Name: Obrazowanie zmiany kształtu komórki i ruchu komórek w gastrulacji Drosophila przy użyciu transgenicznych much reporterowych DE-kadheryny (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 42 s
Description: Poznaj metodę obrazowania żywej gastrulacji Drosophila w celu analizy zmiany kształtu komórek i apikalnej kontrakcji. Technika ta pozwala szczegółowo badać dynamikę ruchów komórkowych podczas wczesnego rozwoju zarodka.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Astellas Foundation for Research on Metabolic Disorders (HT), Takeda Science Foundation (HT) oraz MEXT-Supported Program for the Strategic Research Foundation at Private Universities (HT).

UWAGA: Transgeniczne muchy użyte w tym badaniu obejmują: DE-cad::GFP 10.
1. Przygotowanie talerza z jabłkami
<ol>
	<li>Przygotuj mieszaninę 12,5 g agaru, 125 ml 100% dostępnego w handlu soku jabłkowego, 12,5 g glukozy i 375 mlH2O. Podgrzej mieszaninę w kuchence mikrofalowej i wlej ją do 3-centymetrowego naczynia do hodowli komórkowych. Przechowywać mieszaninę w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości.</li>
	<li>Po przygotowaniu talerza z jabłkami dodaj na niego cienką warstwę ugniatanej pasty drożdżowej, aby muchy mogły złożyć jaja.</li>
</ol>
2. Protokół przygotowania zarodków i obrazowania na żywo
<ol>
	<li>Umieść około 50 much (25 samców i 25 samic) w butelce, aby się kojarzyły, a następnie złóż jaja przez noc na talerzu jabłek pokrytym ugniatanymi drożdżami. Ustaw talerz z sokiem jabłkowym u wylotu butelki. Trzymaj butelkę do góry dnem w inkubatorze. Owiń plastikowe butelki bulionowe Drosophila folią aluminiową, aby skłonić muchy do złożenia większej liczby jaj.</li>
	<li>Następnego ranka wymień stary talerz na sok jabłkowy na nowy.</li>
	<li>Pozwól muchom złożyć jaja przez 3 do 4 godzin, owijając butelkę folią aluminiową.</li>
	<li>Trzy do czterech godzin później zbierz zarodki w sitku do zarodków z talerza z sokiem jabłkowym za pomocą pędzla lub bawełny i umyj je PBS. Umyj zarodki jeszcze 2 do 3 razy za pomocą PBS w 12-dołkowych naczyniach hodowlanych.</li>
	<li>Dechorionację zarodków za pomocą 50% wybielacza przez 5 minut w 12-dołkowych naczyniach hodowlanych.</li>
	<li>Po procesie dechorionacji należy umyć zarodki jeszcze 2 do 3 razy za pomocą PBS.</li>
	<li>Przenieść zarodki do 3-centymetrowej płytki do hodowli komórkowej zawierającej PBS i wybrać zarodki w stadium 5 pod mikroskopem w oparciu o poziom przezroczystości na ich granicach. Odpipetować zarodki w stadium za pomocą końcówki do pipety o pojemności 200 μl.</li>
	<li>Następnie umieść dwa wybrane zarodki na szklanym szkiełku nakrywkowym i usuń nadmiar PBS za pomocą drobno skręconej bibuły. Ułóż zarodki grzbietową stroną do góry na szkiełku nakrywkowym za pomocą drobno skręconej bibuły. Następnie przymocuj zarodki do szklanego szkiełka nakrywkowego za pomocą smaru silikonowego za pomocą cienkiej igły i skręconej bibuły.</li>
	<li>Nałóż niewielką kroplę oleju halocarbon 700 na zarodki i umieść szkiełko nakrywkowe zawierające zarodki do góry nogami na wgłębionym szkiełku, pozostawiając trochę miejsca na dole szkiełka.</li>
	<li>Zbadaj zarodki za pomocą systemu obrazowania konfokalnego, lasera Argon/488 i obiektywu zanurzonego w oleju (63X). 
	UWAGA: Identyfikacja zarodka na odpowiednim etapie rozwoju jest ważna dla uchwycenia obrazów zdarzenia gastrulacji. W tych warunkach obserwuj, że prawie wszystkie zarodki rozwijają się normalnie do co najmniej stadium 14. Analizowany zarodek może być dalej hodowany, aby rozwinąć się jako osoba dorosła.</li>
</ol>

<ol><li>Haruta, T., Warrior, R., Yonemura, S., Oda, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+proximal+half+of+the+Drosophila+E-cadherin+extracellular+region+is+dispensable+for+many+cadherin-dependent+events+but+required+for+ventral+furrow+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Cells%22%5BJournal%5D)">The proximal half of the Drosophila E-cadherin extracellular region is dispensable for many cadherin-dependent events but required for ventral furrow formation.</a> Genes Cells. 15 (3), 193-208 (2010).</li>
<li>Oda, H., Takeichi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution%3A+structural+and+functional+diversity+of+cadherin+at+the+adherens+junction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Evolution: structural and functional diversity of cadherin at the adherens junction.</a> J. Cell Biol. 193 (7), 1137-1146 (2011).</li>
<li>Fernandez-Sanchez, M. E., Serman, F., Ahmadi, P., Farge, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+induction+in+embryonic+development+and+tumor+growth+integrative+cues+through+molecular+to+multicellular+interplay+and+evolutionary+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanical induction in embryonic development and tumor growth integrative cues through molecular to multicellular interplay and evolutionary perspectives.</a> Methods Cell Biol. 98, 295-321 (2010).</li>
<li>Alderton, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metastasis%3A+Epithelial+to+mesenchymal+and+back+again%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Metastasis: Epithelial to mesenchymal and back again.</a> Nat. Rev. Cancer. 13 (1), 3(2013).</li>
<li>Fabregat, I., Malfettone, A., Soukupova, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+Insights+into+the+Crossroads+between+EMT+and+Stemness+in+the+Context+of+Cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Med%22%5BJournal%5D)">New Insights into the Crossroads between EMT and Stemness in the Context of Cancer.</a> J. Clin. Med. 5 (3), (2016).</li>
<li>Serrano-Gomez, S. J., Maziveyi, M., Alahari, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+epithelial-mesenchymal+transition+through+epigenetic+and+post-translational+modifications%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Regulation of epithelial-mesenchymal transition through epigenetic and post-translational modifications.</a> Mol. Cancer. 15, (2016).</li>
<li>Yu, A. Q., Ding, Y., Li, C. L., Yang, Y., Yan, S. R., Li, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TALEN-induced+disruption+of+Nanog+expression+results+in+reduced+proliferation%2C+invasiveness+and+migration%2C+increased+chemosensitivity+and+reversal+of+EMT+in+HepG2+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Oncol.+Rep%22%5BJournal%5D)">TALEN-induced disruption of Nanog expression results in reduced proliferation, invasiveness and migration, increased chemosensitivity and reversal of EMT in HepG2 cells.</a> Oncol. Rep. 35 (3), 1657-1663 (2016).</li>
<li>Zheng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial-to-mesenchymal+transition+is+dispensable+for+metastasis+but+induces+chemoresistance+in+pancreatic+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Epithelial-to-mesenchymal transition is dispensable for metastasis but induces chemoresistance in pancreatic cancer.</a> Nature. 527 (7579), 525-530 (2015).</li>
<li>Kalluri, R., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+basics+of+epithelial-mesenchymal+transition%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">The basics of epithelial-mesenchymal transition.</a> J. Clin. Invest. 119 (6), 1420-1428 (2009).</li>
<li>Huang, J., Zhou, W., Dong, W., Watson, A. M., Hong, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directed%2C+efficient%2C+and+versatile+modifications+of+the+Drosophila+genome+by+genomic+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Directed, efficient, and versatile modifications of the Drosophila genome by genomic engineering.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (20), 8284-8289 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Chociaż wcześniej informowaliśmy o podobnej procedurze przechwytywania na żywo obrazów procesu gastrulacji w Drosophilla1, metoda, którą tutaj opisujemy, jest szczegółowa i łatwa do śledzenia endogennej ekspresji kadheryny, a zatem jest bardzo przydatna do genetycznych badań przesiewowych kluczowych czynników zaangażowanych w gastrulację. Aby zmaksymalizować sukces tej procedury obrazowania, konieczne jest użycie szkiełka z wgłębieniami. Ucisk mechaniczny czasami powoduje śmierć zarodka. Dlatego ważne...

Gastrulacja to pierwszy zestaw morfologicznie dynamicznych zdarzeń, które występują podczas rozwoju embrionalnego zwierząt wielokomórkowych, takich jak Drosophila1,2. Co ciekawe, pojawiające się dowody sugerują, że proces ten jest regulowany przez wzajemne oddziaływanie między mechanizmami mechanicznymi i molekularnymi3. Co więcej, przejście nabłonkowe do mezenchymalnego (EMT), które jest kluczowym procesem w gastrulacji, jest również zaangażowane w procesy chorobowe u ludzi, takie jak przerzuty raka4-8. W związku z tym wiadomo również, że wiele genów kontrolujących zwężenie wierzchołkowe jest kluczowymi czynnikami EMT obserwowanym w przerzutach raka9. Tak więc zwężenie wierzchołkowe w czasie gastrulacji jest doskonałym modelem do badania wyżej wymienionych mechanizmów regulacyjnych i poszerzenia naszej wiedzy na temat przerzutów nowotworowych. Zaletą tej techniki jest to, że możemy obserwować ruch komórek w czasie gastrulacji w czasie rzeczywistym, a zatem będziemy w stanie przebadać geny zaangażowane w gastrulację, a także przerzuty raka.
Chociaż stosunkowo mało znana, uważa się, że adhezja między komórkami odgrywa kluczową rolę w zwężeniu wierzchołkowym1. Genetyka Drosophila doskonale nadaje się do badań na poziomie pojedynczej komórki, badając regulacyjne mechanizmy molekularne. Model ten pozwoli nam odkryć znaczenie zwężenia wierzchołkowego podczas gastrulacji. Co więcej, metoda ta może być stosowana do badań przesiewowych genów zaangażowanych w przerzuty raka. Uchwycenie na żywo obrazów gastrulacji Drosophila umożliwiło nam dalsze bardziej szczegółowe zrozumienie mechanizmów molekularnych rządzących rearanżacją tkanek. W tym miejscu przedstawiamy obszerny opis prostej metody, aby to osiągnąć.

<table><tbody><tr><td>Olej halowęglowy 700</td><td>Sigma</td><td>MKBH 5726</td><td></td></tr><tr><td>Smar próżniowy Silikon</td><td>Beckman</td><td>335148</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe&nbsp;</td><td>Szkło Matsunami</td><td>Grubość No1</td><td>24 - 36 mm</td></tr><tr><td>Stariner zarodków</td><td>Corning</td><td>Corning3477</td><td></td></tr><tr><td>Plastikowe butelki magazynowe Drosophilla</td><td>Hitec</td><td>MKC-100</td><td></td></tr><tr><td>DE-Cadherin knock-in muchy</td><td></td><td></td><td>REF (10)</td></tr></tbody></table>

obrazowanie zmiany kształtu komórki i ruchu komórek w gastrulacji drosophila przy użyciu transgenicznych much reporterowych de-kadheryny

Imaging of Cell Shape Alteration and Cell Movement in Drosophila Gastrulation Using DE-cadherin Reporter Transgenic Flies

Gastrulacja to pierwszy zestaw morfologicznie dynamicznych zdarzeń, które występują podczas embrionalnego rozwoju zwierząt wielokomórkowych, takich jak Drosophila. Ta zmiana morfologiczna jest również rozpoznawana jako przejście nabłonkowe do mezenchymalnego (EMT). Rozregulowanie EMT wiąże się ze zwłóknieniem i przerzutami raka. Pojawiają się dowody na to, że EMT jest kontrolowany przez szereg mechanizmów molekularnych. W związku z tym wiadomo również, że wiele kluczowych genów kontrolujących zwężenie wierzchołkowe jest ważnymi czynnikami EMT obserwowanym w przerzutach raka. Podobnie jak EMT podczas gastrulacji Drosophila, komórki nabłonkowe mogą zostać nakłonione do zmiany kształtu i przeprogramowania w celu przekierowania losu komórki w kierunku różnych innych typów komórek. W tym miejscu przedstawiamy solidną metodę obrazowania gastrulacji Drosophila w celu zbadania inicjacji morfogenetycznych ruchów komórkowych i identyfikacji losu komórki na tym etapie rozwoju embrionalnego. Za pomocą tej metody identyfikujemy przegrupowanie komórek w czasie gastrulacji i pokazujemy znaczenie zwężenia wierzchołkowego podczas gastrulacji za pomocą GFP znakowanej DE-kadheryną.

W niniejszym materiale przedstawiamy etapy gastrulacji zarodka Drosophila oraz ogólny przegląd procedury przygotowania zarodka (Rysunek 1). Membrany komórkowe są znakowane za pomocą DE-cadherin::GFP, a obrazowanie na żywo ruchów komórek przeprowadzane jest w czasie gastrulacji u Drosophila (Rysunek 2). Ponieważ muchy DE-cadherin GFP pozwalają na wizualizację połączeń przylegających komórek, dzięki temu systemowi możemy śledzić kształt i ruchy wie...

Tutaj opisujemy procedurę przechwytywania na żywo obrazów gastrulacji Drosophila. Umożliwiło nam to lepsze zrozumienie zwężenia wierzchołkowego związanego z wczesnym rozwojem i dalszą analizę mechanizmów rządzących ruchami komórek podczas modyfikacji struktury tkanki.

Obrazowanie zmiany kształtu komórki i ruchu komórek w gastrulacji Drosophila przy użyciu transgenicznych much reporterowych DE-kadheryny

Gastrulation is the first set of morphologically dynamic events that occur during the embryonic development of multicellular animals such as Drosophila. ...

Ogólnym celem tej procedury jest lepsze zrozumienie kształtu i ruchu komórek podczas gastrulacji Drosophila. Tutaj przedstawiamy solidną metodę pomiaru gastrulacji Drosophila, aby oznaczyć inicjację morfogenetycznego ruchu komórkowego na tym etapie rozwoju embrionalnego. Główną zaletą tej techniki jest to, że przegrupowanie komórek w czasie gastrulacji można zidentyfikować wraz ze zwężeniem wierzchołkowym podczas gastrulacji.Aby rozpocząć eksperyment, przygotuj mieszaninę 375 mililitrów wody. 125 mililitrów 100% dostępny w handlu sok jabłkowy. 12,5 grama agaru.12,5 grama glukozy. Następnie podgrzej mieszaninę w kuchence mikrofalowej, aż agar się rozpuści. I wlej go do trzycentymetrowego naczynia do hodowli komórkowych.Przechowuj mieszaninę w temperaturze 4 stopni Celsjusza do wykorzystania w przyszłości. Po przygotowaniu talerza z jabłkami dodaj na niego cienką warstwę zagniecionej pasty drożdżowej, aby muchy mogły złożyć jaja. Umieść 25 samców i 25 samic much w butelce na talerzu z jabłkami pokrytym ugniatanymi drożdżami.Owiń plastikowe butelki bulionowe Drosophilas folią aluminiową, aby skłonić muchy do złożenia większej liczby jaj. Trzymaj butelkę do góry dnem w inkubatorze przez noc. Następnego ranka wymień talerz z sokiem jabłkowym na świeży.Następnie owiń butelkę folią aluminiową i pozwól muchom złożyć jaja przez trzy do czterech godzin. Po złożeniu jaj przez muchy poluzuj jaja z talerza za pomocą wacika. Zbierz zarodki na sitko i umyj je solą fizjologiczną buforowaną fosforanami lub PBS.Umyj zarodki jeszcze trzy razy za pomocą PBS, w 12-dołkowych szalkach hodowlanych. Odśwież zarodki za pomocą 50% wybielacza, w 12-dołkowych szalkach hodowlanych. Po procesie dechorionacji należy przemyć zarodki jeszcze trzy razy PBS.Przenieś zarodki do trzycentymetrowej płytki do hodowli komórkowej zawierającej PBS. I wybierz zarodki w piątym etapie pod mikroskopem, w oparciu o poziom przezroczystości na ich granicach. Za pomocą końcówki do pipety o pojemności 200 mikrolitrów zbierz zarodki w stadium.Następnie umieść dwa wybrane zarodki na szklanym szkiełku nakrywkowym i usuń nadmiar PBS za pomocą bibuły. Za pomocą drobno skręconej bibułki ustaw zarodki grzbietową stroną do szkiełka nakrywkowego. Następnie przymocuj zarodki do szkiełka nakrywkowego za pomocą smaru silikonowego za pomocą cienkiej igły.Dodaj małą kroplę pustego oleju węglowego 700 na zarodki i umieść szkiełko nakrywkowe zawierające zarodki do góry nogami na wciętym szkiełku. Pozostawiając trochę miejsca na dole slajdu. Następnie przyklej szkiełko nakrywkowe do szkiełka.Na koniec zbadaj zarodki za pomocą systemu obrazowania konfokalnego, lasera argonowego 488 i obiektywu zanurzeniowego w oleju. Obrazy poklatkowe zostały wykonane z obrazowania na żywo, przy użyciu DE-kadheryny GFP ruchu komórek w ciągu 500 sekund, w celu analizy obszarów wierzchołkowych poszczególnych komórek Drosophila podczas gastrulacji. Po 500 sekundach wyraźnie widoczne jest zwężenie wierzchołkowe i wgłębienie.Korzystając z naszej metody. Możemy lepiej zrozumieć mechanizmy molekularne gastrulacji Drosophila, a także przejście nabłonkowe do mezenchymalnego, zaangażowane w przerzuty raka.

imaging-cell-shape-alteration-cell-movement-drosophila-gastrulation

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

W niniejszej pracy opisujemy protokół badania migracji komórek glejowych do rozwijającego się oka Drosophila za pomocą analizy mikroskopowej żywych tkanek z wykorzystaniem komórek glejowych znakowanych GFP.

Obrazowanie na żywo migracji komórek glejowych w tarczceImaginal oka Drosophila

Drosophila hemocyty rozprzestrzeniają się po całym rozwijającym się embrionie. Niniejszy protokół demonstruje sposób montowania i obrazowania tych migracji z wykorzystaniem embrionów z hemocytami znakowanymi fluorescencyjnie.

Obrazowanie na żywo migracji hemocytów embrionalnych Drosophila melanogaster

W niniejszym opracowaniu przedstawiamy protokół montowania barwionych zarodków Drosophila w pozycji pionowej, co umożliwia obrazowanie przekrojów poprzecznych z wykorzystaniem mikroskopii konfokalnej.

Obrazowanie w układzie pionowym embrionów Drosophila

Wczesny rozwój muszki owocówki, Drosophila melanogaster, charakteryzuje się szeregiem zmian kształtu komórek, które są bardzo odpowiednie dla metod obrazowania. Niniejszy artykuł opisze podstawowe narzędzia i metody niezbędne do konfokalnego obrazowania zarodków Drosophila na żywo, koncentrując się na procesie zmiany kształtu komórek zwanym cellularizacją.

Obrazowanie zmian kształtu komórek w żywych zarodkach Drosophila

Ten protokół szczegółowo opisuje uproszczoną metodę używaną do przeprowadzania obrazowania żywych komórek w kontekście nienaruszonego mózgu larwy. Metody obrazowania żywych komórek są nieocenione w badaniu asymetrycznych podziałów nerwowych komórek macierzystych, a także innych procesów neurogennych i rozwojowych, konsekwentnie odkrywając mechanizmy, które wcześniej były pomijane.

Obrazowanie na żywo neuroblastów larw Drosophila

Dorosłe struktury Drosophila wywodzą się z workowatych struktur zwanych dyskami imaginalnymi. Analiza tych dysków zapewnia wgląd w wiele procesów rozwojowych, w tym określanie tkanek, ustalanie granic przedziałów, proliferację komórek, specyfikację losu komórki i polaryzację komórek płaskich. Protokół ten służy do przygotowania dysków wyobrażeniowych do mikroskopii świetlnej/fluorescencyjnej.

Rozwarstwienie i barwienie immunologiczne dysków wyobrażonych z Drosophila melanogaster

Ten protokół przedstawia skuteczną metodę obrazowania żywego nabłonka oka poczwarki Drosophila. Metoda ta kompensuje ruch tkanek i nierówną topologię, poprawia wizualizację granic komórek dzięki zastosowaniu wielu białek połączeniowych znakowanych GFP i wykorzystuje łatwe w montażu urządzenie do obrazowania.

Obrazowanie na żywo oka poczwarki Drosophila

Ten protokół pokazuje, jak generować fluorescencyjnie oznaczone, genetycznie zdefiniowane guzy klonalne w oku/czułkach Drosophila imaginal discs (EAD). Opisuje, jak rozdzielić EAD i mózg od larw trzeciego stadium rozwojowego i jak je przetworzyć w celu wizualizacji i ilościowego określenia zmian ekspresji genów i inwazyjności guza.

Model guza dysku imaginalnego Drosophila: wizualizacja i kwantyfikacja ekspresji genów i inwazyjności guza za pomocą mozaik genetycznych

Ten protokół jest przeznaczony do obrazowania i analizy dynamiki orientacji komórek i wzrostu tkanek w nabłonku brzusznym Drosophila, gdy muszka owocowa przechodzi metamorfozę. Opisana tutaj metodologia może być zastosowana do badania różnych etapów rozwojowych, tkanek i struktur subkomórkowych u Drosophila lub innych organizmów modelowych.

Obrazowanie i analiza orientacji tkanek i dynamiki wzrostu w rozwijającym się nabłonku Drosophila w stadiach poczwarkowych

Ten protokół opisuje spersonalizowane znakowanie fluorescencyjne oparte na przeciwciałach i wstrzykiwanie do wczesnych zarodków Drosophila, aby umożliwić obrazowanie na żywo białek o niskiej obfitości lub modyfikacji potranslacyjnych, które są trudne do wykrycia przy użyciu tradycyjnych metod GFP/mCherry-tag.

Wizualizacja białek o niskiej liczebności i modyfikacji potranslacyjnych w żywych zarodkach Drosophila poprzez wstrzyknięcie przeciwciał fluorescencyjnych

Tutaj przedstawiono protokół długoterminowego obrazowania na żywo nogi Drosophila w fazie poczwarki, obejmujący całkowite usunięcie poczwarki. Protokół ten można również zastosować do innych tkanek.

Długoterminowe obrazowanie na żywo rozwoju nogi poczwarki Drosophila po usunięciu pupary

Poznaj metodę obrazowania żywej gastrulacji Drosophila w celu analizy zmiany kształtu komórek i apikalnej kontrakcji. Technika ta pozwala szczegółowo badać dynamikę ruchów komórkowych podczas wczesnego rozwoju zarodka.

Obrazowanie zmiany kształtu komórki i ruchu komórek w gastrulacji Drosophila przy użyciu transgenicznych much reporterowych DE-kadheryny (Wideo) | JoVE Journal

Obrazowanie zmiany kształtu komórki i ruchu komórek w gastrulacji Drosophila przy użyciu transgenicznych much reporterowych DE-kadheryny

Przeglądaj więcej filmów