Name: Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Poznaj model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy. Ta metoda zapewnia powtarzalne i spójne wyniki, umożliwiając badanie mechanizmów urazów oraz testowanie terapii eksperymentalnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była częściowo wspierana przez NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Nagroda Merit Review Award I01 BX002356 przyznana przez Departament ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych; Fundacja Craiga H. Neilsena 296749; Indiana Spinal Cord and Brain Injury Research Foundation oraz Mari Hulman George Endowment Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, Kentucky (YPZ); stan Indiana ISDH 13679 (XW); oraz Fundacja NeuroCures.

Wszystkie procedury chirurgiczne i związane ze zwierzętami zostały wykonane zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych (National Research Council) oraz wytycznymi Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Przygotowanie zwierzęcia i wykonanie laminektomii rdzeniowej T10
<ol>
	<li>Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne i metalowy stabilizator kręgosłupa w autoklawie. Wyczyść chirurgiczny stół operacyjny. Podgrzej poduszkę grzewczą do temperatury 37 °C. Umieść poduszkę grzewczą na stole operacyjnym i przykryj ją sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi. Używaj sterylnej techniki przez cały czas trwania operacji.</li>
	<li>Do tego badania wykorzystano samice młodych dorosłych myszy C57/6J w wieku 10 tygodni. Znieczulić każde zwierzę za pomocą dootrzewnowego wstrzyknięcia mieszaniny ketaminy (87,7 mg/kg) i ksylazyny (12,3 mg/kg). Potwierdź całkowite znieczulenie, wywołując brak reakcji na stymulację nocycepcji wywołaną szczypnięciem łapy.
	<ol>
		<li>Podskórnie podawać buprenorfinę (0,01-0,05 mg/kg), środek przeciwbólowy oraz karprofen (5 mg/kg), niesteroidowy lek przeciwzapalny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ogol włosy nad odcinkiem piersiowo-lędźwiowym kręgosłupa za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia. Peeluj skórę roztworem betadyny i chusteczkami nasączonymi 70% alkoholem.</li>
	<li>Nałóż maść okulistyczną na rogówkę, aby chronić oczy przed wysuszeniem podczas zabiegu.</li>
	<li>Za pomocą skalpela wykonaj 1,5 cm nacięcie skóry w linii środkowej na grzbiecie zwierzęcia, aby odsłonić blaszki kręgów piersiowych od 9 do 11. Wypchnij podskórną tkankę tłuszczową rostrally. Wypreparuj mięśnie przykręgosłupowe z dala od wyrostków kolczystych i blaszek, w kierunku bocznych fasetek po każdej stronie.</li>
	<li>Umieść mysz na rynnie stabilizatora w kształcie litery U (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A i 2B). Obustronnie zaciśnij ramiona ze stali nierdzewnej pod odsłoniętymi ściankami kręgu T10 (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 4A) i dokręć za pomocą skrzydełkowych przymocowanych do ramion (<klasa silna = "xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Usuń wyrostek kolczysty T10 i blaszkę (laminektomia) za pomocą mikro-rongeur, który odsłania oponę twardą pokrywającą rdzeń kręgowy (<silna klasa = "xfig">Ryc. 4B).</li>
</ol>
2. Wykonywanie urazów kontuzyjnych T10 za pomocą impaktora LISA
<ol>
	<li>Przekręć pokrętło regulatora ciśnienia na zbiorniku azotu, aby ustawić sprężony azot na 20 PSI lub 138 kPa (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A) dla tego badania. 
	UWAGA: Ciśnienie można regulować w zakresie 10-120 PSI. Wyższe ciśnienie spowoduje uderzenie o większej prędkości. Końcówka urządzenia SCI o średnicy 1,2 mm przeznaczona jest dla myszy, a końcówka o średnicy 2,2 mm przeznaczona jest dla szczurów. Podczas zmiany z myszy na szczury, końcówkę o większej średnicy można uformować, dodając pierścień do metalowej końcówki (średnica wewnętrzna 1,2 mm / średnica zewnętrzna 2,2 mm). Użyliśmy końcówki 1,2 mm w tym badaniu SCI na myszach. Wysterylizuj końcówkę SCI przed użyciem.</li>
	<li>Włącz komputer, aby uruchomić oprogramowanie. Naciśnij przycisk 1 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B), aby aktywować końcówkę impaktora do pozycji całkowicie wysuniętej (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A-1). 
	UWAGA: Funkcją przycisku 1 jest ręczne włączanie lub wyłączanie siłownika pneumatycznego.</li>
	<li>Umieść pojemnik w kształcie litery U za pomocą myszy na scenie (Rysunek 2B). Zamocuj stolik na miejscu, dokręcając skrzydełkowe mocowania (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>W strefie "SET ZERO LEVEL" (zielonej) ustaw poziom zerowy za pomocą czujnika laserowego mierzącego odległość do całkowicie wysuniętej końcówki tłoka, klikając przycisk "ROZPOCZNIJ CZYTANIE" (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A). Odległość zostanie pokazana w parametrze "Range" w tej strefie (Rysunek 3A). Kliknij przycisk "USTAW ZERO" (Rysunek 3A), a liczba w mm pojawi się w polu parametru "Zero" (np. 8,951 mm, pokazana w Rysunek 3A).</li>
	<li>Naciśnij przycisk 1 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B), aby wyjąć końcówkę impaktora (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B-1, oznaczony górną strzałką) i odblokować mocującą 1 (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B). Pociągnij do właściwej pozycji (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B-1, oznaczony boczną strzałką), aby odsunąć końcówkę od ścieżki wiązki laserowej i obróć o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby zablokować.</li>
	<li>Przesuń stolik, regulując przednie i boczne mikrosterowniki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C), aby skierować wiązkę lasera na środek odsłoniętego grzbietowego rdzenia kręgowego. Po ustaleniu miejsca urazu zmierz odległość tkanki, klikając przycisk "ROZPOCZNIJ CZYTANIE" w strefie "USTAW POZIOM URAZU" (niebieski) (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B i 3B-1).</li>
	<li>Powoli wyreguluj odległość między czujnikiem a rdzeniem kręgowym za pomocą pionowego mikrosterownika (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C), aby osiągnąć żądany parametr przemieszczenia (np. 0,500 mm, pokazany w polu parametru "Uraz") w strefie "USTAW POZIOM URAZU" (niebieski) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B).
	<ol>
		<li>Po osiągnięciu pożądanego przemieszczenia urazu zapisz odległość tkanki (np. 8,451 mm, pokazaną w polu parametru "Zakres") (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3B). Zdefiniuj pożądane przemieszczenie (Uraz) = odległość końcówki (Zero) - odległość tkanki (Zakres) (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3B). Po osiągnięciu pożądanego urazu (np. przemieszczenia tkanki o 0,500 mm) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B), kliknij przycisk "USTAW URAZ" w strefie "USTAW POZIOM URAZU", aby ustawić uraz.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obróć 1 o 90° w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aby odblokować, wepchnij końcówkę uderzenia z powrotem na trajektorię wiązki laserowej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3C-1, kierunek wskazany przez strzałkę) i zablokuj 1, obracając ją o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara.</li>
	<li>Kliknij przycisk Uruchom w czerwonej strefie "URUCHOM EKSPERYMENT" (Rysunek 3C), aby wykonać uderzenie. Pola parametrów pod tą strefą pokażą czas kontuzji (s), siłę (mV), prędkość (m/s) i przemieszczenie urazu (mm) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C).</li>
	<li>Po zarejestrowaniu i zapisaniu wszystkich danych dotyczących urazów, usuń rynnę w kształcie litery U za pomocą myszy ze sceny. Wizualnie potwierdź uszkodzenie rdzenia kręgowego pod mikroskopem chirurgicznym (<silna klasa="xfig">Ryc. 4C).</li>
	<li>Zszyj mięśnie przykręgosłupowe, powięź powierzchowną i skórę za pomocą ciągłego szwu z jedwabiu 3-0 (Henry Schein, 776-SK).</li>
	<li>Wstrzyknij zwierzęciu 1 ml 0,9% soli fizjologicznej podskórnie w celu nawodnienia i umieść je na podkładce o kontrolowanej temperaturze, aż do odzyskania pełnej świadomości. Umieść mysz w klatce z dostępnym jedzeniem i wodą.</li>
	<li>W przypadku opieki pooperacyjnej należy ręcznie odciągać pęcherz moczowy, aż do powrotu samoistnego opróżniania pęcherza. W przypadku analgezji należy wstrzyknąć buprenorfinę (0,05-2,0 mg/kg, SQ) 8-12 godzin/dobę przez 2 dni. Jeśli dojdzie do zakażenia pęcherza moczowego, należy wstrzyknąć Baytril (SQ, 5-10 mg/kg w 0,1 ml, 1 dawka dziennie) przez 7-10 dni. Jeśli dojdzie do zakażenia regionalnego/ogólnoustrojowego, należy wstrzykiwać gentamycynę (SQ, 5-8 mg/kg, rozcieńczoną w 1 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej, co 8-12 godzin) przez 4 dni.</li>
	<li>Usuń nici szwu po 14 dniach od SCI. </li>
	<li>W 42 dniu po urazie myszy zostaną złożone w ofierze przez perfuzję. Po odpowiednim znieczuleniu, jak 1,2, zostaną one perfuzjone 30 ml (0,01 M) soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i 30 ml 4% paraformaldehydu w 0,01 M PBS. Jeden centymetr rdzenia kręgowego, w tym epicentrum zmiany, zostanie pobrany i przetworzony w celu przekroju i analizy histologicznej.</li>
</ol>

<ol><li>Young, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+models%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion models.</a> Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).</li>
<li>Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+in+the+rat%3A+behavioral+analysis+of+functional+neurologic+impairment%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment.</a> Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).</li>
<li>Gruner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+monitored+contusion+model+of+spinal+cord+injury+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).</li>
<li>Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+modeling+of+spinal+cord+injury%3A+Characterization+of+a+force-defined+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device.</a> J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).</li>
<li>Stokes, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+spinal+cord+injury%3A+a+dynamic+and+verifiable+injury+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device.</a> J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).</li>
<li>Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYoung%2C+W+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).</li>
<li>Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJakeman%2C+LB+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).</li>
<li>Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aScheff%2C+S+%22Animal+Models+of+Acute+Neurological+Injuries%22">Animal Models of Acute Neurological Injuries</a>. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).</li>
<li>Sances, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6373138">The biomechanics of spinal injuries.</a> Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+contusion+based+on+precise+vertebral+stabilization+and+tissue+displacement+measured+by+combined+assessment+to+discriminate+small+functional+differences%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences.</a> J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).</li>
<li>Walker, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+vertebral+stabilization+method+for+producing+contusive+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury.</a> J. Vis. Exp. (95), (2015).</li>
<li>Allen, A. R. <a target="_blank" href="http://jamanetwork.com/journals/jama/article-abstract/448138">Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report.</a> J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).</li>
<li>Jakeman, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+spinal+cord+injury+produced+by+controlled+contusion+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse.</a> J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).</li>
<li>Rivlin, A. S., Tator, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+duration+of+acute+spinal+cord+compression+in+a+new+acute+cord+injury+model+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surg.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat.</a> Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).</li>
<li>Zhang, Y. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+cervical+laceration+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Controlled cervical laceration injury in mice.</a> J. Vis. Exp. (75), (2013).</li>
<li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+controlled+spinal+cord+contusion+for+the+rhesus+macaque+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey.</a> Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).</li>
</ol>

Christopher B. Shields, M.D. jest właścicielem Louisville Injury System Apparatus (LISA) produkowanego przez Louisville Impactor System, LLC.

W 1911 roku Allen opisał pierwszy model spadku masy ciała wykorzystujący stały ciężar do wywoływania urazów na odsłoniętych rdzeniach kręgowych psów. Podobne modele spadku masy zostały opracowane w oparciu o model Allena, w tym impaktor NYU/MASCIS 3,6,13,14. Oprócz modelu spadku masy stworzono inne urządzenia SCI. Model OSU/ESCID 5,7 wykorzystuje mechanizm przemieszczenia tkanki do kontrolowania ciężkości urazu, a model IH 4,8 wykorzystuje siłę do stworzenia stopniowanego SCI. W tych systemach stabilizację kręgów uzyskuje się poprzez zaciśnięcie wyrostków kolczystych rostralnych i ogonowych do miejsca urazu. Urządzenia te wykorzystują niskie prędkości obrażeń, w szczególności 0,33 - 0,9 m/s (NYU/MASCIS), 0,148 m/s (OSU/ESCID) i 0,13 m/s (IH). Stabilizacja wyrostków kolczystych rostralnych i ogonowych może powodować elastyczność kręgosłupa i ruch kręgosłupa podczas uderzenia, co może wpłynąć na dokładność urazu.
Metoda LISA ma na celu przezwyciężenie niedociągnięć istniejących modeli, szczególnie w odniesieniu do niestabilności kręgosłupa i niskiej prędkości urazów. Metoda ta wykorzystuje obustronną stabilizację fasetową i pozwala uniknąć artefaktów ruchowych związanych z urazem. To urządzenie wykorzystuje dużą prędkość uderzenia, którą można ustawić w zakresie 0,5-2 m/s11,15. Czujnik laserowy jest bardziej zaawansowany niż wibrator Ling zastosowany w modelu ESCID i precyzyjnie mierzy odległość od powierzchni rdzenia kręgowego bez konieczności kontaktu z tkanką. Model został pierwotnie opracowany w celu wytworzenia SCI u szczura, a obecnie został przystosowany do wytwarzania SCI u myszy i naczelnych16 z modyfikacjami.
Stabilizacja kręgosłupa zmniejsza zmienność we wszystkich eksperymentalnych metodach SCI, szczególnie w modelach przemieszczenia tkanek. Laserowy czujnik odległości określa wielkość przemieszczenia tkanki rdzenia kręgowego podczas ruchów oddechowych. Ważne jest, aby punkt rdzenia kręgowego, na którym skupia się laser, był identyczny z punktem, w który uderzył impaktor. Ten krok jest wykonywany podczas etapu kalibracji (rysunek 3), gdy końcówka impaktora i wiązka laserowa są wyrównane. Potencjalną słabością tego modelu jest to, że wielkość przemieszczenia tkanki jest mierzona od powierzchni opony twardej. Chociaż grubość opony twardej stanowi znikomą różnicę między zwierzętami, znaczna zmienność może występować w przestrzeni podpajęczynówkowej wypełnionej płynem mózgowo-rdzeniowym (CSF). Zmienność wyników urazu może wystąpić w przypadku bardzo łagodnego urazu spowodowanego stłuczeniem przy użyciu małego przemieszczenia tkanki. Ogólnie rzecz biorąc, konsystencja urazu zależy głównie od dokładności przemieszczenia tkanki, a także od prędkości i czasu kontaktu tłoka z tkanką.
Zakres przemieszczenia tkanki jest szeroki (dokładność: 0-10 ± 0,005 mm). Na podstawie wcześniejszych danych pilotażowych i opublikowanych informacji na gryzoniach i naczelnych innych niż ludzie, przemieszczenie 20% przednio-tylnej średnicy SC powoduje łagodne SCI, przemieszczenie 30-40% powoduje umiarkowane SCI, a przemieszczenie >50% powoduje ciężkie SCI przy prędkości 1 m/s. Będą niewielkie różnice w zależności od gatunku zwierząt. Czas przebywania można regulować w zakresie od 0 do 5 s za pomocą przekaźnika czasowego. W naszym badaniu czas przebywania ustalono na 300 ms. Można to łatwo dostosować, aby odtworzyć czasy przebywania innych urządzeń SCI, w tym modeli NYU i IH.
Podsumowując, opracowaliśmy oparty na przemieszczeniu model stłuczonego rdzenia kręgowego u dorosłych myszy. Model wykorzystuje stabilizator w kształcie litery U do stabilizacji obustronnych fasetek kręgosłupa, unikając artefaktów ruchu rdzenia związanego z laserowym pomiarem powierzchni rdzenia. Model ten może powodować urazy sznura o dużej prędkości od 0,5 do 2 m/s. Czujnik laserowy jest dokładniejszy niż konwencjonalna metoda określania prędkości i odległości od powierzchni uderzenia. Model może powodować urazy rdzenia kręgowego na wszystkich poziomach, od łagodnych do ciężkich. Po zmodyfikowaniu urządzenie to może również powodować obrażenia u szczurów i dużych zwierząt, takich jak naczelne inne niż ludzie.

Najczęstszym urazem rdzenia kręgowego (SCI) występującym u ludzi jest kontuzjujący SCI1. Aby zbadać mechanizmy urazu i różne strategie terapeutyczne po SCI, potrzebny jest precyzyjny, spójny i powtarzalny model kontuzji SCI u gryzoni.
Wiele modeli urazów rdzenia kręgowego z różnymi mechanizmami powodującymi urazy zostało wykorzystanych w eksperymentalnych badaniach SCI2,3,4,5,6. Trzy modele SCI oparte na spadku masy ciała - w szczególności oparty na spadku masy ciała New York University (NYU)/ Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) impactor3,6, Ohio State University (OSU) impactor/elektromagnetyczne urządzenie SCI (ESCID)5,7, oraz impaktor Infinite Horizon (IH)4,8 – są powszechnie akceptowane w dziedzinie badań nad SCI. Impaktor NYU/MASCIS lub jego odpowiednik powoduje obrażenia poprzez upuszczenie stałego ciężaru z różnych wysokości na docelowy rdzeń kręgowy, co powoduje wielokrotne nasilenie urazu3,6. OSU/ESCID powoduje uraz poprzez wywołanie przemieszczenia tkanki5,7. Impaktor IH powoduje obrażenia poprzez przyłożenie różnych sił do rdzenia kręgowego4,8. Każdy impaktor wykorzystuje inną prędkość, co jest ważnym parametrem wpływającym na wyniki urazów. Aparat NYU/MASCIS generuje prędkości w zakresie od 0,33 do 0,9 m/s. Urządzenie IH ma maksymalną prędkość 0,13 m/s4. Impaktor OSU/ESCID ma stałą prędkość 0,148 m/s5. Warto zauważyć, że prędkości tych modeli są niższe niż te obserwowane w prędkościach klinicznych, które zwykle przekraczają 1,0 m/s9.
Tutaj wprowadzamy nowatorskie urządzenie SCI oparte na przemieszczeniu, zwane Louisville Injury System Apparatus (LISA), do wytwarzania SCI u myszy o dużej prędkości uderzenia10. System ten zawiera stabilizator kręgów, który mocno stabilizuje kręg w miejscu urazu, umożliwiając wytwarzanie stałego, powtarzalnego SCI. Czujnik laserowy urządzenia zapewnia precyzyjne określenie przemieszczenia tkanki i wynikającego z niego nasilenia SCI. Prędkość tłoka w miejscu styku z rdzeniem kręgowym można regulować w zakresie od 0,5 do 2 m/s. Te parametry urazu ściśle odwzorowują urazowe SCI obserwowane klinicznie.

<table><tbody><tr><td>Ketamina (7,2 mg / ml) / Ksylazyna (0,475 mg / ml) / Acepromazyna</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598 / 07-869-7632 / 07-808-1947</td><td>Środek znieczulający</td></tr><tr><td>Buprenorfina (0,03 mg / ml)</td> <td>Patterson Veterinary</td><td>07-891-9756</td><td>Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-844-7425</td><td>Antybiotyk</td></tr><tr><td>Purdue Products Betadine Peelrical Scrub</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td>do sterylizacji skóry</td></tr><tr><td>Gąbki z gazy Dukal</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-415-490</td><td>do sterylizacji skóry</td></tr><tr><td>Decon Ethanol 200 Proof</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-450</td><td>do sterylizacji skóry</td></tr><tr><td>1 mL NORM-JECT</td><td>HENKE SASS WOLF</td><td>D-78532</td><td>do znieczulenia/uśmierzania bólu/antybiotyku do wstrzykiwań</td></tr><tr><td>10 ml Strzykawka</td><td>TERUMO</td><td>REF SS-10L</td><td>do wstrzykiwań soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Maść do oczu ze sztucznymi łzami</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-870-5261</td><td>prowanewne oczy z suchej</td></tr><tr><td>maści antybiotykowej</td><td>Webster Veterinary</td><td>07-877-0876</td><td>operacja prowansalska odcięta od infekcji</td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher Scientific</td><td>1006015</td><td>zatrzymać krwawienie</td></tr><tr><td>Sterylizator narzędzi</td><td>Narzędzia do</td> nauki<td>18000-50</td><td>do sterylizacji narzędzia chirurgicznego</td></tr><tr><td>Drobne kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11223-20</td><td>tkanka chwytająca</td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>cięcie skóry</td></tr><tr><td>Ostrze skalpela #15</td><td>Fisher Scientific</td><td>10015-00</td><td>cięcie skóry</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13004-14</td><td>zatrzymanie krwawienia</td></tr><tr><td>Rongeur</td><td>Fine Science Tools</td><td>16021-14</td><td>laminektomia</td></tr><tr><td>Retraktor Agricola</td><td>Fine Science Tools</td><td>17005-04</td><td>utrzymuj otwarty widok operacji</td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14040-10</td><td>do mięśni oddzielonych od kręgosłupa</td></tr><tr><td>Sterylne szwy</td><td>Fine Science Tools</td><td>12051-10</td><td>zamknięcie skóry</td></tr><tr><td>Mysz Stabilizator kręgów</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Ustabilizuj i odsłoń kręg</td></tr><tr><td>LISA</td><td>Louisville Impactor System</td><td>N/A</td><td>Wywołaj eksperymentalne uszkodzenie rdzenia kręgowego u myszy</td></tr></tbody></table>

model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Wytwarzanie spójnego i powtarzalnego urazu, w którym dochodzi do uszkodzenia rdzenia kręgowego (SCI), jest kluczowe dla zminimalizowania różnic behawioralnych i histologicznych między zwierzętami doświadczalnymi. Opracowano kilka modeli stłuczeń SCI w celu wywołania urazów przy użyciu różnych mechanizmów. Nasilenie SCI zależy od wysokości, na jaką upuszczony jest dany ciężar, siły urazu lub przemieszczenia rdzenia kręgowego. W obecnym badaniu wprowadzamy nowatorskie urządzenie do stłuczenia SCI u myszy, impaktor Louisville Injury System Apparatus (LISA), który może wytworzyć SCI oparte na przemieszczeniu o dużej prędkości i dokładności urazu. System ten wykorzystuje laserowe czujniki odległości w połączeniu z zaawansowanym oprogramowaniem w celu uzyskania stopniowanych i wysoce powtarzalnych urazów. Przeprowadziliśmy stłuczone SCI na 10.poziomie kręgu piersiowego (T10) u myszy, aby zademonstrować procedurę krok po kroku. Model może być również stosowany na poziomie kręgosłupa szyjnego i lędźwiowego.

Urządzenie to składa się z pięciu głównych komponentów: (1) korpusu z końcówką uderzeniową (Rycina 1C), (2) komputera z oprogramowaniem (Rycina 1B), (3) skrzynki sterowania elektrycznego (Rycina 1B), (4) stabilizatora kręgów (Rycina 2A) oraz (5) sprężonego powietrza dla pneumatycznego systemu sterowania (Rycina 1A). Aby wywołać precyzyjne przemieszczenie tkanek, system wykorzystuje czujnik laserowy do pomiaru odległości między całkowicie wysuniętą końcówką tłoka a docelową powierzchnią grzbietową rdzenia kręgowego. Oprogramowanie uwzględnia 4-mm grubość końcówki ze względu na to, że wiązka lasera dociera jedynie do powierzchni odbijającej uderzacza (Rycina 2B oraz Rycina 3A-1). Końcówkę tłoka można umieścić w dwóch pozycjach: (1) na drodze wiązki lasera (Rycina 3A-1) lub (2) w pozycji bocznej, poza drogą wiązki lasera (Rycina 3B-1). Gdy tłok znajduje się na drodze wiązki lasera (Rycina 3A-1), system mierzy odległość od końcówki uderzacza i monitoruje prędkość końcówki uderzacza podczas ruchu wysuwania i cofania. Gdy tłok znajduje się w pozycji bocznej poza drogą wiązki lasera (Rycina 3B-1), mierzona jest odległość między laserem a rdzeniem kręgowym.
Stabilizacja kręgu T10 przy użyciu naszego stabilizatora kręgów jest integralnym elementem procedury (Rycina 2A)10,11. Niezawodność pomiarów odległości za pomocą czujnika laserowego zależy od stabilności celu, który może ulec zniekształceniu w przypadku wystąpienia ruchu. Aby określić dokładność i spójność tego systemu, 8 myszy poddano urazom z przesunięciem o 0,5 mm. Zwierzęta te wykazały zmienność przesunięcia na poziomie ± 0,001 mm (± SD), co wskazuje na wysoką dokładność i powtarzalność systemu. Rycina 4 przedstawia unieruchomione kręgi docelowe w stabilizatorze (Rycina 4A) oraz odsłonięty rdzeń kręgowy na poziomie T10 przed (Rycina 4B) i po (Rycina 4C) stłuczeniu pod mikroskopem chirurgicznym.
Ciśnienie sprężonego powietrza kontroluje prędkość impaktora w momencie urazu. Nasze dane wykazują, że prędkość uderzenia wynosi 0.81 ± 0.0345 m/s (średnia ± SD) przy ciśnieniu 138 kPa. Pokrętło (Rycina 1B) na skrzynce elektrycznej kontroluje czas kontaktu końcówki ze sznurkiem (czas przebywania) po urazie i można go regulować w zakresie od 0 do 5 000 ms. Czas przebywania końcówki w większości eksperymentów jest ustawiony na 0.32 ± 0.0147 s (średnia ± SD) (Rycina 5). Przy użyciu tego urządzenia u dorosłych myszy można wywołać kontuzyjne urazy o różnym stopniu nasilenia, z przemieszczeniem tkanek wynoszącym 0 mm (grupa kontrolna sham), 0.2 mm (uraz lekki), 0.5 mm (uraz umiarkowany) oraz 0.8 mm (uraz ciężki) (Rycina 6).
<img alt="System impaktora z sprężonym powietrzem; interfejs sterowania, czujnik laserowy; schemat układu eksperymentalnego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Aparatura Louisville Injury System (LISA). (A) System składa się z impaktora, systemu sterowania oraz źródła sprężonego powietrza. (B) System sterowania obejmuje skrzynkę sterującą i komputer przenośny. Oprogramowanie oraz przyciski sterujące skrzynki pozwalają użytkownikowi na ustalenie parametrów urazu. (C) Czujnik laserowy jest kluczowym elementem urządzenia i mierzy pozycję celu urazu, odległość od rdzenia kręgowego do czujnika oraz prędkość urazu. Szybki ruch w dół i w górę końcówki impaktora jest napędzany sprężonym powietrzem. Lokalizacja urazu oraz stopień przemieszczenia tkanki są regulowane za pomocą mikronapędów, które sterują ruchem w trzech wymiarach. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Układ do operacji stereotaktycznej z wyrównaniem laserowym dla precyzyjnego pozycjonowania czaszki w badaniach nad gryzoniami." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Stabilizator i uchwyt dla myszy. (A) Stabilizator kręgosłupa składa się z rynny w kształcie litery U i dwóch metalowych ramion służących do unieruchomienia kręgów myszy. (B) Następnie stabilizator jest montowany na urządzeniu do zadawania urazu (impactor). Czerwona linia wskazuje ścieżkę wiązki lasera. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Konfiguracja systemu Louisville Impactor do pomiaru urazu; etapy odczytu danych od A do C widoczne w interfejsie oprogramowania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Metoda wywoływania kontuzyjnego SCI. (A-C) Przedstawiono graficzny interfejs użytkownika (GUI) z trzema parametrami/strefami urazu. (A, A-1) Zielona strefa (SET ZERO LEVEL) służy do kalibracji odległości końcówki tłoka. Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. (B, B-1) Niebieska strefa jest wykorzystywana do ustawienia poziomu urazu (SET INJURY LEVEL). Impaktor zostaje uniesiony i przesunięty bocznie w prawą stronę, aby umożliwić wiązce lasera dotarcie do powierzchni grzbietowej rdzenia kręgowego w celu ustawienia poziomu zero. Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. (C, C-1) Przed uderzeniem końcówka zostaje przesunięta z powrotem na drogę wiązki lasera w celu wykonania urazu (RUN). Parametry urazu znajdują się w czerwonej strefie (RUN EXPERIMENT). Czerwona linia wskazuje drogę wiązki lasera. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Dekompresja rdzenia kręgowego; kręgi T9-T11, mikroskopia chirurgiczna, procedura ortopedyczna, badanie medyczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Ekspozycja i ocena urazu. (A) Metalowe ramiona stabilizatora kręgosłupa stabilizują kręg T10. (B) Laminektomia T10 w celu odsłonięcia rdzenia kręgowego, z wyraźnie widocznymi naczyniami grzbietowymi. (C) Stłuczenie wywołane uderzeniem (strzałka) na powierzchni grzbietowej rdzenia kręgowego potwierdza uraz. Pasek skali = 2 mm. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres danych równowagi statycznej z zmiennymi przemieszczenia, prędkości i czasu przebywania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig5.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Parametry urazu. Spójne parametry urazu obejmują przemieszczenie tkanki (mm), prędkość urazu (m/s) oraz czas przebywania końcówki (s). N = 8, średnia ± SD. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Tkanka mózgowa barwiona fioletem krezylowym i eozyną, schemat, analiza zmienności grubości, badanie histologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54988/54988fig6.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Ocena histologiczna. Reprezentatywne przekroje poprzeczne rdzeni kręgowych, barwione fioletem krezylowym i eozyną, wykazują obrażenia zależne od stopnia przemieszczenia po (A) zabiegu pozorowanym (0 mm), (B) lekkim stłuczeniu (0.2 mm), (C) umiarkowanym stłuczeniu (0.5 mm) oraz (D) ciężkim stłuczeniu (0.8 mm) rdzenia kręgowego na poziomie T10 przy użyciu urządzenia LISA. Zdjęcia wykonano w centrum urazu. Pasek skali = 500 µm. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54988/54988fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Wprowadzamy model uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanki, który może powodować stałe uszkodzenie rdzenia kręgowego u dorosłych myszy.

Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Ogólnym celem tego filmu jest wprowadzenie nowego modelu urazowego rdzenia kręgowego opartego na przemieszczeniu tkanek, który może powodować spójne kontuzjowane uszkodzenie rdzenia kręgowego u dorosłych myszy. Ten model kontuzji może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie eksperymentalnych urazów rdzenia kręgowego. Główną zaletą tej techniki jest to, że powoduje ona bardzo konsekwentne uszkodzenie rdzenia kręgowego.Implikacje tej techniki rozszerzyły się na terapię urazów rdzenia kręgowego, ponieważ model ten zapewnia wiarygodne i powtarzalne narzędzia do badania mechanizmów urazów i skutków eksperymentalnych terapii. Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które są nowe w tej metodzie, będą miały trudności, ponieważ nie są zaznajomione z nowym impaktorem. Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ kilka kroków jest trudnych do nauczenia się ze względu na operacje ręczne i programowe.Zacznij od przyniesienia narzędzi chirurgicznych w autoklawie i metalowego stabilizatora kręgosłupa na czysty stół operacyjny. Podgrzej poduszkę grzewczą do 37 stopni Celsjusza. Następnie umieść poduszkę grzewczą na stole operacyjnym i przykryj sterylnymi obłożami chirurgicznymi.Do tego badania wykorzystano 10-tygodniową samicę C57BL6J myszy. Po podaniu dootrzewnowego wstrzyknięcia ketaminy i ksylazyny należy sprawdzić, czy poziom znieczulenia jest odpowiedni pod kątem braku jakiejkolwiek odpowiedzi na stymulację nocycepcji wywołaną szczypnięciem łapy. Buprenorfinę, środek przeciwbólowy i karprofen, niesteroidowy lek przeciwzapalny, podawać podskórnie.Użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia, aby ogolić włosy nad odcinkiem piersiowo-lędźwiowym kręgosłupa. Peeluj skórę roztworem betadyny i chusteczkami nasączonymi 70% alkoholem. Nałóż maść okulistyczną na rogówkę, aby chronić oczy przed wysuszeniem.Po wykonaniu 1,5-centymetrowego nacięcia skóry w linii środkowej na grzbiecie zwierzęcia nad blaszkami kręgów piersiowych od dziewiątej do jedenastej, wypchnij podskórną tkankę tłuszczową rostrally. Za pomocą cienkich nożyczek, cienkich kleszczy i retraktora agricola wypreparuj mięśnie przykręgosłupowe z dala od wyrostków kolczystych i blaszek w kierunku bocznych fascetów po każdej stronie. Umieść mysz na pojemniku stabilizatora w kształcie litery U, zaciśnij ramiona ze stali nierdzewnej pod odsłoniętymi ściankami kręgu t10 obustronnie i dokręć ramiona za pomocą przymocowanych do nich skrzydełkowych.Użyj mikro rongeur, aby usunąć wyrostek kolczysty t10 i blaszkę, która odsłania model opony twardej nad rdzeniem kręgowym. Umieść pojemnik w kształcie litery U z myszą na stoliku impaktora i zamocuj stolik na miejscu, dokręcając skrzydełkowe mocowania. Aby ustawić impaktor, najpierw przekręć pokrętło regulatora ciśnienia na zbiorniku azotu, aby ustawić sprężony azot na 20 funtów na cal kwadratowy lub 138 kilopaskali do badania.Wysterylizuj końcówkę udarową o pojemności 1,2 mililitra 70% alkoholem. Następnie otwórz pakiet oprogramowania na komputerze. Naciśnij przycisk na jednym ze skrzynek sterowniczych, aby aktywować końcówkę impaktora do całkowicie wysuniętej pozycji.Na ekranie komputera, w obszarze Ustaw poziom zerowy, kliknij przycisk rozpocznij czytanie, aby zmierzyć odległość do całkowicie wysuniętej końcówki tłoka. Odległość będzie pokazana jako parametr zasięgu w tej strefie. Następnie kliknij ustaw zero, a liczba w mililitrach pojawi się w polu parametru zero.Następnie naciśnij pierwszy przycisk na skrzynce sterowniczej, aby wyjąć końcówkę impaktora. Następnie odblokuj mocującą, pociągnij, aby odsunąć końcówkę od ścieżki wiązki laserowej i obróć o 90 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby zablokować. Teraz przesuń stopień montażowy, regulując przednie i boczne mikrosterowniki, aby skierować wiązkę laserową na środek odsłoniętego grzbietowego rdzenia kręgowego.Po wyznaczeniu miejsca urazu zmierz odległość tkanki, klikając przycisk rozpoczęcia czytania pod ustawionym poziomem urazu. Użyj pionowego mikrosterownika, aby powoli dostosować odległość między czujnikiem a rdzeniem kręgowym, aż do osiągnięcia żądanego parametru przemieszczenia. Jest to poniżej ustawionego poziomu kontuzji w polu parametru urazu.Po osiągnięciu pożądanego przemieszczenia urazu zapisz odległość tkanki pokazaną w polu parametru zakresu, a następnie zdefiniuj żądane przemieszczenie lub uraz, odejmując odległość lub zakres tkanki od odległości końcówki od zera. Następnie kliknij ustaw kontuzję w obszarze ustaw poziom kontuzji. Następnie odblokuj, obracając ją o 90 stopni w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.Wciśnij końcówkę udarową z powrotem w trajektorię wiązki laserowej i zablokuj, obracając ją o 90 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, kliknij przycisk uruchamiania w obszarze uruchom eksperyment, aby wykonać uderzenie. Pola parametrów pokażą czas urazu w sekundach, siłę w mikrowoltach, prędkość w metrach na sekundę i przemieszczenie urazu w milimetrach. Po zarejestrowaniu i zapisaniu wszystkich danych dotyczących urazów, usuń rynnę w kształcie litery U za pomocą myszy ze sceny.Następnie potwierdź wizualnie uraz rdzenia kręgowego pod mikroskopem operacyjnym. Po zszyciu nacięcia warstwami wstrzyknij zwierzęciu jeden milimetr 0,9% soli fizjologicznej podskórnie w celu nawodnienia i umieść je na podkładce o kontrolowanej temperaturze, aż odzyskasz przytomność. Następnie umieść mysz w czystej klatce z łatwo dostępną wodą i jedzeniem.Dane te pokazują niespójne parametry urazu, pokazują, że impaktor może powodować wiarygodne i powtarzalne obrażenia. Ten reprezentatywny przekrój poprzeczny wybarwiony fioletem krezylo-eozyną pokazuje obszar t10 rdzenia kręgowego po pozorowanym urazie z przemieszczeniem 0 milimetrów. Ten obraz przedstawia epicentrum łagodnego stłuczenia rdzenia kręgowego w t10, przy użyciu urządzenia z przemieszczeniem 0,2 milimetra.Ten umiarkowany uraz został osiągnięty przy użyciu przemieszczenia o 0,5 milimetra. Wreszcie, ten poważny uraz jest wynikiem przemieszczenia o 0,8 milimetra. Obrazy te pokazują, że ten nowatorski impaktor może powodować stopniowane uszkodzenia spowodowane kontuzjami.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w 30 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Próbując wykonać tę procedurę, należy pamiętać o ustawieniu zera dla końcówki impaktora w docelowych odcinkach rdzenia kręgowego. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się urazami rdzenia kręgowego do zbadania mechanizmów i terapii u myszy, szczurów i naczelnych.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak używać tego impaktora do spowodowania kontuzji rdzenia kręgowego.

a-tissue-displacement-based-contusive-spinal-cord-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano niezawodną i powtarzalną metodę wywoływania jednostronnego urazu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym przy użyciu impaktora Infinite Horizon. Metoda ta wykorzystuje specjalnie zaprojektowaną ramę i zacisk do stabilizacji kręgosłupa. Standaryzowana procedura oraz biomechaniczne parametry urazu pozwalają na uzyskanie wystarczających i trwałych obrażeń.

Model kontuzyjny jednostronnego urazu rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym z wykorzystaniem urządzenia Infinite Horizon Impactor

Źródło: Elzat, E. Y. Y.,  i wsp., Ustalanie modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną. J. Vis. Exp. (2022). Ten film przedstawia metodę wywoływania kontuzji rdzenia kręgowego na poziomie T9 w modelu mysim przy użyciu platformy współosiowej urazu rdzenia kręgowego. Na rdzeń kręgowy na poziomie T9 upuszczany jest ciężar, który tworzy stłuczenie, które natychmiast powoduje przebarwienie i obrzęk tkanek.

Wywoływanie stłuczenia rdzenia kręgowego w modelu mysim za pomocą platformy koncentrycznej po urazie rdzenia kręgowego

Źródło: Kumar, S., et. al. Mysi model odleżyn po urazie rdzenia kręgowego. J. Vis. Exp. (2019)Ten film pokazuje szczegółową indukcję uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy. Znieczulona mysz jest preparowana w celu odsłonięcia kręgów T9-T10, a ich wyrostki kolczyste są usuwane. Odsłonięty rdzeń kręgowy jest następnie przecięty w celu zadania urazu. Obszar chirurgiczny jest następnie zamykany, a mysz może dojść do siebie.

Generowanie modelu myszy z urazem rdzenia kręgowego

Opisano nowatorską technikę tworzenia powtarzalnego modelu in vivo uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u myszy.  Technika ta opiera się na stabilizacji kręgosłupa poprzez unieruchomienie fasetek szyjnych i uszkodzenie rdzenia kręgowego za pomocą oscylującego ostrza z dokładnością do ±0,01 mm.

Kontrolowane uszkodzenie szyjki macicy u myszy

Uraz rdzenia kręgowego to traumatyczny stan, który powoduje ciężką zachorowalność i wysoką śmiertelność. W niniejszej pracy szczegółowo opisano model kontuzji rdzenia kręgowego u myszy, po którym następuje przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych.

Przeszczepienie nerwowych komórek macierzystych w eksperymentalnym modelu kontuzyjnym uszkodzenia rdzenia kręgowego

Modele urazów rdzenia kręgowego powinny być wysoce powtarzalne. Pokazujemy, że skalibrowany model ucisku rdzenia kręgowego za pomocą kleszczy jest łatwą w użyciu metodą chirurgiczną do generowania powtarzalnych urazów mysiego rdzenia kręgowego.

Skalibrowany model ucisku rdzenia kręgowego

Ten artykuł opisuje metodę generowania powtarzalnego uszkodzenia kompresyjnego rdzenia kręgowego (SCI) u noworodka myszy. Model ten stanowi korzystną platformę do badania mechanizmów plastyczności adaptacyjnej, które leżą u podstaw spontanicznej odbudowy funkcjonalnej.

Model urazu kompresyjnego rdzenia kręgowego u noworodków myszy

Ten protokół opisuje, jak stworzyć precyzyjną laminektomię do indukcji stabilnego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection w modelu mysim, z minimalnymi szkodami ubocznymi dla badań nad uszkodzeniem rdzenia kręgowego.

Indukcja całkowitego uszkodzenia rdzenia kręgowego typu transsection u myszy

Minimalnie inwazyjne techniki i proste urządzenie laboratoryjne poprawiają odtwarzalność modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego, zmniejszając uszkodzenia operacyjne u zwierząt doświadczalnych i umożliwiając utrzymanie anatomicznej morfologii. Metoda ta jest opłacalna, ponieważ wiarygodne wyniki i powtarzalna procedura ułatwiają badanie mechanizmów naprawy choroby.

Ustalenie modelu urazu rdzenia kręgowego stłuczenia u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną

Obecny protokół symulujący zespół centralnego rdzenia kręgowego (CCS) u myszy poprawił powtarzalność i zminimalizował uszkodzenia operacyjne zwierząt doświadczalnych, unikając nadmiernego naruszania struktury anatomicznej. Strategia zawarta w tym badaniu jest korzystna, ponieważ pozwala na badanie mechanizmów urazów poprzez uzyskanie spójnych wyników.

Opracowanie modelu zespołu rdzenia kręgowego u myszy C57BL/6J

Prezentujemy tutaj nowatorskie zautomatyzowane urządzenie do leczenia urazów rdzenia kręgowego dla myszy, które może dokładnie tworzyć modele urazów rdzenia kręgowego w różnym stopniu.

Zautomatyzowany impaktor do modelu kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

Poznaj model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy. Ta metoda zapewnia powtarzalne i spójne wyniki, umożliwiając badanie mechanizmów urazów oraz testowanie terapii eksperymentalnych.

Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

Przeglądaj więcej filmów