Name: Analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 poddanych eksperymentalnemu autoimmunologicznemu zapaleniu mózgu i rdzenia wywołanemu MOG35-55 (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 2 s
Description: Poznaj analizę kinematyczną chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 z eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia wywołanym MOG35-55. Ta metoda pozwala obiektywnie ocenić deficyty motoryczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Chcielibyśmy podziękować Sidowi Chedrawe'owi za jego pomoc techniczną przy filmowaniu. Praca ta była finansowana przez Kanadyjskie Towarzystwo Stwardnienia Rozsianego (EGID 2983).

Niniejszy protokół jest zgodny z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (Canadian Council on Animal Care) i został zatwierdzony przez Komitet ds. Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Dalhousie.
1. Przygotowanie markerów odblaskowych:
<ol>
	<li>Za pomocą dziurkacza ręcznego wyciąć z arkusza papieru refleksyjnego odpowiednią liczbę małych kółek. Dla każdego zwierzęcia wymagane jest 5 markerów na jedno nagranie: dwa duże i trzy małe markery.</li>
	<li>Przy użyciu precyzyjnych nożyczek wykonać proste cięcie od obwodu koła do jego środka.</li>
	<li>Zdjąć papierowe podłoże markera, aby odsłonić powierzchnię klejącą. Używając precyzyjnej pęsety, mocno chwycić marker i zwinąć go palcem, nadając mu kształt stożka. Aby przygotować mały marker, należy ciasno zwinąć stożek; aby przygotować duży marker, należy zwinąć stożek luźno.</li>
	<li>Za pomocą ręcznego pistoletu z klejem wypełnić wnętrze stożkowego markera klejem, trzymając wierzchołek stożka pęsetą, a następnie przykleić marker do płaskiego kawałka tektury. Klej zapobiegnie zapadaniu się i wyginaniu markera podczas nagrywania, co zapewni optymalne odbicie światła. Po wyschnięciu kleju (około 10 min) usunąć marker z tektury za pomocą skalpela (Rycina 1A).</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierzęcia do rejestracji
<ol>
	<li>Zanurz mysz w narkozie za pomocą gazu izofluranowego (2,5%; 2 litry/min O2), umieszczając ją w komorze indukcyjnej. Po utracie przytomności przez mysz, należy przenieść ją do stożka nosowego umieszczonego na recyrkulacyjnym podgrzewaczu wodnym. Celem znieczulenia jest unieruchomienie myszy w celu umieszczenia markerów; procedura ta jest bezbolesna. W związku z tym nie ma potrzeby oceny głębokości anestezji.</li>
	<li>Nanieś miejscowy smar do oczu na oba oczy.</li>
	<li>Ogól wybraną kończynę tylną za pomocą trymera elektrycznego. Zacznij od kostki i kontynuuj aż do kręgosłupa i dolnej części żeber; upewnij się, że nie pozostała żadna sierść, ponieważ upośledzi to przyleganie markerów. 
	Uwaga: W tym przypadku rejestrowano prawą kończynę tylną, jednak można wykorzystać dowolną kończynę tylną.</li>
	<li>Używając permanentnego markera, zaznacz miejsce grzebieni kości biodrowej oraz stawu biodrowego. Grzebień kości biodrowej znajduje się tuż poniżej dolnej krawędzi żeber i jest łatwo wyczuwalny po złączeniu kolan pod ciałem myszy. 
	Uwaga: Staw biodrowy można zlokalizować, zginając i prostując nogę, aby znaleźć punkt artykulacji między miednicą a kością udową.</li>
	<li>Używając precyzyjnej pincety, chwyć za ostry koniec małego markera i zanurz jego podstawę w szybko schnącym kleju lub jego równoważnym zamienniku. Umieść marker na czubku czwartego palca i przytrzymaj przez 2-3 s, aby klej wyschł. W ten sam sposób umieść dwa pozostałe małe markery na stawie śróstopno-paliczkowym oraz na kostce (Rysunek 1B).</li>
	<li>Umieść duże markery na grzebieniu kości biodrowej oraz stawie biodrowym (Rysunek 1B) w ten sam sposób, co w przypadku małych markerów.</li>
	<li>Wyjmij mysz ze stożka nosowego i natychmiast przenieś ją do pomieszczenia rejestracyjnego za pomocą klatki transportowej. Umieść mysz na stacjonarnym bieżni i odczekaj do pełnego wybudzenia z narkozy.</li>
</ol>
3. Rejestracja chodu
<ol>
	<li>Przed rejestracją chodu myszy należy wykonać zdjęcie bloku kalibracyjnego o znanych wymiarach, umieszczonego na bieżni. 
	Uwaga: pozwoli to na przeliczenie pikseli w filmie na rzeczywiste pomiary. Kamerę należy umieścić w odległości około 120 cm od bieżni.
	<ol>
		<li>Ustaw kamerę na tej samej wysokości i poziomie co bieżnia. Zachowaj tę samą pozycję kamery podczas nagrań następujących po wykonaniu obrazu kalibracyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy mysz całkowicie wybudzi się z narkozy, ustaw bieżnię na niską prędkość (5 cm/s), aby zwierzę mogło zacząć iść. Upewnij się, że kierunek ruchu taśmy bieżni jest taki, aby markery na myszy były skierowane w stronę kamery.</li>
	<li>Stopniowo zwiększaj prędkość bieżni do 20 cm/s; jest to optymalna prędkość zapewniająca stabilny chód u większości zdrowych myszy. 
	Uwaga: Chociaż optymalne jest, aby wszystkie myszy poruszały się z taką samą prędkością, niektóre z nich mogą nie być w stanie utrzymywać tej prędkości w sposób stały.
	<ol>
		<li>Jeśli mysz nie jest w stanie iść z prędkością 20 cm/s, należy zmniejszyć prędkość w razie potrzeby i koniecznie odnotować ten fakt. Zmniejszaj prędkość bieżni do momentu uzyskania spójnych cykli kroku. 
		Uwaga: Późniejsza analiza danych może pozwolić na skorygowanie różnic w prędkościach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozpocząć nagrywanie wideo, gdy mysz zacznie iść stabilnym krokiem (tj., idąc ze stałą prędkością, bez wznoszenia przedniej części ciała ani chwiania się na boki). Nagrywanie należy kontynuować do momentu zarejestrowania od 8 do 12 następujących po sobie cykli krokowych. Dla każdego filmu należy zapisać prędkość bieżni oraz stronę zwierzęcia, która była rejestrowana.</li>
	<li>Po zakończeniu rejestracji wyłącz bieżnię i umieść mysz z powrotem w klatce. Dokładnie wyczyść bieżnię pomiędzy kolejnymi pomiarami, ponieważ zapachy pozostawione przez inne myszy mogą wpłynąć na zachowanie kolejnych zwierząt. Aby zredukować stres i zapobiec uszkodzeniom skóry, nie usuwaj markerów; pozwól myszom usunąć je samodzielnie.</li>
</ol>
4. Analiza
<ol>
	<li>Przetwórz filmy za pomocą oprogramowania do analizy ruchu. 
	Uwaga: W naszych eksperymentach wykorzystano niestandardowe skrypty zaprojektowane dla oprogramowania do obrazowania i statystyki (patrz Tabela materiałów), napisane przez dr. Nicolasa Stifaniego. Poniższe kroki są wykonywane przy użyciu wybranego oprogramowania do analizy ruchu.
	<ol>
		<li>Wyodrębnij współrzędne pikselowe markerów z filmów, a następnie, korzystając z filmu kalibracyjnego, przekształć wartości pikseli na centymetry i oblicz kąty w stawach dla każdej klatki.</li>
		<li>Zidentyfikuj początek i koniec każdego cyklu kroku, aby uzyskać informacje o czasie trwania i długości kroku.</li>
		<li>Znormalizuj czas trwania cyklu kroku do 200 znormalizowanych klatek, tak aby faza przenoszenia i faza podparcia były reprezentowane odpowiednio przez 100 klatek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykorzystując znormalizowane klatki, oblicz parametry kinematyczne do analizy danych przy użyciu oprogramowania arkuszowego (patrz Tabela materiałów).
	<ol>
		<li>Aby wyznaczyć średni kąt konkretnego stawu, oblicz średnią wszystkich kątów w znormalizowanej klatce według wzoru: 
		<img src="/files/ftp_upload/56032/56032eq1v4.jpg" /> 
		Uwaga: Tutaj x oznacza wartość kąta w danej znormalizowanej klatce, a n oznacza numer znormalizowanej klatki.</li>
		<li>Aby wyznaczyć zakres ruchu konkretnego stawu dla danej myszy, odejmij najmniejszy kąt od największego kąta w zestawie znormalizowanych klatek w następujący sposób: 
		Zakres ruchu = Kątmaksymalny - Kątminimalny. 
		Uwaga: Tutaj Kątmaksymalny i Kątminimalny to odpowiednio największy i najmniejszy kąt osiągnięty w znormalizowanym cyklu kroku.</li>
		<li>Aby wyznaczyć różnicę RMS, najpierw odejmij średni kąt z każdego eksperymentalnego punktu czasowego od rejestracji bazowej. Następnie podnieś każdą różnicę do kwadratu, oblicz średnią wszystkich wartości kwadratowych, a następnie wyciągnij pierwiastek kwadratowy ze średniej. Równanie wygląda następująco: 
		<img src="/files/ftp_upload/56032/56032eq3v4.jpg" /> 
		Uwaga: Tutaj <img src="/files/ftp_upload/56032/56032eq4.jpg" /> reprezentuje średni kąt z rejestracji bazowej; y reprezentuje średni kąt z każdego eksperymentalnego punktu czasowego; n reprezentuje liczbę znormalizowanych klatek. Różnica pierwiastka średniokwadratowego (RMS) jest miarą służącą do oceny odchylenia chodu od rejestracji bazowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj naukowego oprogramowania do tworzenia wykresów i analizy statystycznej, aby przeanalizować i zaprezentować dane (patrz Tabela materiałów).</li>
</ol>

<ol><li>Giladi, N., Horak, F. B., Hausdorff, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Classification+of+gait+disturbances%3A+distinguishing+between+continuous+and+episodic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Mov+Disord%22%5BJournal%5D)">Classification of gait disturbances: distinguishing between continuous and episodic changes.</a> Mov Disord. 28 (11), 1469-1473 (2013).</li>
<li>Kiehn, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoding+the+organization+of+spinal+circuits+that+control+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decoding the organization of spinal circuits that control locomotion.</a> Nat Rev Neurosci. 17 (4), 224-238 (2016).</li>
<li>Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degradation+of+mouse+locomotor+pattern+in+the+absence+of+proprioceptive+sensory+feedback%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16877-16882 (2014).</li>
<li>Hafezparast, M., Ahmad-Annuar, A., Wood, N. W., Tabrizi, S. J., Fisher, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+for+neurological+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Mouse models for neurological disease.</a> Lancet Neurol. 1 (4), 215-224 (2002).</li>
<li>Basso, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basso+Mouse+Scale+for+locomotion+detects+differences+in+recovery+after+spinal+cord+injury+in+five+common+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains.</a> J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).</li>
<li>Tatem, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+locomotor+measurements+using+an+open+field+activity+monitoring+system+for+skeletal+muscle+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Behavioral and locomotor measurements using an open field activity monitoring system for skeletal muscle diseases.</a> J Vis Exp. (91), e51785(2014).</li>
<li>Hetze, S., Romer, C., Teufelhart, C., Meisel, A., Engel, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gait+analysis+as+a+method+for+assessing+neurological+outcome+in+a+mouse+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Gait analysis as a method for assessing neurological outcome in a mouse model of stroke.</a> J Neurosci Methods. 206 (1), 7-14 (2012).</li>
<li>Preisig, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+video+gait+analysis+reveals+early+and+characteristic+locomotor+phenotypes+in+mouse+models+of+neurodegenerative+movement+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">High-speed video gait analysis reveals early and characteristic locomotor phenotypes in mouse models of neurodegenerative movement disorders.</a> Behav Brain Res. 311, 340-353 (2016).</li>
<li>Leblond, H., L'Esperance, M., Orsal, D., Rossignol, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treadmill+locomotion+in+the+intact+and+spinal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Treadmill locomotion in the intact and spinal mouse.</a> J Neurosci. 23 (36), 11411-11419 (2003).</li>
<li>Ueno, M., Yamashita, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinematic+analyses+reveal+impaired+locomotion+following+injury+of+the+motor+cortex+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Kinematic analyses reveal impaired locomotion following injury of the motor cortex in mice.</a> Exp Neurol. 230 (2), 280-290 (2011).</li>
<li>Zorner, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+locomotor+recovery%3A+comprehensive+quantification+of+impairments+after+CNS+damage+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Profiling locomotor recovery: comprehensive quantification of impairments after CNS damage in rodents.</a> Nat Methods. 7 (9), 701-708 (2010).</li>
<li>Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+electrode+configuration+for+recording+electromyographic+activity+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice.</a> J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).</li>
<li>Balkaya, M., Krober, J. M., Rex, A., Endres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+post-stroke+behavior+in+mouse+models+of+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 33 (3), 330-338 (2013).</li>
<li>Akay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+measurement+of+muscle+denervation+and+locomotor+behavior+in+individual+wild-type+and+ALS+model+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice.</a> J Neurophysiol. 111 (3), 694-703 (2014).</li>
<li>Taylor, T. N., Greene, J. G., Miller, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+phenotyping+of+mouse+models+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Behavioral phenotyping of mouse models of Parkinson's disease.</a> Behav Brain Res. 211 (1), 1-10 (2010).</li>
<li>Chen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+Histopathological+and+Behavioral+Outcomes+Eight+Weeks+after+Rat+Spinal+Cord+Injury+by+Contusion%2C+Dislocation%2C+and+Distraction+Mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Differential Histopathological and Behavioral Outcomes Eight Weeks after Rat Spinal Cord Injury by Contusion, Dislocation, and Distraction Mechanisms.</a> J Neurotrauma. 33 (18), 1667-1684 (2016).</li>
<li>de Bruin, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+rodent+models+and+behavioral+measures+reveal+unexpected+responses+to+FTY720+and+DMF+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Multiple rodent models and behavioral measures reveal unexpected responses to FTY720 and DMF in experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Behav Brain Res. 300, 160-174 (2016).</li>
<li>Steinman, L., Zamvil, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+successfully+apply+animal+studies+in+experimental+allergic+encephalomyelitis+to+research+on+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Neurol%22%5BJournal%5D)">How to successfully apply animal studies in experimental allergic encephalomyelitis to research on multiple sclerosis.</a> Ann Neurol. 60 (1), 12-21 (2006).</li>
<li>Emerson, M. R., Gallagher, R. J., Marquis, J. G., LeVine, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+the+ability+of+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+to+serve+as+a+more+rigorous+model+of+multiple+sclerosis+through+refinement+of+the+experimental+design%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">Enhancing the ability of experimental autoimmune encephalomyelitis to serve as a more rigorous model of multiple sclerosis through refinement of the experimental design.</a> Comp Med. 59 (2), 112-128 (2009).</li>
<li>Bittner, S., Afzali, A. M., Wiendl, H., Meuth, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myelin+oligodendrocyte+glycoprotein+%28MOG35-55%29+induced+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+%28EAE%29+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG35-55) induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in C57BL/6 mice.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li>
<li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+and+clinical+scoring+of+chronic-relapsing+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Induction and clinical scoring of chronic-relapsing experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> J Vis Exp. (5), e224(2007).</li>
<li>Barthelmes, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+Experimental+Autoimmune+Encephalomyelitis+in+Mice+and+Evaluation+of+the+Disease-dependent+Distribution+of+Immune+Cells+in+Various+Tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Induction of Experimental Autoimmune Encephalomyelitis in Mice and Evaluation of the Disease-dependent Distribution of Immune Cells in Various Tissues.</a> J Vis Exp. (111), (2016).</li>
<li>Shaw, M. K., Zhao, X. Q., Tse, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overcoming+unresponsiveness+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+%28EAE%29+resistant+mouse+strains+by+adoptive+transfer+and+antigenic+challenge%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Overcoming unresponsiveness in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) resistant mouse strains by adoptive transfer and antigenic challenge.</a> J Vis Exp. (62), e3778(2012).</li>
<li>Stromnes, I. M., Goverman, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+induction+of+experimental+allergic+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Passive induction of experimental allergic encephalomyelitis.</a> Nat Protoc. 1 (4), 1952-1960 (2006).</li>
<li>Stromnes, I. M., Goverman, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+induction+of+experimental+allergic+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Active induction of experimental allergic encephalomyelitis.</a> Nat Protoc. 1 (4), 1810-1819 (2006).</li>
<li>Fiander, M. D., Stifani, N., Nichols, M., Akay, T., Robertson, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinematic+gait+parameters+are+highly+sensitive+measures+of+motor+deficits+and+spinal+cord+injury+in+mice+subjected+to+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Kinematic gait parameters are highly sensitive measures of motor deficits and spinal cord injury in mice subjected to experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Behav Brain Res. 317, 95-108 (2017).</li>
<li>Jones, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+pathological+outcomes+in+MOG+35-55+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and pathological outcomes in MOG 35-55 experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> J Neuroimmunol. 199 (1-2), 83-93 (2008).</li>
<li>van den Berg, R., Laman, J. D., van Meurs, M., Hintzen, R. Q., Hoogenraad, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rotarod+motor+performance+and+advanced+spinal+cord+lesion+image+analysis+refine+assessment+of+neurodegeneration+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Rotarod motor performance and advanced spinal cord lesion image analysis refine assessment of neurodegeneration in experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> J Neurosci Methods. 262, 66-76 (2016).</li>
<li>Sasaki, M., Lankford, K. L., Brown, R. J., Ruddle, N. H., Kocsis, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+experimental+autoimmune+encephalomyelitis+in+the+Lewis+rat+induced+by+immunization+with+myelin+oligodendrocyte+glycoprotein+and+intraspinal+injection+of+vascular+endothelial+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Focal experimental autoimmune encephalomyelitis in the Lewis rat induced by immunization with myelin oligodendrocyte glycoprotein and intraspinal injection of vascular endothelial growth factor.</a> Glia. 58 (13), 1523-1531 (2010).</li>
<li>Merkler, D., Ernsting, T., Kerschensteiner, M., Bruck, W., Stadelmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+focal+EAE+model+of+cortical+demyelination%3A+multiple+sclerosis-like+lesions+with+rapid+resolution+of+inflammation+and+extensive+remyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%22%5BJournal%5D)">A new focal EAE model of cortical demyelination: multiple sclerosis-like lesions with rapid resolution of inflammation and extensive remyelination.</a> Brain. 129 (Pt 8), 1972-1983 (2006).</li>
<li>Franco-Pons, N., Torrente, M., Colomina, M. T., Vilella, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+deficits+in+the+cuprizone-induced+murine+model+of+demyelination%2Fremyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Lett%22%5BJournal%5D)">Behavioral deficits in the cuprizone-induced murine model of demyelination/remyelination.</a> Toxicol Lett. 169 (3), 205-213 (2007).</li>
<li>Goldberg, N. R., Hampton, T., McCue, S., Kale, A., Meshul, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+changes+in+gait+dynamics+resulting+from+progressive+1-methyl-4-phenyl-1%2C2%2C3%2C6-tetrahydropyridine-induced+nigrostriatal+lesioning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Profiling changes in gait dynamics resulting from progressive 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-induced nigrostriatal lesioning.</a> J Neurosci Res. 89 (10), 1698-1706 (2011).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają nic do ujawnienia.

U myszy z EAE dwie najczęstsze metody pomiaru deficytów motorycznych to ocena kliniczna i opóźnienie upadku z obrotu27,28. Techniki te mają kilka ograniczeń. Chociaż jest to wygodne i szeroko stosowane, ocena kliniczna jest ograniczona przez dostarczanie tylko danych na poziomie porządkowym, co oznacza, że wielkość różnic między wynikami klinicznymi nie jest znana. Ocena kliniczna cierpi również z powodu niemożności dostarczenia precyzyjnych informacji na temat c...

Chód to seria powtarzających się ruchów kończyn używanych do poruszania się. Chód składa się z cykli kroków, które są podzielone na dwie fazy: fazę postawy, która ma miejsce, gdy stopa porusza się do tyłu po ziemi, aby popchnąć ciało do przodu; oraz faza wymachu, w której stopa odrywa się od ziemi i porusza się do przodu. Zaburzenia chodu są charakterystycznymi cechami wielu zaburzeń neurodegeneracyjnych, takich jak uraz rdzenia kręgowego (SCI), stwardnienie rozsiane (SM), stwardnienie zanikowe boczne (ALS), choroba Parkinsona (PD) i udar mózgu; Przedkliniczne modele tych zaburzeń u gryzoni często podsumowują ich odpowiednie upośledzenie chodu1. Podstawowe mechanizmy kontroli lokomocji u myszy zostały intensywnie zbadane2,3. Ponadto istnieją mysie modele wielu ludzkich zaburzeń neurologicznych4. Analiza chodu u myszy jest zatem atrakcyjnym podejściem do pomiaru wielu aspektów deficytów motorycznych, które mają znane korelacje anatomiczne. Badanie chodu w modelach mysich może dostarczyć informacji na temat neuropatologicznych podstaw deficytów lokomotorycznych w zaburzeniach neurodegeneracyjnych i umożliwić identyfikację potencjalnych metod leczenia.
Niektóre techniki, które zostały użyte do pomiaru chodu u gryzoni, obejmują inspekcję wzrokową (np. skala myszy Basso5 i test otwartego pola6) oraz analizę chodu z płaszczyzny brzusznej7. Ostatnio metody pomiaru kinematyki w płaszczyźnie strzałkowej ruchów kończyn tylnych zyskały na popularności, ponieważ dostarczają więcej informacji na temat wykonywania ruchu, a co za tym idzie, są bardziej wrażliwe na subtelne zmiany chodu8,9,10,11. Techniki kinematyczne opracowane do badania ruchów kończyn tylnych w płaszczyźnie strzałkowej podczas chodzenia na bieżni9,12 były szeroko badane w kontekście SCI, ALS, urazowych urazów kory mózgowej, udaru mózgu i choroby Huntingtona8,9,10,11,13,14,15,16. W przeciwieństwie do tego, techniki te miały ograniczone zastosowanie w badaniu deficytów lokomotorycznych dla mysich modeli stwardnienia rozsianego17.
Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia (EAE) jest najczęściej używanym modelem myszy w klasie MS<sup="xref">18. Dwie główne metody indukowania EAE to aktywne lub bierne szczepienie. W aktywnym EAE myszy są immunizowane antygenami mielinowymi, powodując autoreaktywne zapalenie nerwów za pośrednictwem limfocytów T i demielinizację w rdzeniu kręgowym i móżdżku. Z drugiej strony, pasywne EAE jest indukowane przez przeniesienie autoreaktywnych limfocytów T z myszy z aktywnym EAE do naiwnej myszy 19. Jak opisano w innym miejscu, na przebieg choroby i neuropatologię ma wpływ antygen ośrodkowego układu nerwowego (OUN) i szczep myszy20,21,22,23,24,25. W eksperymentach EAE myszom kontrolnym wstrzykuje się kompletny adiuwant Freunda (CFA) bez antygenu mielinowego. EAE charakteryzuje się paraliżem wstępującym, który zaczyna się od osłabienia ogona i może potencjalnie obejmować kończyny przednie, powodując ataksję i paraliż20. Niedawno scharakteryzowaliśmy zmiany chodu u myszy C57Bl / 6 poddanych działaniu EAE indukowanej glikoproteiną mielinową oligodendrocytów 35-55 (MOG35-55). Badania te wykazały, że analiza chodu jest lepsza niż klasyczna analiza behawioralna, ponieważ odchylenia od normalnego ruchu kostki są silnie skorelowane ze stopniem utraty istoty białej w odcinku lędźwiowym rdzenia kręgowego myszy EAE26. Natomiast siła korelacji między utratą istoty białej a dwoma innymi tradycyjnymi miarami behawioralnymi (punktacja kliniczna i rotarod) była znacznie słabsza26.
Opisujemy tutaj użycie analizy kinematycznej chodu do wykrywania deficytów ruchowych w płaszczyźnie strzałkowej myszy EAE chodzących na bieżni. Pięć odblaskowych znaczników umieszczono na tylnej kończynie, aby zidentyfikować ruch stawów biodrowych, kolanowych i skokowych w nagraniach wideo z dużą prędkością. Oprogramowanie do analizy ruchu zostało wykorzystane do wyodrębnienia danych kinematycznych dotyczących wspólnych przemieszczeń. Omówiono przydatność tych technik do ilościowego określania deficytów ruchowych dla modelu MOG35-55 EAE. Techniki te mają również zastosowanie do badania deficytów chodu w innych mysich modelach zaburzeń neurodegeneracyjnych.

<table><tbody><tr><td>Aparat</td><td>fotograficzny</td><td>Nikon Nikon D750</td><td>Służy do filmowania filmu Taśma</td></tr><tr><td>odblaskowa</td><td>B& L Engineering</td><td>MKR-Tape-2</td><td></td></tr><tr><td>Drobne nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>15023-10</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Pistolet do klejenia</td><td>Craftsmart</td><td>E231647</td><td></td></tr><tr><td>rękojeść skalpela #4</td><td>Roboz</td><td>R5-9884</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela nr 10</td><td>Pióro</td><td>2020-12</td><td></td></tr><tr><td>Myszy C57BL/6</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maszyna anestezjologiczna</td><td>EZ Anesthesia</td><td>EZ-AF9000 Auto Flow System</td><td></td></tr><tr><td>Koc grzewczy z recyrkulacją wody</td><td>Androit</td><td>HTP-1500</td><td></td></tr><tr><td>miejscowy smar do oczu</td><td>Odśwież</td><td>DIN00210889</td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Oster</td><td>78997-010</td><td></td></tr><tr><td>Szybka kamera</td><td>Fastec Fastec</td><td> IL3-100</td><td></td></tr><tr><td>Światło dużej mocy</td><td>Smith Victor Corporation</td><td>Model 700 SG (600 Watt kwarcowe światło, 120 woltów)</td><td></td></tr> <tr><td>Statyw oświetleniowy</td> Bieżnia <td>Promaster</td><td>LS1</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Zbudowana na zamówienie w Instytucie Zoologicznym Uniwersytetu w Kolonii</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microsoft Excel 2016</td><td></td><td>Microsoft Version 2016</td><td></td></tr><tr><td>KinemaJ</td><td>Nicolas Stifani</td><td></td><td>Jest to skrypt wygenerowany do użytku z ImageJ</td></tr><tr><td>KinemaR</td><td>Nicolas Stifani</td><td></td><td>Jest to skrypt wygenerowany do użytku z Rstudio</td></tr><tr><td>Vicon Motus</td><td>Vicon Motus</td><td>Version 9.00</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td></td><td>GraphPad Version 6.00</td><td></td></tr></tbody></table>

analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy c57bl/6 poddanych eksperymentalnemu autoimmunologicznemu zapaleniu mózgu i rdzenia wywołanemu mog35-55

Sagittal Plane Kinematic Gait Analysis in C57BL/6 Mice Subjected to MOG35-55 Induced Experimental Autoimmune Encephalomyelitis

Analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej była często używana do charakteryzowania deficytów motorycznych w stwardnieniu rozsianym (SM). Opisujemy zastosowanie tych technik do identyfikacji deficytów chodu w mysim modelu stwardnienia rozsianego, znanego jako eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia kręgowego (EAE). Paraliż i deficyty motoryczne u myszy poddanych EAE są zwykle oceniane za pomocą klinicznej skali punktacji. Jednak skala ta daje tylko dane porządkowe, które dostarczają niewiele informacji na temat dokładnej natury deficytów motorycznych. Nasilenie choroby EAE oceniano również na podstawie wydajności rotarodu, która stanowi miarę ogólnej koordynacji ruchowej. Natomiast analiza kinematyczna chodu kończyny tylnej w płaszczyźnie strzałkowej generuje bardzo precyzyjne informacje o tym, w jaki sposób ruch jest upośledzony. Aby wykonać tę procedurę, na tylnej kończynie umieszcza się odblaskowe znaczniki, które wykrywają ruch stawu, gdy mysz chodzi po bieżni. Oprogramowanie do analizy ruchu służy do pomiaru ruchu znaczników podczas chodzenia. Parametry chodu kinematycznego są następnie wyprowadzane z danych wynikowych. Pokazujemy, w jaki sposób te parametry chodu można wykorzystać do ilościowego określenia upośledzonych ruchów stawów biodrowych, kolanowych i skokowych w EAE. Techniki te mogą być wykorzystane do lepszego zrozumienia mechanizmów chorobowych i identyfikacji potencjalnych metod leczenia stwardnienia rozsianego i innych zaburzeń neurodegeneracyjnych, które upośledzają mobilność.

Rycina 1 przedstawia schemat procedury stosowanej w kinematycznej analizie chodu. Najpierw wykonuje się markery odblaskowe i umieszcza je na myszy w 5 punktach anatomicznych. Następnie rejestruje się chód podczas poruszania się myszy na bieżni. Do wyodrębnienia danych kinematycznych do późniejszej analizy wykorzystuje się oprogramowanie do analizy ruchu.
Rycina 2A-C przedstawia cykl kroku myszy kontrolnej CFA dla kątó...

Analiza chodu kinematycznego w płaszczyźnie strzałkowej dostarcza bardzo precyzyjnych informacji o tym, jak wykonywany jest ruch. Opisujemy zastosowanie tych technik do identyfikacji deficytów chodu u myszy poddanych demielinizacji o podłożu autoimmunologicznym. Metody te mogą być również wykorzystane do scharakteryzowania deficytów chodu dla innych modeli myszy z upośledzoną lokomocją.

Analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 poddanych eksperymentalnemu autoimmunologicznemu zapaleniu mózgu i rdzenia wywołanemu MOG35-55

Kinematic gait analysis in the sagittal plane has frequently been used to characterize motor deficits in multiple sclerosis (MS). We describe the ...

Ogólnym celem tej procedury jest pomiar funkcjonalnych zaburzeń motorycznych w eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniu mózgu i rdzenia kręgowym lub EAE, stwardnieniu rozsianym w modelu myszy przy użyciu kinematycznej analizy chodu. Zastosowanie kinematycznej analizy chodu do zachowań związanych z chodzeniem myszy zostało już wcześniej ustalone i opisane przez innych. Deficyty neurologiczne w EAE wynikają z zapalenia neuronów i sporadycznej utraty istoty białej w całym rdzeniu kręgowym i móżdżku.Tradycyjnie, stabilność motoryczna u myszy EAE była oceniana za pomocą systemów punktacji klinicznej, w których myszom przypisuje się wynik kliniczny na podstawie wrażenia obserwatora na temat nasilenia deficytów motorycznych. Dane z wyników klinicznych są porządkowe i nie korelują dobrze z histopatologią rdzenia kręgowego. Niedawno wykazano, że analiza kinematyczna chodu jest lepszym behawioralnym korelatem utraty istoty białej niż wyniki kliniczne, a także zapewnia obiektywny opis deficytów chodzenia u myszy EAE.Technika ta polega na umieszczeniu odblaskowych znaczników na wysokich kończynach myszy i umożliwieniu im chodzenia na bieżni podczas nagrywania za pomocą szybkiej kamery. P

sagittal-plane-kinematic-gait-analysis-c57bl6-mice-subjected-to-mog35

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje metodę wywoływania eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia (EAE) poprzez wstrzykiwanie peptydów pochodzących z mieliny z adiuwantem w celu aktywacji autoreaktywnych limfocytów T, które migrują do mózgu. Toksyna krztuścowa jest podawana w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg, umożliwiając tym limfocytom T i innym komórkom odpornościowym przedostanie się do mózgu. Te komórki odpornościowe powodują demielinizację, co prowadzi do...

Generowanie eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego w modelu mysim

Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia (EAE) jest uznanym zwierzęcym modelem stwardnienia rozsianego. Myszy C57BL/6 są immunizowane peptydem 35-55 (MOG) glikoproteiny oligodendrocytów mieliny (MOG) (MOG35-55), co powoduje narastający porażenie wiotkie spowodowane przez autoreaktywne komórki odpornościowe w ośrodkowym układzie nerwowym. Omówione zostaną protokoły indukcji i monitorowania choroby.

Glikoproteina oligodendrocytów mielinowych (MOG35-55) indukowana eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia kręgowego (EAE) u myszy C57BL / 6

Precyzyjna ocena reakcji na ból w neuropatycznym modelu zwierzęcym jest kluczowa dla zbadania patofizjologii chorób bólowych i opracowania nowych leków przeciwbólowych. Przedstawiamy czułą i obiektywną metodę określania funkcji sensorycznej tylnej łapy gryzonia za pomocą zautomatyzowanego systemu analizy chodu.

Zautomatyzowana analiza chodu u myszy z przewlekłym urazem zwężenia

W tym badaniu demonstrujemy wykorzystanie kinematycznej analizy chodu opartej na obrazowaniu w płaszczyźnie brzusznej do monitorowania subtelnych zmian w koordynacji ruchowej, jak również postępu neurodegeneracji wraz z wiekiem w modelach mysich (np. linie myszy z mutacją endofiliny).

Analiza chodu zależnych od wieku zaburzeń motorycznych u myszy z neurodegeneracją

Prezentowany tutaj jest protokół do zbierania i analizy trójwymiarowej kinematyki poruszania się czworonożnych u gryzoni do badań przedklinicznych.

Analiza kinematyczna chodu 3D do badań przedklinicznych na gryzoniach

Analiza śladów to tania alternatywa dla cyfrowych programów do analizy chodu dla badaczy kwantyfikujących nieprawidłowości ruchowe u myszy. Ze względu na swoją szybkość, prostotę i potencjał podłużny idealnie nadaje się do fenotypowania behawioralnego modeli mysich.

Tania analiza chodu do fenotypowania behawioralnego mysich modeli choroby nerwowo-mięśniowej

Niniejszy protokół opisuje indukcję eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia w modelu mysim przy użyciu glikoproteiny oligodendrocytów mieliny i monitorowanie procesu chorobowego za pomocą systemu punktacji klinicznej. Eksperymentalne objawy związane z autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia kręgowego są analizowane za pomocą analizy mikrotomografii komputerowej kości udowej myszy i testu terenowego w celu kompleksowej oceny procesu chorobowego.

Indukcja i zróżnicowane wskaźniki oceny eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego

Dostarczono eksperymentalny potok do ilościowego opisu wzorca lokomotorycznego swobodnie chodzących myszy za pomocą zestawu narzędzi MouseWalker (MW), począwszy od wstępnych nagrań wideo i śledzenia, a skończywszy na analizie po kwantyfikacji. W celu wykazania użyteczności systemu MW wykorzystano model kontuzji rdzenia kręgowego u myszy.

Wykorzystanie MouseWalker do ilościowego określenia dysfunkcji lokomotorycznej w mysim modelu urazu rdzenia kręgowego

Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia jest jednym z najczęściej stosowanych mysich modeli stwardnienia rozsianego. W obecnym protokole myszy C57BL/6J obu płci są immunizowane peptydem glikoproteinowym oligodendrocytów mielinowych, co skutkuje głównie wznoszącym się niedowładem ogona i kończyn. W tym miejscu omówiono protokół indukcji i oceny EAE.

Modelowanie stwardnienia rozsianego u obu płci: eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie mózgu i rdzenia wywołane MOG35-55

Przedstawiamy niskonakładowy, bezznacznikowy proces za pomocą DeepLabCut do ilościowego określania spontanicznego chodu i lokomocji u myszy poruszających się swobodnie. Ten protokół integruje nagranie wideo z jedną kamerą, bezznacznikowe śledzenie punktów anatomicznych i wyodrębnianie parametrów lokomocji przestrzenno-czasowych, zapewniając nieinwazyjne i dostępne narzędzie do analizy zachowań motorycznych bez specjalistycznego sprzętu.

Tani niskokosztowy proces bez markerów oparty na DeepLabCut do analizy spontanicznego chodu i lokomocji u myszy poruszających się swobodnie

Poznaj analizę kinematyczną chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 z eksperymentalnym autoimmunologicznym zapaleniem mózgu i rdzenia wywołanym MOG35-55. Ta metoda pozwala obiektywnie ocenić deficyty motoryczne.

Analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 poddanych eksperymentalnemu autoimmunologicznemu zapaleniu mózgu i rdzenia wywołanemu MOG35-55 (Wideo) | JoVE Journal

Analiza kinematyczna chodu w płaszczyźnie strzałkowej u myszy C57BL/6 poddanych eksperymentalnemu autoimmunologicznemu zapaleniu mózgu i rdzenia wywołanemu MOG35-55

Przeglądaj więcej filmów