowanej, jak opisano wcześniej10.</li>
	<li>Tydzień po TAC lub pozorowanej operacji znieczulić mysz w komorze indukcyjnej 2% izofluranem zmieszanym z 1 l/minO2. Potwierdź prawidłowe znieczulenie poprzez brak reakcji na szczypanie palca u nogi lub ogona. Użyj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Usuń włosy na klatce piersiowej, nakładając krem do depilacji. Zdezynfekuj skórę myszy 70% etanolem.</li>
	<li>Przymocuj mysz do platformy do przenoszenia zwierząt w pozycji leżącej. Aby utrzymać stały poziom znieczulenia, użyj stożka do nosa, aby dostarczyć 0,5 - 1% izofluranu zmieszanego z 1 l/minO2.</li>
	<li>Nałóż żel elektrodowy na łapki myszy i przyklej je do podkładki elektrody.</li>
	<li>Włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą poduszki grzewczej lub lampy.</li>
	<li>Nałóż warstwę wstępnie podgrzanego żelu ultradźwiękowego na klatkę piersiową myszy, głównie na obszar leżący nad sercem. Uwaga: po zabiegu obrazowania usuń żel ultradźwiękowy i osusz mysz sterylną gazą.</li>
</ol>
2. W widoku łuku aorty użyj trybu B i obrazowania dopplerowskiego do oceny poprzecznego zwężenia aorty
<ol>
	<li>Użyj ustawienia trybu B, aby uzyskać widok łuku aorty w celu wizualizacji aorty, głównych gałęzi tętnic i miejsca zwężenia.
	<ol>
		<li>Przechyl lewą stronę platformy tak daleko, jak to możliwe, aby obrócić mysz do lewej pozycji odleżynowa. Trzymaj przetwornik ultradźwiękowy za podstawkę w pozycji pionowej i umieść go na klatce piersiowej wzdłuż prawej linii przymostkowej, z wycięciem skierowanym w stronę podbródka myszy. Uwaga: Nie ściskaj klatki piersiowej myszy podczas opuszczania przetwornika; Wymagany jest minimalny nacisk.</li>
		<li>Przechyl przetwornik do góry na poziomie łopatki i obróć lekko zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż pojawi się łuk aorty. Obserwuj miejsce poprzecznego zwężenia aorty, które znajduje się między rozgałęzieniem tętnicy nienazwanej (IA) a lewą tętnicą szyjną wspólną (LCCA) (ryc. 1). 
		Uwaga: W myszy sterowanej pozorem nie wykrywa się zwężenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kliknij przycisk "kolorowy Doppler" na stacji roboczej, aby przełączyć się w tryb kolorowego Dopplera w celu monitorowania kierunkowości i prędkości przepływu krwi przez miejsce zwężenia. Pobieraj i przechowuj obrazy, klikając przycisk "sklep z filmami".</li>
	<li>Kliknij przycisk "PW Doppler", aby przełączyć się w tryb Dopplera fali pulsacyjnej i umieść objętość próbki (przerywane pole kursora) bezpośrednio dystalnie do miejsca zwężenia, aby wyszukać zwężony dżet o największej prędkości, a następnie kliknij przycisk "PW Doppler", aby uzyskać przebiegi przepływu aorty i zmierzyć prędkość szczytową (rysunek 2).</li>
	<li>Obliczyć gradient ciśnienia w całym miejscu zwężenia za pomocą zmodyfikowanego równania Bernoulliego: gradient ciśnienia = 4 x Vmax2. Do dalszej analizy należy uwzględnić tylko myszy o gradiencie ciśnienia w zakresie od 40 do 80 mmHg.</li>
</ol>
3. W widoku długiej osi przymostkowej użyj obrazowania w trybie B i M, aby ocenić wymiary i kurczliwość serca
<ol>
	<li>Gdy mysz leży w pozycji leżącej na plecach na platformie, trzymaj przetwornik w pozycji pionowej z wycięciem skierowanym na głowę myszy. Opuść przetwornik na klatkę piersiową równolegle do lewej linii przymostkowej i obróć o 30° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.</li>
	<li>Użyj obrazowania w trybie B, aby uzyskać pełny, "strzałkowy" widok serca w długiej osi. Dostosuj kąt przetwornika i głębokość ostrości, aby uwidocznić lewą komorę, ścianę przegrody śródkomorowej i niewielką część ściany prawej komory. Zapisz obrazy do późniejszych pomiarów grubości ścianki serca i wymiaru komory. Korzystając z "pakietu kardiologicznego", wybierz parametry, takie jak IVS lub LVAW, LVID i LVPW, a następnie kliknij na obraz, aby narysować odpowiednie linie dla każdego parametru, aby uzyskać pomiary.</li>
	<li>Obserwuj wzorce ruchów ściany serca i sprawdź, czy nie występują nieprawidłowości ruchowe, w tym akinezja, hipokinezja i asynchroniczność. 
	Uwaga: Akinezja i hipokinezja oznaczają odpowiednio całkowitą i częściową utratę ruchu ściany serca. Asynchroniczność oznacza nieregularny, nieskoordynowany ruch ściany serca.</li>
	<li>Przełącz się na tryb M, umieść kursor w trybie M prostopadle do ścian lewej komory na poziomie mięśnia brodawkowatego i uzyskaj obrazy do późniejszego pomiaru wymiarów serca i skrócenia frakcyjnego (ryc. 3).</li>
</ol>
4. W widoku krótkiej osi przymostkowej użyj obrazowania w trybie B i M, aby ocenić morfologię i funkcję serca
<ol>
	<li>Z widoku długiej osi przymostkowej uzyskaj widok krótkiej osi przymostkowej, obracając przetwornik o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wyreguluj przetwornik tak, aby zapewniał poziomy przekrój poprzeczny serca w trybie B, z wyraźnie widocznymi obydwoma mięśniami brodawkowatymi i znajdującymi się po prawej stronie (pozycja godziny 2 i 4).</li>
	<li>Przełącz się na tryb M i umieść oś trybu M na środkowym poziomie lewej komory. Pozyskiwanie i przechowywanie obrazów do późniejszych pomiarów grubości ściany serca, wymiaru komory i skrócenia ułamkowego (ryc. 4). Korzystając z "pakietu kardiologicznego", wybierz parametry w SAX (krótka oś), w tym IVS lub LVAW, LVID i LVPW, a następnie kliknij na obraz, aby narysować odpowiednie linie dla każdego parametru, aby uzyskać pomiary. 
	Uwaga: Pomiary uzyskane w tym miejscu powinny być ściśle skorelowane z pomiarami uzyskanymi w widoku długiej osi przymostkowej (rysunek 5).</li>
</ol>
5. W widoku wierzchołkowym czterokomorowym użyj obrazowania dopplerowskiego do oceny funkcji skurczowej i rozkurczowej
<ol>
	<li>Uzyskaj wierzchołkowy widok czterokomorowy, aby uwidocznić zarówno lewą, jak i prawą komorę z przedsionkami u dołu ekranu. W trybie B, z widoku krótkiej osi, przechyl lewy górny róg platformy, aby pochylić głowę myszy w dół i skierować przetwornik w stronę prawego ramienia myszy. Zasadniczo ma to na celu uzyskanie "koronalnego" widoku serca patrzącego w górę w kierunku wierzchołka.</li>
	<li>Wizualizuj zastawkę mitralną w trybie B i przełącz się na tryb kolorowego Dopplera, umieszczając objętość próbki (przerywane pole kursora) na końcu zastawki mitralnej.</li>
	<li>Przełącz na tryb Dopplera PW, aby ocenić wzorce przepływu przez zastawkę mitralną. Ustaw kursor sondy Dopplera równolegle do kierunku przepływu krwi w zaitrze. Użyj kąta sondy mniejszego niż 20°, aby określić prędkość szczytową (rysunek 6).</li>
	<li>Zapisz obrazy do późniejszych pomiarów. Użyj "pakietu kardiologicznego" i wybierz "MV flow". Kliknij każdy parametr i narysuj odpowiednie linie, aby uzyskać pomiary. Dostępne pomiary obejmują: szczytową prędkość E (wczesne wypełnienie z aktywnym rozluźnieniem komorowym), szczytową prędkość A (późne wypełnienie ze skurczem przedsionków), czasy relaksacji i skurczu izowolumicznej zastawki mitralnej (odpowiednio IVRT i IVCT) oraz czas wyrzutu (ET).</li>
	<li>Obliczyć wskaźnik wydolności mięśnia sercowego (MPI) według MPI = (IVCT + IVRT)/ET.</li>
</ol>
6. Leczenie pozabiegowe zwierząt
<ol>
	<li>W razie potrzeby należy podać zwierzętom chirurgicznym środek przeciwbólowy i/lub jałowy roztwór soli fizjologicznej dootrzewnowo.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu dojść do siebie na poduszce grzewczej w pozycji leżącej. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło procedurę, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone.</li>
</ol>

<ol><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>Tanaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transthoracic+echocardiography+in+models+of+cardiac+disease+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse.</a> Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%3A+development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).</li>
<li>Heineke, J., Molkentin, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+cardiac+hypertrophy+by+intracellular+signalling+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Regulation of cardiac hypertrophy by intracellular signalling pathways.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (8), 589-600 (2006).</li>
<li>Oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac-specific+deletion+of+Gata4+reveals+its+requirement+for+hypertrophy%2C+compensation%2C+and+myocyte+viability%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Cardiac-specific deletion of Gata4 reveals its requirement for hypertrophy, compensation, and myocyte viability.</a> Circ Res. 98 (6), 837-845 (2006).</li>
<li>Gardin, J. M., Siri, F. M., Kitsis, R. N., Edwards, J. G., Leinwand, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+left+ventricular+mass+and+systolic+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of left ventricular mass and systolic function in mice.</a> Circ Res. 76 (5), 907-914 (1995).</li>
<li>Respress, J. L., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transthoracic+echocardiography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transthoracic echocardiography in mice.</a> J Vis Exp. (39), e1738(2010).</li>
<li>Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+echocardiography+and+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine echocardiography and ultrasound imaging.</a> J Vis Exp. (42), e2100(2010).</li>
<li>Patten, R. D., Aronovitz, M. J., Bridgman, P., Pandian, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+pulse+wave+and+color+flow+Doppler+echocardiography+in+mouse+models+of+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Echocardiogr%22%5BJournal%5D)">Use of pulse wave and color flow Doppler echocardiography in mouse models of human disease.</a> J Am Soc Echocardiogr. 15 (7), 708-714 (2002).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+aortic+constriction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Transverse aortic constriction in mice.</a> J Vis Exp. (38), e1729(2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li>
<li>Larsen, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+working+mouse+heart%3A+methodological+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">The isolated working mouse heart: methodological considerations.</a> Pflugers Arch. 437 (6), 979-985 (1999).</li>
<li>Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+cardiac+function+during+echocardiography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).</li>
<li>Pearlman, A. S., Stevenson, J. G., Baker, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+echocardiography%3A+applications%2C+limitations+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Doppler echocardiography: applications, limitations and future directions.</a> Am J Cardiol. 46 (7), 1256-1262 (1980).</li>
<li>Bauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+speckle-tracking+based+strain+imaging+for+rapid+cardiovascular+phenotyping+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic speckle-tracking based strain imaging for rapid cardiovascular phenotyping in mice.</a> Circ Res. 108 (8), 908-916 (2011).</li>
</ol>

Praca ta była częściowo wspierana przez granty NIH/NHLBI R00HL0908076 i R01HL116507 (dla Q.L.).

Echokardiografia jest szeroko stosowana do oceny czynności serca w modelach chorób serca u gryzoni2,6. W porównaniu z metodologiami inwazyjnymi lub terminalnymi, takimi jak pomiar pętli ciśnieniowo-objętościowej11 i praca serca ex vivo 12, echokardiografia stanowi potężne, nieinwazyjne narzędzie do oceny zachodzących zmian strukturalnych i funkcjonalnych serca u żywych zwierząt. Aby uzyskać wiarygodne dane, ważne jest, aby utrzymać temperaturę ciała i tętno w zakresie fizjologicz...

Udowodniono, że Mysie modele chorób serca, takie jak TAC i zawał mięśnia sercowego (MI), są cenne do badania mechanizmów chorobowych, jak również do opracowywania nowych strategii terapeutycznych3. TAC początkowo indukuje przerost kompensacyjny, ale długotrwałe przeciążenie ciśnieniem prowadzi do rozszerzenia serca i niewydolności serca4. Szczelność zwężenia aorty bezpośrednio decyduje o stopniu przerostu serca i jego przejściu do niewydolności serca. Nieinwazyjny i wiarygodny pomiar gradientu ciśnienia w poprzek zwężenia aorty ma zasadnicze znaczenie dla powodzenia tych badań. Obrazowanie dopplerowskie zostało wykorzystane do oceny gradientu ciśnienia wytwarzanego przez TAC5, który jest nieinwazyjną alternatywą dla pomiaru ciśnienia za pomocą cewnika.
Echokardiografia jest szeroko stosowana do nieinwazyjnego pomiaru morfologii serca, jak również funkcji skurczowej i rozkurczowej u myszy6-8. Dwuwymiarowe obrazowanie w trybie B służy do wykrywania nieprawidłowych ruchów lub zmian strukturalnych serca. Jednowymiarowe obrazowanie w trybie M służy do ilościowego określania wymiarów i kurczliwości serca. Obrazowanie dopplerowskie kolorem i PW zostało ostatnio wykorzystane w ultrasonografii gryzoni, która ma szerokie zastosowanie w echokardiografii, w tym pomiar kierunkowości i prędkości przepływu, a także wydajności skurczowej i rozkurczowej9. 
Podłużne monitorowanie funkcji serca w czasie rzeczywistym za pomocą echokardiografii w trybie B, M, kolorze i trybie Dopplera PW zapewnia kompleksową ocenę struktury i funkcji serca u myszy w warunkach fizjologicznych i patologicznych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis zastosowania obrazowania echokardiograficznego do monitorowania dynamicznych zmian morfologicznych i funkcjonalnych serca u myszy po TAC lub operacji pozorowanej.

<table><tbody><tr><td>Sprzęt anestezjologiczny</td><td>Harvard Apparatus, 84 October Hill Road Holliston, MA</td><td>723015</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 Imaging System</td><td>VisualSonics Inc., 3080 Yonge Street Suite 6100, Box 66, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>Vevo 2100</td><td></td></tr><tr><td>Aquasonic żel ultrasonograficzny</td><td>Parker Laboratories, 286 Eldridge Rd, Fairfield, NJ&nbsp;</td><td>03-50</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare, Inc, 3950 Schelden Circle Betlejem, PA&nbsp;</td><td>NDC 66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Filtr gazu do znieczulenia powietrznego</td><td>A.M. Bickford, Inc, 12318 Big Tree Rd, Wales Center, NY&nbsp;</td><td>Numer katalogowy 80120</td><td></td></tr></tbody></table> TGL

ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy zostało użyte jako cenny model do badania mechanizmów przerostu serca i niewydolności serca1. Niezawodna nieinwazyjna metoda jest niezbędna do oceny zmian morfologicznych i funkcjonalnych serca w czasie rzeczywistym w zwierzęcych modelach chorób serca. Echokardiografia przezklatkowa stanowi ważne narzędzie do nieinwazyjnej oceny struktury i funkcji serca2. W tym przypadku użyliśmy systemu obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej rozdzielczości do monitorowania przebudowy mięśnia sercowego i postępu niewydolności serca w czasie w mysim modelu TAC. Tryb B, tryb M i obrazowanie dopplerowskie wykorzystano do precyzyjnej oceny przerostu mięśnia sercowego, poszerzenia komór i pogorszenia funkcji u myszy po TAC. Obrazowanie dopplerowskie za pomocą kolorowej fali tętna i fali tętna wykorzystano do nieinwazyjnego pomiaru gradientu ciśnienia w poprzek zwężenia aorty utworzonego przez TAC oraz do oceny przepływu krwi u myszy. W ten sposób echokardiograficzne obrazowanie przezklatkowe zapewnia kompleksowe, nieinwazyjne pomiary wymiarów i funkcji serca w mysich modelach chorób serca.

Rysunek 1 przedstawia obrazy w trybie B widoku łuku aorty serca myszy poddanej operacji pozorowanej (Rysunek 1A) lub zabiegowi TAC (Rysunek 1B). Widoczne są łuk aorty, tętnica bezimienna, lewa tętnica szyjna wspólna oraz lewa tętnica podobojczykowa. Należy zauważyć, że zwężenie aorty jest wyraźnie widoczne w grupie TAC, a nie w grupie pozorowanej. Obrazy kolorowego Dopplera z widoku aorty przedstawiono na Rysunku 2A. Prze...

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ocena struktury i funkcji serca z wykorzystaniem obrazowania echokardiograficznego w modelu mysim choroby serca wywołanej przez poprzeczną konstrikcję aorty, czyli TAC. Metoda ta może pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie badań sercowo-naczyniowych dotyczące obrazowania chorób serca w modelach zwierzęcych. Główną zaletą tej techniki jest możliwość niezawodnego i nieinwazyjnego monitorowania postępu choroby serca w czasie.Zazwyczaj wprowadzenie tej metody stanowi spore wyzwanie, ponieważ obrazowanie echokardiograficzne i pozyskiwanie pomiarów są trudne bez rzeczywistej demonstracji. Przed rozpoczęciem obrazowania należy nałożyć żel do elektrod na łapy myszy z modelowaną stenozą aorty (transverse aortic constriction), a następnie przymocować łapy taśmą do podkładki elektrodowej. Następnie należy wprowadzić sondę rektalną w celu monitorowania temperatury ciała podczas procedury.Gdy zwierzę jest przygotowane, ustaw obrazownik w trybie B i odchyl lewą stronę platformy tak wysoko, jak to możliwe, aby obrócić mysz do pozycji lewej bocznej. Trzymając przetwornik ultradźwiękowy za uchwyt w pozycji pionowej, przyłóż głowicę do klatki piersiowej zwierzęcia wzdłuż prawej linii przymostkowej, kierując wcięcie w stronę podbródka. Następnie odchyl przetwornik w górę w stronę łopatki i obróć głowicę lekko w prawo, aż w polu widzenia pojawi się łuk aorty.Obserwuj miejsce poprzecznego zwężenia aorty znajdujące się pomiędzy odgałęzieniem tętnicy bezimiennej a lewą tętnicą szyjną wspólną. Po zidentyfikowaniu miejsca zwężenia, kliknij przycisk kolorowego dopplera na stacji roboczej, aby przełączyć się w tryb kolorowego dopplera. Następnie zarejestruj obrazy kierunkowości i prędkości przepływu krwi w miejscu zwężenia.Kliknij cine store, aby zapisać obrazy. Następnie kliknij przycisk pulse wave doppler, aby przełączyć urządzenie w tryb dopplerowskiego badania impulsowego. Umieść przerywaną ramkę objętości próbkowania kursora bezpośrednio za miejscem zwężenia, aby zlokalizować prąd stenozy o najwyższej prędkości, a następnie ponownie kliknij przycisk pulse wave doppler, aby uzyskać kształty fal przepływu w aorcie; zmierz prędkość szczytową i wykorzystaj zmodyfikowane równanie Bernoulliego do obliczenia gradientu ciśnienia w miejscu zwężenia.Aby ocenić wymiary i kurczliwość serca, umieść mysz po zabiegu TAC na platformie w pozycji grzbietnej i ustaw przetwornik pionowo, tak aby wcięcie było skierowane w stronę głowy myszy. Opuść przetwornik na klatkę piersiową równolegle do lewej linii przyśrodkowej obok mostka i obróć głowicę o 30 stopni przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Ustaw obrazownik w trybie B.Dostosuj kąt ustawienia przetwornika i skup głębokość obrazowania, aby zwizualizować lewą komorę, ścianę przegrody międzykomorowej oraz niewielką część ściany prawej komory. Kliknij cine store, aby zapisać obrazy do późniejszego pomiaru grubości ścian serca i wymiarów jam. Korzystając z pakietu kardiologicznego w odpowiednim oprogramowaniu do obrazowania, wybierz interesujące parametry i narysuj odpowiadające im linie dla każdego parametru na wybranym obrazie echokardiograficznym, aby uzyskać pomiary grubości ścian serca i wymiarów jam.Następnie należy zaobserwować wzorce ruchomości ściany serca, aby sprawdzić, czy występują jakiekolwiek nieprawidłowości w ruchomości. Następnie należy przełączyć urządzenie w tryb M i umieścić kursor trybu M prostopadle do ścian lewej komory na wysokości mięśni brodawkowatych. Następnie należy kliknąć funkcję cine store, aby zapisać obrazy do późniejszego pomiaru wymiarów serca oraz frakcyjnego skrócenia.Z widoku osi długiej w przekroju przymostkowym obróć przetwornik o 90 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby uzyskać widok osi krótkiej w przekroju przymostkowym. Dostrój przetwornik tak, aby uzyskać poziomy przekrój poprzeczny serca w trybie B, w którym mięśnie brodawkowate są widoczne na godzinie drugiej i czwartej. Następnie przełącz na tryb M i ustaw oś trybu M w środkowej części lewej komory.Kliknij cine store, aby zapisać obrazy. Następnie, korzystając z pakietu kardiologicznego (cardiac package), wybierz odpowiednie parametry osi krótkiej i klikaj na obrazie, aby narysować linie odpowiadające każdemu parametrowi w celu uzyskania pomiarów. Aby zwizualizować zarówno lewą i prawą komorę, jak i przedsionki w widoku osi krótkiej w trybie B, przechyl lewy górny róg platformy, aby skierować głowę myszy w dół i skierować przetwornik w stronę prawego barku.Uzyskany zostanie widok czołowy serca. Należy zwizualizować zastawkę mitralną. Następnie należy przełączyć urządzenie w tryb kolorowego Dopplera i umieścić próbkę objętości ograniczoną przerywaną ramką kursora na koniuszku zastawki mitralnej.Aby ocenić wzorce przepływu przez zastawkę mitralną, przełącz urządzenie w tryb dopplerowskiego badania falowego i ustaw kursor sondy dopplerowskiej równolegle do kierunku przepływu krwi przez zastawkę mitralną, zachowując kąt mniejszy niż 20 stopni, aby wyznaczyć prędkość szczytową. Po zapisaniu obrazów wybierz pakiet kardiologiczny, a następnie opcję przepływu przez zastawkę mitralną. Wybierz interesujące parametry i narysuj odpowiednie linie, aby uzyskać właściwe pomiary.Następnie oblicz indeks wydajności mięśnia sercowego. Jak pokazano na tych reprezentatywnych obrazach w trybie B, w sercach po zabiegu Sham i TAC można zaobserwować łuk aorty, tętnicę bezimienną, lewą tętnicę szyjną wspólną oraz lewą tętnicę podobojczykową. Jednak zwężenie aorty jest widoczne tylko w sercach z grupy TAC.Obrazowanie dopplerowskie w trybie kolorowym i pulsacyjnym przepływu aortalnego w obrębie miejsca zwężenia wykazuje, że udane TAC prowadzi do znaczącego wzrostu prędkości przepływu poniżej miejsca zwężenia. Ponadto zapisy w trybie M z kilku cykli serca w grupie Sham oraz TAC wykazują znacząco zwiększoną grubość ściany i dylatację jam serca w sercach poddanych TAC w porównaniu do kontrolnych serc po zabiegu Sham. W przekroju krótkiej osi w widoku przymostkowym w sercach TAC dodatkowo widoczne są zwiększona grubość ściany, dylatacja komór, zmniejszona kurczliwość oraz zwiększona masa lewej komory.Ponadto w stanach patologicznych z rozkurczową lub skurczową dysfunkcją serca, jak u myszy poddanych TAC, w widoku czterojamowym koniuszkowym typowo obserwuje się również zmniejszony stosunek prędkości fal E do A oraz zwiększoną wartość indeksu wydolności mięśnia sercowego. Po opanowaniu techniki, przy jej prawidłowym wykonaniu, procedura ta może zająć mniej niż trzydzieści minut. Podczas przeprowadzania tej procedury należy pamiętać o przestrzeganiu instytucjonalnych wytycznych dotyczących badań na zwierzętach.Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak analiza systematyczna, aby dokładniej ocenić zależność ciśnienie-objętość. Opracowanie tej techniki otwiera przed badaczami z zakresu kardiologii możliwość studiowania przerostu mięśnia sercowego i niewydolności serca w modelach zwierzęcych. Po obejrzeniu tego filmu powinniśmy posiadać gruntowną wiedzę na temat sposobu oceny zmian strukturalnych i funkcjonalnych serca w modelach zwierzęcych z wykorzystaniem obrazowania endokardiograficznego.Należy pamiętać, że praca z izofluranem może być niebezpieczna i że podczas wykonywania tej procedury należy zawsze stosować odpowiednie zabezpieczenia techniczne oraz środki ochrony indywidualnej.

assessment-cardiac-morphological-functional-changes-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym do badania mechanizmów leżących u podstaw przerostu mięśnia sercowego i rozwoju niewydolności serca. W niniejszym materiale opisujemy procedury zwężania aorty w celu wywołania powtarzalnego stopnia przerostu serca u myszy.

Poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

Ten film opisuje protokół wykonywania echokardiografii na myszy laboratoryjnej.

Echokardiografia myszy: nieinwazyjna technika oceny morfologii serca

Dysfunkcja prawej komory (RV) jest kluczowa dla patogenezy chorób sercowo-naczyniowych, jednak dostępne są ograniczone metodologie jej oceny. Ostatnie postępy w obrazowaniu ultrasonograficznym zapewniają nieinwazyjną i dokładną opcję podłużnego badania RV. W tym artykule szczegółowo opisujemy krok po kroku metodę echokardiograficzną wykorzystującą mysi model przeciążenia ciśnienia RV.

Ocena struktury i funkcji prawej komory serca w mysim modelu zwężenia tętnicy płucnej za pomocą echokardiografii przezklatkowej

Ten protokół zawiera szczegółowy opis podejścia echokardiograficznego do kompleksowego fenotypowania funkcji serca i zastawki serca u myszy.

Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) zachowuje podstawowe cechy regularnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC), eliminując jednocześnie użycie respiratora z intubacją tchawiczą. Okazuje się, że jest to wysoce pożądana metoda w wysokoprzepustowych badaniach przeciążenia lewej komory, szczególnie w badaniach translacyjnych.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Badanie echokardiograficzne jest często stosowane u myszy. W tym celu opracowano drogie urządzenia ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje niedrogą procedurę echokardiograficzną połączoną z histologicznymi analizami morfometrycznymi w celu określenia morfologii serca.

Echokardiograficzne i histologiczne badanie morfologii serca u myszy

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Poznaj nieinwazyjną metodę echokardiograficzną do oceny struktury i funkcji serca w mysim modelu zwężenia aorty poprzecznego. Technika ta umożliwia badaczom niezawodne monitorowanie postępu choroby serca w czasie.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego (Wideo) | JoVE Journal

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Przeglądaj więcej filmów