Name: Ciągły wlew dożylny jest preferowaną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny Koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 44 s
Description: Poznaj metodę ciągłego wlewu dożylnego koniwaptanu u myszy po udarze mózgu. Technika ta pomaga badać obrzęk mózgu i poprawiać projektowanie przyszłych badań nad udarem.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Szwedzkiemu Centrum Medycznemu za udostępnienie funduszy i udogodnień. Dziękujemy również szpitalowi Craig Hospital za hojne wykorzystanie przestrzeni laboratoryjnej.

Eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt w badaniach i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szwedzkiego Centrum Medycznego. Wszystkie zabiegi zostały wykonane z zachowaniem odpowiednich technik aseptycznych. Zwierzętami doświadczalnymi wykorzystanymi do badania były 3-miesięczne samce dzikich myszy typu C57 o masie ciała od 25 do 27 g.
1. Indukcja udaru in vivo
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy wstępnie pokryć włókno żywicą dentystyczną.
	<ol>
		<li>Wytnij kawałek filamentu o długości 12 mm z nylonowego szwu 7-0. Wymieszaj 2 części żywicy z 1 częścią utwardzacza, a następnie natychmiast zanurz końcówkę filamentu w mieszance, aby pokryć około 1/3 całej długości. Usuń go szybko i sprawdź, czy jest pokryty gładką warstwą żywicy dentystycznej.</li>
		<li>Suszyć filament na powietrzu przez 2 godziny przed użyciem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia (objętość 2 l) i ustaw przepływ 1,5% izofluranu w 25% wzbogaconym w tlen powietrzu w pomieszczeniu na 2 l/min wpływający do komory.</li>
	<li>Pozwól myszy pozostać w komorze indukcyjnej do czasu całkowitego znieczulenia,8 zgodnie z brakiem reakcji na uszczypnięcie ogona.</li>
	<li>Umieść mysz na stole operacyjnym z podgrzewaną podkładką i ustaw stężenie izofluranu na 1% w celu podtrzymania znieczulenia podawanego spontanicznie przez stożek nosowy.</li>
	<li>Przypnij włosy z przodu i z tyłu szyi i spryskaj szyję alkoholem. Nałóż weterynaryjną maść okulistyczną na oba oczy.</li>
	<li>Aby stale monitorować temperaturę ciała, podczas operacji należy używać sondy temperatury w odbycie podłączonej do wyświetlacza cyfrowego.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej, nałóż 10% roztwór do peelingu z jodonem powidonu do dezynfekcji, przykryj sterylną serwetą, a następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej wzdłuż szyi za pomocą chirurgicznego ostrza skalpela w rozmiarze 10.</li>
	<li>Tymczasowo podwiązać lewą tętnicę szyjną wspólną (CCA) za pomocą szwu jedwabnego 6,0.</li>
	<li>Umieść kolejną opaskę na lewej tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA).</li>
	<li>Umieść klips mikronaczyniowy na tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA).</li>
	<li>Wytnij mały otwór na tętnicy szyjnej zewnętrznej nożyczkami mikronaczyniowymi. Włóż filament wykonany z nylonowego szwu 7-0 pokrytego żywicą dentystyczną do otworu w ECA i przesuwaj go głowo, jednocześnie wyjmując klips, aż do wyczucia oporu (około 5-7 mm od punktu rozwidlenia CCA).</li>
	<li>Umieść tymczasowe wiązanie na tętnicy szyjnej wewnętrznej, aby zabezpieczyć włókno na miejscu. Patrz schemat, rysunek 1A. Zamknąć skórę jedwabnym szwem i naciekać ranę z przodu szyi 0,2 ml 0,5% bupiwakainy, jak w kroku 2.6.</li>
	<li>Pozwól myszy obudzić się ze znieczulenia i odzyskać przytomność w komorze regeneracyjnej przez 60 minut. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.</li>
	<li>Przetestuj mysz pod kątem oceny deficytu neurologicznego (NDS) w następujący sposób: 0 = normalna funkcja motoryczna, 1 = zgięcie tułowia i przeciwległej kończyny przedniej przy uniesieniu ogonowym, 2 = krążenie w stronę przeciwległą, ale normalna postawa w spoczynku, 3 = pochylanie się na przeciwległą stronę w spoczynku, 4 = brak spontanicznej aktywności motorycznej. 4,9 pkt.
	<ol>
		<li>W celu przeprowadzenia testu NDS podnieś mysz za ogon i umieść ją na płaskiej powierzchni do obserwacji (2-3 min). Alternatywnie, obserwuj myszy w komorze regeneracyjnej. Wyklucz z eksperymentu myszy, które wykazują NDS niższy niż 2 z powodu niewystarczającej okluzji MCA. 
		Uwaga: Technika laserowej przepływomierza dopplerowskiego może być użyta do potwierdzenia okluzji MCA. 9-11</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ponownie znieczulić zwierzę po 60 minutach rekonwalescencji w komorze indukcyjnej, jak opisano powyżej, ponownie wysterylizować poprzednie nacięcie skóry 10% roztworem peelingu powidonowo-jodowego i ponownie otworzyć ranę chirurgiczną z przodu szyi, przecinając i usuwając szew jedwabny.</li>
	<li>Aby wyjąć filament z ECA, wykonaj następujące czynności:
	<ol>
		<li>Umieść klips mikronaczyniowy na ICA. Rozwiąż szew na ICA i wyciągnij filament, trzymając otwarty klips.</li>
		<li>Zamknij klips i umieść krawat na ECA proksymalnie do nacięcia.</li>
		<li>Usuń klips i usuń ligaturę z CCA, aby przywrócić przepływ krwi do mózgu. Patrz schemat, rysunek 1B.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Instalacja cewnika dożylnego do żyły szyjnej w celu ciągłego leczenia trwającego 48 godzin
Uwaga: Przystąp do instalacji cewnika natychmiast po kroku 1.16.3 bez budzenia myszy.
<ol>
	<li>Używaj dwóch różnych rozmiarów elastycznych przewodów: włóż rurkę wewnętrzną (średnica zewnętrzna 0,94 mm; aby pomieścić podawany lek) do rurki zewnętrznej (średnica zewnętrzna 3,18 mm; w celu ochrony rurki wewnętrznej).</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej, nałóż 10% roztwór peelingujący z jodonem powidonu do dezynfekcji i wykonaj 1 cm nacięcie z tyłu szyi za pomocą ostrza skalpela chirurgicznego w rozmiarze 10. Obróć mysz do pozycji leżącej, ponownie wysterylizuj przód szyi 10% roztworem peelingu jodowidonowego i ponownie otwórz ranę pooperacyjną z przodu szyi. Przedrążyć rurkę pod skórą od nacięcia wykonanego z tyłu do przodu szyi i wyprowadzić ją na zewnątrz od otwartej rany na 1 cm.</li>
	<li>Usuń podskórną tkankę tłuszczową z lewej strony przedniej części szyi około 1 cm w bok od linii środkowej. Zlokalizuj lewą żyłę szyjną, umieść dwie opaski wzdłuż żyły w odległości 5 mm od siebie i lekko rozciągnij żyłę. Zrób mały otwór w żyle szyjnej między dwoma wiązaniami za pomocą nożyczek mikronaczyniowych; Włóż końcówkę rurki wewnętrznej na głębokość 5 mm doogonowo (w kierunku serca).</li>
	<li>Przymocuj rurkę obiema opaskami do żyły szyjnej. Zamknij skórę z przodu szyi za pomocą jedwabnego szwu 3-0. Patrz schemat, rysunek 1C.</li>
	<li>Przymocuj rurkę do skóry z tyłu szyi za pomocą szwu i podłącz rurkę do pompy dożylnej do mikroinfuzji za pomocą krętlika. Krętlik umożliwia swobodne przemieszczanie się myszy wewnątrz klatki z pełnym dostępem do pokarmu i wody.</li>
	<li>Naciekać nacięcia skóry z przodu i z tyłu szyi za pomocą 0,2 ml 0,5% bupiwakainy, aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu. 
	Uwaga: W zależności od instytucjonalnych protokołów dotyczących zwierząt, zwierzęta mogą być leczone opioidami, NLPZ lub antybiotykami przed i po operacji. Jednak wspomniane leczenie może zmienić wyniki leczenia niedokrwiennego udaru mózgu (patrz punkt Dyskusja). 11-14</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu obudzić się w komorze rekonwalescencyjnej, a następnie umieść je w oddzielnej klatce do momentu zakończenia eksperymentu. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku.</li>
	<li>Ustawić szybkość infuzji dla ciągłego, 48-godzinnego leczenia dożylnego koniwaptanem (0,14 mg/ml w 5% dekstrozie) lub podłożem na poziomie 1,5 ml/kg mc./godz.4 i rozpocząć infuzję. 
	Uwaga: Całkowita ilość koniwaptanu podawanego dożylnie powinna wynosić około 0,2 mg/mysz/dobę w całkowitej objętości 1,44 ml. 
	Uwaga: Wykonać wstrzyknięcie dootrzewnowe (IP) koniwaptanu dwa razy na dobę w całkowitej ilości 0,2 mg w 1,44 ml 5% dekstrozy. Implementacja wstrzykiwania adresów IP była zgodna z wcześniejszym opisem. 15 Powstrzymaj myszy, chwytając skórę tylnej powierzchni ciała i ogona. Wstrzyknąć koniwaptan lub nośnik w lewą dolną ćwiartkę brzucha za pomocą igły 26 G/1/2 cala. 15</li>
	<li>Obserwuj zwierzęta dwa razy dziennie przez cały czas trwania eksperymentu (48 godzin). Zapewnij zwierzętom pełny dostęp do pożywienia i wody. Jeśli zwierzę wykazuje oznaki niepokoju lub duszności, skonsultuj się z weterynarzem. Jeśli eutanazja jest konieczna w przypadku zwierzęcia znajdującego się w ciężkim stanie, należy zapoznać się z krokiem 3.1 poniżej i wykluczyć zwierzę z badania.</li>
</ol>
3. Ocena obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu w punkcie końcowym
<ol>
	<li>Poświęć mysz poprzez nadmierne znieczulenie 5% izofluranem.</li>
	<li>Użyj skalpela, aby wykonać nacięcie skóry nad kością czaszki wzdłuż linii środkowej i cofnij skórę, aby odsłonić całą czaszkę nad mózgiem. Zaczynając od otworu wielkiego, przetnij kość czaszki bocznie wzdłuż obwodu mózgu po każdej stronie i podnieś ją ostrożnie, nie dotykając mózgu pod nią. Odetnij mózg od kręgosłupa i nerwy przyczepione do podstawy czaszki.</li>
	<li>Usuń mózg, oddziel go od opuszki węchowej i móżdżku, a następnie rozkrój mózg wzdłuż szczeliny międzypółkulowej na niedokrwienne i nieniedokrwienne półkule mózgowe, jak opisano wcześniej. 9</li>
	<li>Oceń obrzęk mózgu, porównując stosunek mokrej do suchej (WDR), jak opisano wcześniej4,9. Ważyć chusteczki przed i po suszeniu przez 3 dni w temperaturze 100 °C w suszarce. Obliczyć zawartość wody w mózgu (BWC) jako % H2O = (1 sucha masa / mokra waga) x 100%.</li>
</ol>

<ol><li>Gueniau, C., Oberlander, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+kappa+opioid+agonist+niravoline+decreases+brain+edema+in+the+mouse+middle+cerebral+artery+occlusion+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Exp+Ther%22%5BJournal%5D)">The kappa opioid agonist niravoline decreases brain edema in the mouse middle cerebral artery occlusion model of stroke.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282, 1-6 (1997).</li>
<li>Krafft, P. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Etiology+of+stroke+and+choice+of+models%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Stroke%22%5BJournal%5D)">Etiology of stroke and choice of models.</a> Int J Stroke. 7, 398-406 (2012).</li>
<li>Vakili, A., Kataoka, H., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+arginine+vasopressin+V1+and+V2+receptors+for+brain+damage+after+transient+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Role of arginine vasopressin V1 and V2 receptors for brain damage after transient focal cerebral ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 25, 1012-1019 (2005).</li>
<li>Zeynalov, E., Jones, S. M., Seo, J. W., Snell, L. D., Elliott, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arginine-Vasopressin+Receptor+Blocker+Conivaptan+Reduces+Brain+Edema+and+Blood-Brain+Barrier+Disruption+after+Experimental+Stroke+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Arginine-Vasopressin Receptor Blocker Conivaptan Reduces Brain Edema and Blood-Brain Barrier Disruption after Experimental Stroke in Mice.</a> PloS one. 10, e0136121(2015).</li>
<li>Med Lett Drugs Ther.. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conivaptan+%28Vaprisol%29+for+hyponatremia%5BTitle%5D)+AND+%22The+Medical+letter+on+drugs+and+therapeutics%22%5BJournal%5D)">Conivaptan (Vaprisol) for hyponatremia.</a> The Medical letter on drugs and therapeutics. 48, 51-52 (2006).</li>
<li>Zhao, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+arginine+vasopressin+on+the+cortex+edema+in+the+ischemic+stroke+of+Mongolian+gerbils%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropeptides%22%5BJournal%5D)">Effect of arginine vasopressin on the cortex edema in the ischemic stroke of Mongolian gerbils.</a> Neuropeptides. 51, 55-62 (2015).</li>
<li>Manaenko, A., Chen, H., Kammer, J., Zhang, J. H., Tang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+Evans+Blue+injection+routes%3A+Intravenous+versus+intraperitoneal%2C+for+measurement+of+blood-brain+barrier+in+a+mice+hemorrhage+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison Evans Blue injection routes: Intravenous versus intraperitoneal, for measurement of blood-brain barrier in a mice hemorrhage model.</a> J Neurosci Methods. 195, 206-210 (2011).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 5, 51-63 (2015).</li>
<li>Zeynalov, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+perivascular+pool+of+aquaporin-4+mediates+the+effect+of+osmotherapy+in+postischemic+cerebral+edema%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The perivascular pool of aquaporin-4 mediates the effect of osmotherapy in postischemic cerebral edema.</a> Crit Care Med. 36, 2634-2640 (2008).</li>
<li>Zeynalov, E., Dore, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+doses+of+carbon+monoxide+protect+against+experimental+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotox+Res%22%5BJournal%5D)">Low doses of carbon monoxide protect against experimental focal brain ischemia.</a> Neurotox Res. 15, 133-137 (2009).</li>
<li>Zeynalov, E., Nemoto, M., Hurn, P. D., Koehler, R. C., Bhardwaj, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotective+effect+of+selective+kappa+opioid+receptor+agonist+is+gender+specific+and+linked+to+reduced+neuronal+nitric+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Neuroprotective effect of selective kappa opioid receptor agonist is gender specific and linked to reduced neuronal nitric oxide.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26, 414-420 (2006).</li>
<li>Ma, M. C., Qian, H., Ghassemi, F., Zhao, P., Xia, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-sensitive+%7Bdelta%7D-opioid+receptor-regulated+survival+and+death+signals%3A+novel+insights+into+neuronal+preconditioning+and+protection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Oxygen-sensitive {delta}-opioid receptor-regulated survival and death signals: novel insights into neuronal preconditioning and protection.</a> J Biol Chem. 280, 16208-16218 (2005).</li>
<li>Ahmad, M., Zhang, Y., Liu, H., Rose, M. E., Graham, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+opportunity+for+neuroprotection+in+experimental+stroke+with+selective+blockade+of+cyclooxygenase-2+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Prolonged opportunity for neuroprotection in experimental stroke with selective blockade of cyclooxygenase-2 activity.</a> Brain Res. 1279, 168-173 (2009).</li>
<li>Meisel, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preventive+antibacterial+treatment+improves+the+general+medical+and+neurological+outcome+in+a+mouse+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Preventive antibacterial treatment improves the general medical and neurological outcome in a mouse model of stroke.</a> Stroke. 35, 2-6 (2004).</li>
<li>Miner, N. A., Koehler, J., Greenaway, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraperitoneal+injection+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Intraperitoneal injection of mice.</a> Appl Microbiol. 17, 250-251 (1969).</li>
<li>Adis International Limited. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conivaptan%3A+YM+087%5BTitle%5D)+AND+%22Drugs+in+R%26D%22%5BJournal%5D)">Conivaptan: YM 087.</a> Drugs in R&D. 5, 94-97 (2004).</li>
<li>Murphy, T., Dhar, R., Diringer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conivaptan+bolus+dosing+for+the+correction+of+hyponatremia+in+the+neurointensive+care+unit%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocrit+Care%22%5BJournal%5D)">Conivaptan bolus dosing for the correction of hyponatremia in the neurointensive care unit.</a> Neurocrit Care. 11, 14-19 (2009).</li>
<li>Liu, X., Nakayama, S., Amiry-Moghaddam, M., Ottersen, O. P., Bhardwaj, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arginine-vasopressin+V1+but+not+V2+receptor+antagonism+modulates+infarct+volume%2C+brain+water+content%2C+and+aquaporin-4+expression+following+experimental+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocrit+Care%22%5BJournal%5D)">Arginine-vasopressin V1 but not V2 receptor antagonism modulates infarct volume, brain water content, and aquaporin-4 expression following experimental stroke.</a> Neurocrit Care. 12, 124-131 (2010).</li>
<li>Wallace, B. K., Jelks, K. A., O'Donnell, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-induced+stimulation+of+cerebral+microvascular+endothelial+cell+Na-K-Cl+cotransport+involves+p38+and+JNK+MAP+kinases%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ischemia-induced stimulation of cerebral microvascular endothelial cell Na-K-Cl cotransport involves p38 and JNK MAP kinases.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 302, C505-C517 (2012).</li>
<li>O'Donnell, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+HOE-642+reduces+brain+edema+and+Na+uptake+in+the+rat+permanent+middle+cerebral+artery+occlusion+model+of+stroke%3A+evidence+for+participation+of+the+blood-brain+barrier+Na%2FH+exchanger%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Intravenous HOE-642 reduces brain edema and Na uptake in the rat permanent middle cerebral artery occlusion model of stroke: evidence for participation of the blood-brain barrier Na/H exchanger.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 33, 225-234 (2013).</li>
<li>Walcott, B. P., Kahle, K. T., Simard, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+treatment+targets+for+cerebral+edema%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Novel treatment targets for cerebral edema.</a> Neurotherapeutics. 9, 65-72 (2012).</li>
<li>Shen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+G+protein-coupled+receptor+81+%28GPR81%29+protects+against+ischemic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neurosci+Ther%22%5BJournal%5D)">Inhibition of G protein-coupled receptor 81 (GPR81) protects against ischemic brain injury.</a> CNS Neurosci Ther. 21, 271-279 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Badanie to ma ważną wartość dla przedklinicznych badań nad udarem mózgu. Badanie to ujawnia, że ciągły wlew dożylny koniwaptanu (0,2 mg / dobę) po eksperymentalnym udarze mózgu u myszy skutecznie zmniejsza obrzęk mózgu po 48 godzinach leczenia. Badano również wpływ wstrzyknięcia tej samej dawki koniwaptanu w IP, na obrzęk mózgu. Leczenie koniwaptanem zarówno drogą dożylną, jak i IP powoduje akwarezę u myszy, na co wskazują: 1) wzrost osmolalności osocza nieco powyżej poziomów fizjologicznych; oraz 2) zmniejszenie osmolal...

Udar nadal stanowi ogromne obciążenie dla pacjentów i klinicystów. Modele udaru u zwierząt są wykorzystywane w warunkach laboratoryjnych od prawie dwóch dekad. 1 Niemniej jednak eksperymentalne terapie, które działają u zwierząt, często nie sprawdzają się u ludzi. 2 Ta rozbieżność w wynikach leczenia może wynikać z różnych czynników, takich jak drogi podawania leków stosowanych w badaniach na zwierzętach, metabolizm leków i szybkość eliminacji oraz wiele innych aspektów. Jedno z głównych powikłań udaru, obrzęk mózgu, jest przedmiotem obecnych badań w neurobiologii. Mechanizmy powstawania obrzęków mózgu obejmują zaburzenia równowagi wodno-elektrolitowej wywołane odpowiedzią arginina-wazopresyna (AVP) na niedokrwienne uszkodzenie mózgu. 3 Dlatego AVP i jego receptory (V1a i V2) są głównym przedmiotem badań nad powstawaniem obrzęku mózgu po niedokrwieniu. 3
Opracowaliśmy metodologię badania wpływu mieszanego blokera receptorów argininy i wazopresyny (V1a i V2) koniwaptanu na postniedokrwienny obrzęk mózgu u myszy. 4 Cele molekularne koniwaptanu5 sprawiają, że lek jest odpowiednim kandydatem do zbadania jego właściwości w łagodzeniu obrzęku mózgu. Ponadto koniwaptan musi być badany w kontekście patofizjologicznych zdarzeń udaru. 6 Projektując to badanie, rozważaliśmy porównanie wyników leczenia przy użyciu dwóch różnych dróg podawania koniwaptanu: dożylnie (IV)4 i dootrzewnowo (IP). 7 Oceniano wpływ leczenia na obrzęk mózgu wywołany udarem. Opisano tu szczegółowe protokoły chirurgicznej indukcji eksperymentalnego udaru mózgu przez niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO), a następnie ciągłego leczenia koniwaptanem z wykorzystaniem instalacji cewnika dożylnego szyjnego. Po indukcji udaru mózgu zwierzęta zostały losowo przydzielone do następujących grup: podłoże lub koniwaptan (0,2 mg/dobę) leczone dożylnie lub IP.

<table><tbody><tr><td>Podgrzewana podkładka</td><td>K& H Manufacturing Inc</td><td>1060</td><td></td></tr><tr><td>Monitor temperatury z sondą doodbytniczą</td><td>Physitemp</td><td>7029</td><td></td></tr><tr><td>Szpula do szwów jedwabnych, 6-0</td><td>Surgical Specialties Corporation</td><td>SP114</td><td></td></tr><tr><td>Jedwabny szew na igle, 3-0</td><td>Ethicon</td><td>1684G</td><td></td></tr><tr><td>Szew nylonowy, 7-0</td><td>Ethicon</td><td>1696G</td><td></td></tr><tr><td>Żywica dentystyczna Polisiloksan z utwardzaczem</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>65817930</td><td></td></tr><tr><td>Pompa dożylna do mikroinfuzji</td><td>Kent Scietific</td><td>GT0897</td><td></td></tr><tr><td>Krętlik 22GA Rurka</td> laboratoryjna <td>Instech</td><td>375/22PS</td><td></td></tr><tr><td>, 0,94 mm x 0,51 mm</td><td>Rurka laboratoryjna Dow Corning</td><td>508-002</td><td></td></tr><tr><td>, 3,18 mm x 1,98 mm</td><td>Dow Corning</td><td>508-009</td><td></td></tr></tbody></table>

ciągły wlew dożylny jest preferowaną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu

Continuous IV Infusion is the Choice Treatment Route for Arginine-vasopressin Receptor Blocker Conivaptan in Mice to Study Stroke-evoked Brain Edema

Udar mózgu jest jedną z głównych przyczyn zachorowalności i śmiertelności na świecie. Udar jest powikłany obrzękiem mózgu i innymi zdarzeniami patofizjologicznymi. Jednym z najważniejszych czynników w rozwoju i ewolucji obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu jest hormon arginina-wazopresyna i jego receptory, V1a i V2. Ostatnio koniwaptan bloker receptorów V1a i V2 przyciąga uwagę jako potencjalny lek zmniejszający obrzęk mózgu po udarze. Jednak modele zwierzęce, które obejmują zastosowania koniwaptanu w badaniach nad udarem, muszą być modyfikowane w oparciu o możliwe drogi podawania. W tym miejscu porównano wyniki 48-godzinnego ciągłego dożylnego (IV) leczenia koniwaptanem dootrzewnowym (IP) po eksperymentalnym udarze u myszy. Opracowaliśmy protokół, w którym niedrożność tętnicy środkowej mózgu połączono z instalacją cewnika do żyły szyjnej w celu dożylnego leczenia koniwaptanem (0,2 mg) lub nośnikiem. Różnym grupom zwierząt podawano w bolusie 0,2 mg koniwaptanu lub IP podłoża na dobę. Eksperymentalny obrzęk mózgu wywołany udarem oceniano u myszy po ciągłym leczeniu dożylnym i IP. Porównanie wyników wykazało, że ciągłe dożylne podawanie koniwaptanu łagodzi poniedokrwienny obrzęk mózgu u myszy, w przeciwieństwie do podawania IP koniwaptanu. Wnioskujemy, że nasz model może być wykorzystany w przyszłych badaniach nad zastosowaniami koniwaptanu w kontekście udaru mózgu i obrzęku mózgu.

Temperatura ciała zwierząt mieściła się w zakresie fizjologicznym i pozostawała stabilna przez cały czas trwania procedury chirurgicznej indukcji udaru. Dwie myszy, u których bezpośrednio po MCAO stwierdzono wartość NDS niższą niż 2, zostały wykluczone z badania.
Model MCAO u myszy powoduje powstanie objętości zawału w półkuli przeciwległej po 48 h. Ocena skrawków barwionych TTC wykazuje, że po MCAO zawał obejmuje około 50% półk...

Nasze badania wykazały, że korzystne działanie koniwaptanu zależy od metody dostarczania po eksperymentalnym udarze u myszy. Opracowaliśmy protokół badawczy dotyczący dostarczania blokera receptora przez cewnik dożylny w przypadku powstawania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu u myszy.

Ciągły wlew dożylny jest preferowaną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny Koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among ...

Ogólnym celem niniejszego badania przedklinicznego jest stworzenie skutecznego modelu mysiego podawania koniwaptanu po udarze, aby pomóc w udoskonaleniu projektów przyszłych badań naukowych w dziedzinie udarów. Metoda ta może pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w badaniach nad udarem, takie jak znaczenie drogi podania dla korzystnych efektów działania koniwaptanu na rekonwalescencję po udarze u myszy. Główną zaletą tej techniki jest to, że wesprze ona badaczy w badaniach modelowych nad koniwaptanem i jego wpływem na obrzęk mózgu wywołany udarem.Co najmniej dwie godziny przed operacją odetnij 12 milimetrowy odcinek nici z szwu nylonowego 7-0, następnie zmieszaj dwie części żywicy dentystycznej z jedną częścią utwardzacza i szybko zanurz w mieszaninie nić, aż zostanie pokryte około cztery milimetry jej długości. Natychmiast upewnij się, że końcówka nici jest pokryta gładką warstwą żywicy dentystycznej. Następnie pozostaw nić do wyschnięcia na powietrzu przez dwie godziny.Po przygotowaniu żywicy umieść znieczuloną mysz na macie grzewczej na stole operacyjnym i potwierdź brak reakcji na ucisk palca u stopy. Usuń sierść z przedniej i tylnej części karku za pomocą trymera, spryskaj kark alkoholem izopropylowym i nałóż maść do obu oczu. Aby stale monitorować temperaturę ciała podczas operacji, użyj rektalnej sondy temperatury podłączonej do wyświetlacza cyfrowego.Umieść mysz w pozycji grzbietowej pod mikroskopem sekcyjnym i, jeśli to konieczne, podłóż pod szyję kawałek zwiniętej gazy, aby ją wygiąć w łuk. Następnie zdezynfekuj szyję roztworem do mycia Povidone Iodine 10%. Po tym pokryj zwierzę sterylnym polem operacyjnym i użyj skalpela o rozmiarze 10, aby wykonać cięcie wzdłuż linii środkowej szyi.Używając szwu jedwabnego 6-0, tymczasowo podwiąż lewą wspólną tętnicę szyjną, a następnie zawiąż lewą zewnętrzną tętnicę szyjną. Załóż klips mikronaczyniowy na wewnętrzną tętnicę szyjną i za pomocą nożyczek mikronaczyniowych wykonaj mały otwór w zewnętrznej tętnicy szyjnej. Po wprowadzeniu filamanu powlekanego żywicą dentystyczną do otworu, przesuwaj filaman w kierunku głowowym, zdejmując klips, aż do momentu wyczucia oporu.Załóż tymczasową wiązkę na tętnicę szyjną wewnętrzną, aby unieruchomić filament w odpowiedniej pozycji, a następnie zszyj skórę szwem jedwabnym. Następnie w miejsce rany na przedniej części szyi wprowadź 0,2 ml 0,5% bupiwakainy i przenieś mysz do komory rekonwalescencyjnej pod nadzorem, aż do momentu utrzymania pozycji grzbietowej. W celu oceny deficytów neurologicznych (Neurological Deficit Scoring) podnieś mysz za ogon i umieść zwierzę na płaskiej powierzchni na dwie do trzech minut.Oceń zachowanie zwierzęcia zgodnie z tekstem, wykluczając myszy wykazujące wskaźnik deficytów neurologicznych (Neurological Deficit Score) niższy niż dwa, co wynika z niewystarczającego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu. Aby usunąć filament, ponownie zdezynfekuj miejsce ncięcia 10% roztworem szorującym jodopowidonem, a następnie przetnij i usuń szew, aby ponownie otworzyć ranę chirurgiczną. Następnie, pod mikroskopem stereoskopowym, nałóż klips naczyniowy na tętnicę szyjną wewnętrzną i rozwiąż szew tętnicy szyjnej wewnętrznej.Przytrzymaj zacisk w pozycji otwartej, aby wysunąć filament. Następnie natychmiast ponownie zamknij zacisk i zaszyj tętnicę szyjną zewnętrzną proksymalnie względem miejsca przecięcia. Po upewnieniu się, że podwiązanie tętnicy szyjnej zewnętrznej jest stabilne, zdejmij zacisk i rozwiąż szew wokół tętnicy szyjnej wspólnej, aby przywrócić przepływ krwi do mózgu.Bezpośrednio po usunięciu szwów z tętnicy szyjnej wspólnej, należy zdezynfekować kark roztworem do szorowania z 10% jodopowidonem i za pomocą chirurgicznego ostrza skalpela rozmiaru 10 wykonać nacięcie o długości jednego centymetra. Następnie należy ponownie wysterylizować przód szyi i ponownie otworzyć ranę operacyjną. Teraz należy wprowadzić pod skórę zwierzęcia, od karku w stronę przodu szyi, odcinek rurki o średnicy zewnętrznej 0,94 mm, umieszczonej wewnątrz odcinka rurki o średnicy zewnętrznej 3,18 mm, i wyprowadzić rurki na zewnątrz, gdy dotrą do przedniego nacięcia.Usuń tkankę tłuszczową podskórną z lewej strony przedniej części szyi, około jednego centymetra bocznie od linii środkowej. Następnie zlokalizuj lewą żyłę szyjną pod mikroskopem dissectingowym i zawiąż dwa sznurki wzdłuż żyły w odstępie 5 mm, lekko rozciągając naczynie. Następnie za pomocą nożyczek mikronaczyniowych wykonaj niewielki otwór w żyle szyjnej pomiędzy dwoma wiązaniami i wprowadź końcówkę wewnętrznej rurki na głębokość 5 mm w kierunku ogonowym, ku sercu.Przymocuj cewkę do żyły szyjnej za pomocą obu wiązań, a następnie użyj nici jedwabnej 3-0 do zamknięcia skóry na przedniej części szyi. Następnie przymocuj cewkę do skóry na tylnej części szyi za pomocą szwu i podłącz cewkę do mikroinfuzyjnej pompy dożylnej poprzez obrotowe złącze (swivel). W miejsca nacięć skóry na przedniej i tylnej części szyi wprowadź 0,2 ml 0,5% bupiwakainy, aby zapobiec bólowi pooperacyjnemu, i pozwól zwierzęciu obudzić się w komorze rekonwalescencyjnej pod nadzorem.Gdy zwierzę znajduje się w pozycji leżącej, ustaw prędkość infuzji dla ciągłego 48-godzinnego dożylnego podawania koniwaptanu lub nośnika w dawce 1,5 mg/kg/h i rozpocznij wlew. Alternatywnie podaj 0,2 mg koniwaptanu oraz 1,44 ml 5% glukozy dwa razy dziennie drogą dostawnej przez dwa dni, a po każdym wstrzyknięciu przeprowadź krótką obserwację zwierząt. Zamknięcie tętnicy środkowej mózgu u myszy powoduje powstanie obszaru zawału w półkuli ipsilateralnej po 48 godzinach, obejmującego około 50% półkuli, co można zwizualizować za pomocą barwienia chlorkiem tetrazolu.Ocena zawartości wody w mózgu 48 godzin po indukcji 60-minutowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu wykazuje, że dożylne podanie koniwaptanu znacząco zmniejsza obrzęk mózgu w obu półkulach, zarówno w ipsilateralnej, jak i kontralateralnej. W przeciwieństwie do tego, codzienne dostarczenie koniwaptanu drogą doszpikową w formie bolusa 0,2 mm nie przynosi podobnych pozytywnych efektów w przypadku obrzęku mózgu wywołanego udarem. Po opanowaniu tej techniki, przy jej prawidłowym wykonaniu, procedura może zostać zrealizowana w ciągu dwóch godzin.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o unikaniu nadmiernej utraty krwi u zwierzęcia doświadczalnego, ponieważ może to wpłynąć na wynik badania i doprowadzić do zwiększonej śmiertelności. Po przeprowadzeniu tej procedury można wykonać inne badania, takie jak ocena przerwania bariery krew-mózg, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące udziału stanu zapalnego w obrzęku mózgu po niedokrwieniu. Po opracowaniu ta technika utorowała drogę badaczom w dziedzinie neuronauki do zbadania znaczenia drogi podania leku w badaniach klinicznych.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć sposób chirurgicznego wywoływania niedokrwienia u myszy, wprowadzania cewnika dożylnego do żyły szyjnej oraz podawania koniwaptanu za pomocą ciągłej infuzji dożylnej u myszy. Pamiętaj, że praca z żywymi zwierzętami może być niezwykle ryzykowna i podczas wykonywania tej procedury należy zawsze stosować środki ostrożności, takie jak noszenie rękawiczek chirurgicznych i maseczek.

continuous-iv-infusion-is-choice-treatment-route-for-arginine

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym artykule zaprezentowano dwie bardzo różne metody iniekcji: 1) do mózgu (do komór mózgu) oraz 2) systemową (dożylną), w celu wprowadzenia czynników terapeutycznych do ośrodkowego układu nerwowego noworodków myszy.

Podawanie substancji terapeutycznych poprzez wstrzyknięcia dopłaczkowe (ICV) i dożylne (IV) u myszy

W tym filmie demonstrujemy montaż systemu infuzji mózgu za pomocą mikropompy osmotycznej, a następnie jego chirurgiczną implantację w czaszce myszy. System ten umożliwia ciągłe dostarczanie potencjalnych leków i ułatwia badanie ich wpływu na mózg i tkankę mózgową.

System ciągłego wlewu leków w modelu mysim: zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu systemu infuzyjnego pompy mikroosmotycznej w mózg myszy w celu ciągłego dostarczania leków

Źródło: Zeynalov, E. et al., Ciągły wlew dożylny jest wybraną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem. J. Vis. Exp. (2016)Ten film demonstruje dożylne podawanie antagonisty receptora argininy-wazopresyny (AVP) w modelu mysim. Przejściowe zamknięcie tętnicy środkowej mózgu wywołuje obrzęk mózgu. Antagonista receptora AVP jest podawany przez cewnik w lewej żyle szyjnej, łagodząc obrzęk.

Dożylne podawanie blokerów receptorów w celu zmniejszenia obrzęku mózgu w modelu mysim

Opisujemy metodę kierowania leków do ośrodkowego układu nerwowego poprzez wszczepienie cewnika lub wykonanie wstrzyknięcia bolusa do prawej bocznej komory u myszy. Skupiamy się w szczególności na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych. Technika ta można łatwo dostosować do innych leków i szczurów.

Bezpośrednie dokomorowe dostarczanie leków do ośrodkowego układu nerwowego gryzoni

Dostęp naczyniowy do pomiaru hemodynamiki, dostarczania płynów i pobierania próbek krwi jest ważny dla każdego badania na małym modelu zwierzęcym. Przedstawiamy technikę wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wspólnej u znieczulonego szczura w celu podłączenia do systemu w celu przeprowadzenia monitorowania, infuzji i pobierania próbek.

Cewnikowanie tętnicy szyjnej i żyły szyjnej w celu wykonania pomiarów hemodynamicznych, infuzji i pobierania próbek krwi w świadomym modelu szczurzym

Konwekcja wspomagana dostarczaniem (CED) to metoda umożliwiająca skuteczne dostarczanie leków do mózgu poprzez bezpośrednią perfuzję dużych objętości tkanek. Zabieg wymaga użycia cewników i zoptymalizowanej procedury iniekcji. Protokół ten opisuje metodologię CED przeciwciała w mózgu myszy.

Dostarczanie przeciwciał do mózgu myszy za pomocą dostarczania wzmocnionego konwekcją

Zgłaszana jest metoda dostarczania nerwowych komórek macierzystych, przystosowanych do wstrzykiwania roztworów lub zawiesin, przez wspólną tętnicę szyjną (mysz) lub tętnicę szyjną zewnętrzną (szczur) po udarze niedokrwiennym. Wstrzyknięte komórki są szeroko rozmieszczone w miąższu mózgu i można je wykryć do 30 dni po porodzie.

Dotętnicze dostarczanie nerwowych komórek macierzystych do mózgu szczura i myszy: zastosowanie do niedokrwienia mózgu

Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w modelach gryzoni nieurazowego krwotoku śródkomorowego nie jest powszechne w obecnej literaturze. W niniejszym artykule demonstrujemy technikę pomiaru ciśnienia śródczaszkowego, średniego ciśnienia tętniczego i ciśnienia perfuzji mózgowej podczas krwotoku śródkomorowego w modelu zwierzęcym szczura.

Monitorowanie ciśnienia śródczaszkowego w nieurazowym modelu gryzoni z krwotokiem dokomorowym

Ten protokół krok po kroku przeprowadza wielokrotne dożylne podawanie dawki bolusa i inwazyjne monitorowanie hemodynamiczne u myszy. Badacze mogą wykorzystać ten protokół do przyszłych badań przesiewowych związków terapeutycznych w kierunku nadciśnienia tętniczego płucnego.

Wielokrotne dożylne dawkowanie bolusa i inwazyjna ocena hemodynamiczna w modelu nadciśnienia tętniczego płucnej myszy wywołanego niedotlenieniem

Ten protokół opisuje kolejne wszczepianie pompy osmotycznej w celu wywołania tętniaka aorty brzusznej poprzez uwalnianie angiotensyny II u myszy z niedoborem apolipoproteiny E (ApoE) oraz portu dostępu naczyniowego z cewnikiem do żyły szyjnej w celu wielokrotnego leczenia farmakologicznego. Monitorowanie rozwoju tętniaka za pomocą ultrasonografii 3D jest skutecznie prowadzone pomimo implantów grzbietowych.

Leczenie farmakologiczne za pomocą cewnika do żyły centralnej w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej indukowanego angiotensyną II i monitorowanie za pomocą ultradźwięków 3D

Poznaj metodę ciągłego wlewu dożylnego koniwaptanu u myszy po udarze mózgu. Technika ta pomaga badać obrzęk mózgu i poprawiać projektowanie przyszłych badań nad udarem.

Ciągły wlew dożylny jest preferowaną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny Koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu (Wideo) | JoVE Journal

Ciągły wlew dożylny jest preferowaną drogą leczenia blokera receptora argininy-wazopresyny Koniwaptanu u myszy w celu zbadania obrzęku mózgu wywołanego udarem mózgu

Przeglądaj więcej filmów